JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

إعداد الرئة أرنب معزولة هو أداة معيار الذهب في البحوث الرئوية. يهدف هذا المنشور إلى وصف هذه التقنية كما تم تطويرها لدراسة الآليات الفسيولوجية والمرضية المشاركة في التفاعل في مجرى الهواء ، والحفاظ على الرئة ، والبحوث قبل السريرية في زرع الرئة والوذمة الرئوية.

Abstract

وقد استخدم نظام تغلغل الرئة المعزول على نطاق واسع في البحوث الرئوية، مما ساهم في توضيح الأعمال الداخلية للرئتين، سواء على المستوى الجزئي أو الكلي. هذه التقنية مفيدة في توصيف فسيولوجيا الرئة وعلم الأمراض من خلال قياس الأنشطة الأيضية ووظائف الجهاز التنفسي ، بما في ذلك التفاعلات بين المواد الدورة الدموية وآثار المواد المستنشقة أو المتغلغلة ، كما هو الحال في اختبار المخدرات. بينما في طرق المختبر تنطوي على تشريح وزراعة الأنسجة، ونظام التشوه الرئة السابقين فيفو معزولة يسمح للعمل مع جهاز وظيفي كامل مما يجعل من الممكن دراسة وظيفة الفسيولوجية المستمرة في حين إعادة التهوية والتشويش. ومع ذلك ، تجدر الإشارة إلى أن آثار عدم وجود ال الداخلي المركزي والصرف اللمفاوي لا يزال يتعين تقييمها بشكل كامل. يهدف هذا البروتوكول إلى وصف تجميع جهاز الرئة المعزول ، يليه الاستخراج الجراحي وزراعة الرئتين والقلب من المختبر التجريبية ، وكذلك عرض تقنية التخثر ومعالجة الإشارات للبيانات. متوسط صلاحية الرئة المعزولة يتراوح بين 5-8 ساعة؛ خلال هذه الفترة ، تزداد نفاذية الشعرية الرئوية ، مما يسبب وذمة وإصابات في الرئة. يتم قياس وظيفة النسيج الرئوي المحفوظ بمعامل الترشيح الشعري (Kfc) ، المستخدم لتحديد مدى الوذمة الرئوية عبر الزمن.

Introduction

وصف برودي وديسون لأول مرة نظام التشويش الرئوي السابق في عام 1903 1. ومنذ ذلك الحين، أصبح أداة معيار الذهب لدراسة علم وظائف الأعضاء، وعلم الصيدلة، وعلم السموم، والكيمياء الحيوية للرئتين2،3. تقدم هذه التقنية طريقة متسقة وقابلة للاستنساخ لتقييم صلاحية عمليات زرع الرئة ، وتحديد تأثير الوسطاء الالتهابيين مثل الهيستامين ، ونواتج الأيض حمض الأراكيدونيك ، والمادة P ، من بين أمور أخرى ، وكذلك تفاعلاتها خلال الظواهر الرئوية مثل القصبات الهوائية ، وانتفاخات الشعر ، والوذمة الرئوية. كان نظام الرئة المعزول تقنية رئيسية في الكشف عن الدور الهام للرئتين في القضاء على الأمينات الحيوية من الدورة الدموية العامة4،5. بالإضافة إلى ذلك، تم استخدام النظام لتقييم الكيمياء الحيوية لخافق الماء الرئوي6. على مدى العقود القليلة الماضية، أصبح نظام تغلغل الرئة في الجسم الحي السابق منصة مثالية لأبحاث زرع الرئة7. في عام 2001 وصف فريق بقيادة ستيغ ستين أول تطبيق سريري لنظام تغلغل الرئة السابق في الجسم الحي باستخدامه لإعادة تجديد رئتي متبرع يبلغ من العمر 19 عاما ، والذي رفضته مراكز الزرع في البداية بسبب إصاباته. تم حصاد الرئة اليسرى وثقبها لمدة 65 دقيقة. بعد ذلك ، تم زرعها بنجاح في رجل يبلغ من العمر 70 عاما مصابا بمرض COPD8. أدى إجراء مزيد من الأبحاث في تجديد الرئة باستخدام التشوه السابق في الجسم الحي إلى تطوير تقنية تورونتو لتشويش الرئة الممتد لتقييم وعلاج الرئتين المتبرعتين المصابتين9,10. سريريا، أظهر نظام تغلغل الرئة الحية السابقة أنه استراتيجية آمنة لزيادة تجمعات المانحين من خلال علاج وإعادة تجديد الرئتين المانحتين دون المستوى، مما لا يمثل فرقا كبيرا في المخاطر أو النتائج مقابل المعايير القياسية للمتبرعين10.

الميزة الرئيسية لنظام تغلغل الرئة المعزول هي أنه يمكن تقييم المعلمات التجريبية في جهاز وظيفي كامل يحافظ على وظيفته الفسيولوجية تحت إعداد مختبر اصطناعي. وعلاوة على ذلك، فإنه يسمح لقياس والتلاعب التهوية الميكانيكية الرئوية لتحليل مكونات فسيولوجيا الرئة مثل مقاومة مجرى الهواء، ومقاومة الأوعية الدموية الكلية، وتبادل الغاز، وتشكيل وذمة، والتي حتى الآن لا يمكن قياسها بدقة في الجسم الحي على المختبر2. وتجدر الإشارة إلى أن تكوين المحلول الذي يتم به تغلغل الرئة يمكن التحكم فيه بالكامل ، مما يتيح إضافة مواد لتقييم آثارها في الوقت الحقيقي وجمع العينات من التشوه لمزيد من الدراسة11. يجب على الباحثين الذين يعملون مع نظام الرئة المعزول أن يضعوا في اعتبارهم أن التهوية الميكانيكية تسبب تسوس الأنسجة الرئوية تقصير وقتها المفيد. يمكن أن يتأخر هذا الانخفاض التدريجي في المعلمات الميكانيكية بشكل كبير عن طريق تضخم الرئتين في بعض الأحيان خلال وقت التجربة4. ومع ذلك، لا يمكن أن يستمر التحضير عادة أكثر من ثماني ساعات. وثمة اعتبار آخر لنظام التشوه الرئة السابق في الجسم الحي هو عدم وجود تنظيم العصبي المركزي والصرف اللمفاوي. ولم تفهم آثار غيابهم فهما كاملا بعد، ويمكن أن تكون مصدرا للتحيز في تجارب معينة.

يمكن إجراء تقنية نظام تغلغل الرئة المعزولة في نموذج الأرنب بدرجة عالية من الاتساق والتكرار. يصف هذا العمل الإجراءات التقنية والجراحية لتنفيذ تقنية التشويش الرئوي المعزولة السابقة كما تم تطