JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

أمراض الكبد هي الناجمة عن العديد من الأسباب التي تعزز التليف أو تليف الكبد. زرع هو الخيار الوحيد لاستعادة الصحة. ومع ذلك، ونظرا لندرة الأعضاء القابلة للزراعة، يجب استكشاف البدائل. تقترح أبحاثنا زرع سقالات الكولاجين في أنسجة الكبد من نموذج حيواني.

Abstract

أمراض الكبد هي السبب الرئيسي للوفاة في جميع أنحاء العالم. الإفراط في استهلاك الكحول، واتباع نظام غذائي عالي الدهون، والتهاب الكبد الوبائي C فيروس تعزيز التليف، تليف الكبد، و / أو سرطان الكبد. زرع الكبد هو الإجراء الموصى به سريريا لتحسين وإطالة العمر الافتراضي للمرضى في مراحل المرض المتقدمة. ومع ذلك، فإن 10٪ فقط من عمليات الزرع ناجحة، مع توافر الأعضاء، والإجراءات السابقة للجراحة وما بعد الجراحة، وارتفاع التكاليف يرتبط مباشرة مع تلك النتيجة. ظهرت سقالات المصفوفة خارج الخلية (ECM) كبديل لاستعادة الأنسجة. التوافق البيولوجي وقبول الكسب غير المشروع هي الخصائص المفيدة الرئيسية لتلك المواد الحيوية. على الرغم من أن القدرة على استعادة حجم ووظيفة الصحيح للكبد قد تم تقييمها في نماذج استئصال الكبد الكبد, لم يتم تقييم استخدام السقالات أو نوع من الدعم لتحل محل حجم كتلة الكبد extirpated.

تم إجراء استئصال الكبد الجزئي في كبد الفئران مع زراعة سقالة مصفوفة الكولاجين (CMS) من كوندل البقري. تمت إزالة أنسجة فص الكبد الأيسر (حوالي 40٪)، وزرعت نسبة متساوية من CMS جراحيا. تم تقييم اختبارات وظائف الكبد قبل وبعد العملية الجراحية. بعد أيام 3 و 14 و 21 ، تم قتل الحيوانات ، وأجريت تقييمات العيان والهسولوجيا. في اليومين 3 و 14 ، لوحظت الأنسجة الدهنية المحيطة ب CMS ، مع عدم وجود دليل سريري على الرفض أو العدوى ، وكذلك الشكل الجديد للأوعية وإعادة امتصاص CMS في اليوم 21. كان هناك دليل الهلوسة من عملية التهاب ضئيلة والهجرة من الخلايا المجاورة لCMS، لوحظ مع hematoxylin وeosin (H &؛ E) وتلطيخ ماسون ثلاثي الألوان. وقد ثبت أن CMS أداء جيدا في أنسجة الكبد ويمكن أن يكون بديلا مفيدا لدراسة تجديد الأنسجة وإصلاحها في أمراض الكبد المزمنة.

Introduction

الكبد هو واحد من أهم الأجهزة المشاركة في الحفاظ على التوازن وإنتاج البروتين1. لسوء الحظ، أمراض الكبد هي السبب الرئيسي للوفاة في جميع أنحاء العالم. في مراحل متقدمة من تلف الكبد، والتي تشمل تليف الكبد وسرطان الكبد الخلوي، زرع الكبد هو الإجراء الموصى به سريريا. ومع ذلك ، نظرا لندرة المتبرعين وانخفاض معدل عمليات الزرع الناجحة ، تم تطوير تقنيات جديدة في هندسة الأنسجة (TE) والطب التجديدي (RM)2،3.

TE ينطوي على استخدام الخلايا الجذعية، السقالات، وعوامل النمو4 لتعزيز استعادة الأعضاء الملتهبة، الليفية، والأنسجة1،5،6. المواد الحيوية المستخدمة في السقالات تحاكي ECM الأصلي ، وتوفير الإشارات الفيزيائية والكيميائية والبيولوجية لإعادة عرض الخلوية الموجهة7. الكولاجين هو واحد من البروتينات الأكثر وفرة التي تم الحصول عليها من الأدمة والأوتار والأمعاء، وتوالف8،9. وعلاوة على ذلك، يمكن الحصول على الكولاجين باعتباره البوليمر الحيوي لإنتاج السقالات ثنائي وثلاثي الأبعاد من خلال الطباعة الحيوية أو electrospinning10،11. هذه المجموعة هي أول من أبلغ عن استخدام الكولاجين من مصدر العظام لتجديد أنسجة الكبد. وتفيد دراسة أخرى عن استخدام السقالات المركبة من الكولاجين البقري، والتي تم الحصول عليها من الجلد، مع المسام متجانسة وقريبة، دون أي اتصال بينهما12.

Decellularization يحافظ على ECM الأصلي، مما يسمح لدمج لاحق من الخلايا مع الخلايا الجذعيةالمحتملة 13،14. ومع ذلك ، لا يزال هذا الإجراء في المرحلة التجريبية في الكبد والقلب والكلى والأمعاء الدقيقة والمثانة البولية من الفئران والجرذان والأرانب والخنازير والأغنام والماشية والخيول3و14. حاليا، لا يتم استبدال حجم كتلة الكبد استئصالها في أي من نماذج استئصال الكبد الحيواني. ومع ذلك، فإن استخدام دعم إضافي أو شبكة (المواد الحيوية) التي تمكن من انتشار الخلايا وتولد الأوعية يمكن أن تكون ضرورية لاستعادة سريعة من وظائف الكبد parenchymal. وهكذا، يمكن استخدام السقالات كنهج بديلة لتجديد أو إصلاح الأنسجة في أمراض الكبد المزمنة، وبالتالي، القضاء على القيود الناجمة عن التبرع والمضاعفات السريرية لزرع الكبد.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

وقد وافقت لجنة الأخلاقيات التابعة لكلية الطب (DI/115/2015) على هذا البحث في الجامعة الوطنية للطب ولجنة الأخلاقيات التابعة للمستشفى العام في المكسيك (CI/314/15). وتفي المؤسسة بجميع المواصفات التقنية لإنتاج الحيوانات المختبرية ورعايتها واستخدامها، وهي معتمدة قانونا بموجب القانون الوطني (NOM-062-ZOO-1999). تم الحصول على فئران الويستار الذكور التي يتراوح وزنها بين 150 و 250 جراما (6-8 أسابيع) من مرفق الحيوانات المختبري التابع لكلية الطب، UNAM، لهذه الدراسة.

1. الحصول على سقالات مصفوفة الكولاجين من عظم الفخذ البقري

  1. الحصول على condyle من عظم الفخذ البقري من مسلخ معتمد من قبل السلطات الصحية والزراعية في المكسيك.
    1. تشريح بعناية الدهون condyle, العضلات, والغضاريف مع أداة جراحية. قطع شظايا condyle إلى شظايا 3 سم × 3 سم باستخدام قاطع المنشار وتنظيف الدهون والدم بمنشفة. غسل شظايا كونديل بالماء.
    2. يغلي (92 درجة مئوية) شظايا مع 1 لتر من المنظفات أنيوني (10 غرام / لتر) لمدة 30 دقيقة. غسل شظايا كونديل مرتين لإزالة أي بقايا من المنظفات الأنيونية.
    3. جفف شظايا الكوندل لمدة 3 ساعات باستخدام ورق الفلتر (0.5 مم).
  2. إعداد مثلث (1 سم × 1 سم × 1 سم) CMS من سمك 0.5 سم من شظايا المذكورة في الخطوة 1.1(الشكل 1A).
    1. إزالة الألغام شظايا في 100 مل من 0.5 M HCl لمدة 10 دقيقة مع التحريض المستمر. إزالة HCl.
      ملاحظة: تحييد HCl مع هيدروكسيد الصوديوم (10 م).
    2. شطف شظايا ثلاث مرات مع 100 مل من الماء المقطر، 15 دقيقة في كل مرة، مع التحريض المستمر. قم بتجفيف نظام إدارة المحتوى بورق فلتر (0.5 مم) لمدة ساعة واحدة.
    3. استخدام مجهر ستيريو15 لتحليل الخصائص الهيكلية للCMS (حجم المسام، وتشكيل المسام، والترابط المسامية)(الشكل 1B).
    4. استخدام المجهر الإلكتروني المسحالضوئي 16 لتحليل السطح الخشن من trabeculae CMS (الشكل 1C).
    5. استخدام أداة تشريح لمزج وتمتد لتقييم التغيرات الميكانيكية (اللدونة والمرونة) من CMS(الشكل 1D).
    6. حزمة CMS في الحقيبة التعقيم وتعقيمها مع بلازما بيروكسيد الهيدروجين لمدة 38 دقيقة. تخزين CMS العقيمة في حزمة الأصلي في منطقة جافة في 20-25 درجة مئوية حتى الاستخدام.

2. إعداد المنطقة الجراحية والتعامل مع وإعداد النموذج الحيواني

  1. تعقيم المنطقة الجراحية، قابلة للتطبيق، المجهر microsurgery، ومقعد مع محلول الكلورهيكسيدين 2٪. تعقيم جميع الأدوات الجراحية والإسفنج الجراحي ومسحات والستائر الجراحية القابلة للتصرف من خلال التعقيم الحراري (121 درجة مئوية / 30 دقيقة / 100 كيلو باسكال)
  2. تعيين الفئران (ن = 5) في ثلاث مجموعات من خمسة فئران لكل مجموعة: 1. صورية، 2. استئصال الهيباتيك، و 3. استئصال الهيباتيك بالإضافة إلى CMS، واتبع جميع المجموعات في الأيام 3 و 14 و 21 يوما.
    1. إعطاء الكيتامين (35 ملغم/كغ) والزيلازين (2.5 ملغم/كغ) عضليا في الطرف الخلفي.
      ملاحظة: تستمر فترة المهدئات عادة لمدة 30-40 دقيقة.
    2. حلق جلد البطن (5 سم × 2 سم) باستخدام الصابون الجراحي وشفرة ذات حدين ، وتطهير الجلد باستخدام محلول povidone-iodine الموضعي بنسبة 10٪ في ثلاث جولات17.
    3. وضع الحيوان على لوحة دافئة في موقف الظهر decubitus، مع فرط الرقبة للحفاظ على مجرى الهواء نفاذية(الشكل 2).
    4. تقييم عمق التخدير من خلال نمط الجهاز التنفسي وفقدان منعكس الانسحاب في الأطراف.
    5. ضع ستارة جراحية قابلة للتصرف حول الجلد الحليق واصنع شقا (2.5 سم) على خط البو مع مشرط ، باستخدام عملية xiphoid كنقطة مرجعية. تجنب الأوعية الدموية جدار البطن لمنع النزيف.
    6. وضع متراجع البطن في مكانه ومراقبة تجويف البطن. باستخدام ملقط تشريح، استخراج فص الكبد الأيسر ووضعه على لوحة معدنية(الشكل 3A).
      ملاحظة: في المجموعة الصورية، فقط استخراج فص الكبد الأيسر ومن ثم إعادة الكبد إلى تجويف البطن. خياطة جدار البطن والجلد مع خياطة النايلون 3-0.
    7. في المجموعات التجريبية مع وبدون CMS، استخدم شفرة مشرط وشفرة مشرط معقمة (#15) لإجراء استئصال الهيباتيك (حوالي 40٪) مع اثنين من التخفيضات. استخدم قالب معدني مثلث (1 سم × 1 سم × 1 سم) لإجراء عملية استئصال الهيباتيك(الشكل 3B).
    8. لمنع نزيف الكبد، حافظ على الضغط الجراحي مع مسحة على حافة الكبد لمدة 5 دقائق.
    9. هيدرات CMS في محلول ملحي معقم لمدة 20 دقيقة قبل العملية الجراحية. زرع CMS في موقع استئصال الكبد مع أربع غرز الغرز بين أنسجة الكبد وCMS لمنع تشريد المواد الحيوية. استخدام 7-0 غير قابل للامتصاص خيوط البولي بروبلين (الشكل 3C).
      ملاحظة: لا تقم بإزالة الغرز في عملية جراحية ثانية; يمكن استخدام الغرز كمرجع لتحديد موقع زرع CMS.
    10. أعد الكبد إلى تجويف البطن وخياطة جدار البطن والجلد مع خياطة نايلون 3-0. تنظيف الشق الجراحي مع اسفنجة جراحية غارقة في اليود في جولتين. مراقبة ورصد العلامات الحيوية للحيوانات.

3. الرعاية بعد الجراحة

  1. إدارة meglumine flunixin (2.5 ملغ / كغ) عضلي في الطرف الخلفي. إدارة المسكنات كما وافقت عليها اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها.
  2. للتعافي من التخدير، ضع الحيوانات في صناديق البولي الفردية مع الفراش الحيواني المختبري في منطقة خالية من الضوضاء مع التحكم في درجة الحرارة (23 درجة مئوية).
  3. مراقبة انتعاش الحيوانات ورصد استهلاكها من المياه والغذاء لمدة 2 ساعة. مراقبة الحيوانات وظيفة المنطوق كما وافقت عليها لجنة الرعاية والاستخدام الحيواني المؤسسية.

4. تقييم وظائف الكبد في المصل

  1. جمع عينات الدم (500 ميكرولتر) من الأوردة الجانبية الذيل للحيوانات تخدير قبل العملية الجراحية (القيم الأساسية) وفي أيام التقييم 3, 14, و 21.
  2. الطرد المركزي عينات الدم في 850 × غرام/ 10 دقيقة في درجة حرارة الغرفة (23 درجة مئوية)؛ فصل المصل وتخزينه في -80 درجة مئوية حتى الاستخدام.
  3. إجراء لوحة من اختبارات وظائف الكبد: الألبومين المصل (ALB), الفوسفاتاز القلوية (ALP), ألانين أمينوتانسيراز (ALT), أسبارتات أمينوتانسيراز (AST), مجموع البيليروبين (السل), والبيليروبين المباشر (DB) (الجدول 1).

5. القتل الرحيم وإدارة الأنسجة

  1. تخدير الحيوانات لكل تقييم (أيام 3 و 14 و 21) باتباع البروتوكول المذكور أعلاه.
  2. القتل الرحيم عن طريق أساليب الموافقة من قبل لجنة الرعاية والاستخدام الحيواني المؤسسية.
  3. إجراء شق (5-6 سم) على خط البوس مع مشرط لمراقبة أعضاء تجويف البطن والتقاط صور لمنطقة استئصال الهيباتيك من الصور والمجموعات التجريبية، مع وبدون CMS.
  4. أخذ عينات الكبد (2 سم × 2 سم؛ 0.40-0.45 غرام) من جميع مجموعة الدراسة ووضعها في محلول الفورمالديهايد 4٪ لمدة 24 ساعة للتقييم النسيجي اللاحق.

6. التحليل النسيجي

  1. الحفاظ على أنسجة الكبد في 4٪ الفورمالديهايد وتجفيف الأنسجة باستخدام سلسلة من تركيزات الكحول (60٪، 70٪، 80٪، 90٪، 100٪). وضعها في xylene (1h) وجزءا لا يتجزأ منها في البارافين16.
  2. قطع كتل البارافين مع microtome إلى 4 أجزاء ميكرومتر سميكة لإعداد ثماني شرائح.
  3. أداء H &؛ E وماسون ثلاثي الألوانتلطيخ 16.
  4. مراقبة المقاطع الملطخة تحت المجهر الخفيفة لتحديد المناطق التمثيلية للكبد، مع وبدون CMS. الحصول على التصوير الضوئي في 4x و 10x و 40x التكبير ومعالجة الصور باستخدام البرامج المناسبة18 (انظر جدول المواد).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

إزالة الألغام العظام يؤثر على الخصائص الميكانيكية للCMS دون تغيير الشكل الأصلي أو الربط بينالمسام. يمكن أن يكون CMS أي شكل، وبالتالي، يمكن تعديلها لحجم وشكل الجهاز أو الأنسجة المختارة19. في هذا البروتوكول، استخدمنا CMS الثلاثي(الشكل 1A-D...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

زرع الأعضاء هو الدعامة الأساسية للعلاج في المرضى الذين يعانون من تليف الكبد أو تليف الكبد. يستفيد عدد قليل من المرضى من هذا الإجراء ، مما يجعل من الضروري توفير بدائل علاجية للمرضى على قائمة الانتظار. هندسة الأنسجة هي استراتيجية واعدة توظف السقالات والخلايا ذات الإمكانات التجديدية

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

ويعلن أصحاب البلاغ أنه ليس لديهم مصالح مالية متنافسة. بينجامين ليون- مانسيلا هو طالب دكتوراه من برنامج الدكتوراه في العلوم الحيوية، الجامعة الوطنية للميكاسيكو وحصل على زمالة DGAPA-UNAM.

Acknowledgements

ويود المؤلفان أن يشكرا موظفي مرفق الحيوانات المختبري التابع لوحدة الطب التجريبي، والممرضة كارولينا بانيوس ج. على الدعم التقني والجراحي، وماركو غودينيو ز. على دعمهم في التصوير الدقيق، وإريك آبو على الدعم في علم أنسجة الكبد. دعم المجلس الوطني هذا البحث للعلوم والتكنولوجيا(كوناسيت)،رقم المنحة SALUD-2016-272579 وPAPIIT-UNAM TA200515.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Anionic detergentAlconoxZ273228
Biopsy cassettesLeica3802453
Camera DMXNikonDXM1200F
CentrifugeEppendorf5424
Chlorhexidine gluconate 4%BD372412
Cover glasses 25 mm x 40 mmCorning2980-224
EosinSigma-Aldrich200-MCAS 17372-87-1
Ethyl alcohol, pureSigma-Aldrich459836CAS 64-17-5
Flunixine meglumideMSDQ-0273-035
Glass slides 75 mm x 25 mmCorning101081022
HematoxylinMerckH9627CAS 571-28-2
Hydrochloric acid 37%Merck339253CAS 7647-01-0
KetaminePisa agropecuariaQ-7833-028
Light microscopeNikonMicrophoto-FXA
Microsurgery stereomicroscopeZeissOPMI F170
Microtainer yellow capeBeckton Dickinson365967
MicrotomeLeicaRM2125
Model animal: Wistar ratsUniversidad Nacional Autónoma de México
Nylon 3-0 (Dermalon)Covidien1750-41
Polypropylene 7-0AtramatSE867/2-60
Povidone-iodine10% cutaneous solutionDiafra SA de CV1.37E+86
Scanning electronic microscopeZeissDSM-950
Sodium hydroxide, pelletsJ. T. Baker3722-01CAS 1310-73-2
Software ACT-1NikonVer 2.70
StereomicroscopeLeicaEZ4Stereo 8X-35X
Sterrad 100SJohnson and Johnson99970
Surgipath paraplastLeica39601006
Synringe of 1 mL with needle (27G x 13 mm)SensiMedicalLAN-078-077
Tissue Processor (Histokinette)LeicaTP1020
Tissue-Tek TEC 5 (Tissue embedder)Sakura Finetek USA5229
Trichrome stain kitSigma-AldrichHT15
Unicell DxC600 AnalyzerBeckman CoulterBC 200-10
XylazinePisa agropecuariaQ-7833-099
XyleneSigma-Aldrich534056CAS 1330-20-7

References

  1. Li, N., Hua, J. Immune cells in liver regeneration. Oncotarget. 8 (2), 3628-3639 (2017).
  2. Langer, R., Vacanti, J. Tissue Engineering. Science. 260 (5110), 920-926 (1993).
  3. Lee, H., et al. Development of liver decellularized extracellular matrix bioink for three-dimensional cell printing-based liver tissue engineering. Biomacromolecules. 18 (4), 1229-1237 (2017).
  4. Shafiee, A., Atla, A. Tissue engineering: Toward a new era of medicine. Annual Review of Medicine. 68, 29-40 (2017).
  5. Hu, C., Zhao, L., Wu, Z., Li, L. Transplantation of mesenchymal stem cells and their derivatives effectively promotes liver regeneration to attenuate acetaminophen-induced liver injury. Stem Cell Research & Therapy. 11 (1), 88(2020).
  6. Sancho-Bru, P. Therapeutic possibilities of stem cells in the treatment of liver diseases. Gastroenterologia y Hepatologia. 34 (10), 701-710 (2011).
  7. Kobolak, J., Dinnyes, A., Memic, A., Khademhosseini, A., Mobasheri, A. Mesenchymal stem cells: Identification, phenotypic characterization, biological properties and potential for regenerative medicine through biomaterial micro-engineering of their niche. Methods. 99, 62-68 (2016).
  8. Freedman, B. R., Mooney, D. J. Biomaterials to mimic and heal connective tissues. Advanced Materials. 31 (19), 1806695(2019).
  9. Meyer, M. Processing of collagen based biomaterials and the resulting materials properties. Biomedical Engineering Online. 18 (1), 24(2019).
  10. El Baz, H., et al. Transplant of hepatocytes, undifferentiated mesenchymal stem cells, and in vitro hepatocyte-differentiated mesenchymal stem cells in a chronic lver failure experimental model: a comparative study. Experimental and Clinical Transplantation. 16 (1), 81-89 (2018).
  11. Nedjari, S., Awaja, F., Guarino, R., Gugutkov, D., Altankov, G. Establishing multiple osteogenic differentiation pathways of mesenchymal stem cells through different scaffold configurations. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 14 (10), 1428-1437 (2020).
  12. Chan, E. C., et al. Three dimensional collagen scaffold promotes intrinsic vascularisation for tissue engineering applications. PLoS One. 11 (2), 0149799(2016).
  13. Arenas-Herrera, J. E., Ko, I. K., Atala, A., Yoo, J. J. Decellularization for whole organ bioengineering. Biomedical Materials. 8 (1), 014106(2013).
  14. Parmaksiz, M., Dogan, A., Odabas, S., Elçin, A. E., Elçin, Y. M. Clinical applications of decellularized extracellular matrices for tissue engineering and regenerative medicine. Biomedical Materials. 11 (2), 022003(2016).
  15. Gacek, G. Stereo microscope, neglected tool. Postepy Biochemii. 63 (1), 68-73 (2017).
  16. Oldham, S., Rivera, C., Boland, M. L., Trevaskis, J. L. Incorporation of a survivable liver biopsy procedure in mice to assess non-alcoholic steatohepatitis (NASH) resolution. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (146), e59130(2019).
  17. The University of Texas at Austin Institutional Animal Care and Use Committee. Guidelines for the Use of Chemical Depilatory Agents on Laboratory Animals. , https://research.utexas.edu (2021).
  18. Sivridis, L., Kotini, A., Anninos, P. The process of learning in neural net models with Poisson and Gauss connectivities. Neural Networks. 21 (1), 28-35 (2008).
  19. León-Mancilla, B. H., Araiza-Téllez, M. A., Flores-Flores, J. O., Piña-Barba, M. C. Physico-chemical characterization of collagen scaffolds for tissue engineering. Journal of Applied Research and Technology. 14 (1), 77-85 (2016).
  20. León, A., et al. Hematological and biochemical parameters in Sprague Dawley laboratory rats breed in CENPALAB, Cenp:SPRD. Revista Electronica de Veterinaria. 12, 1-10 (2011).
  21. Tsuchiya, A., et al. Mesenchymal stem cell therapies for liver cirrhosis: MSCs as "conducting cells" for improvement of liver fibrosis and regeneration. Inflammation and Regeneration. 39, 18(2019).
  22. Badylak, S. F. The extracellular matrix as a biologic scaffold material. Biomaterials. 28, 3587-3593 (2007).
  23. Acevedo, G. C. Xenoimplante de colágena en uretra de perro. Universidad Nacional Autónoma de México. , Specialty of Urology thesis (2011).
  24. Montalvo-Jave, E. E., et al. Absorbable bioprosthesis for the treatment of bile duct injury in an experimental model. International Journal of Surgery. 20, 163-169 (2015).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

172

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved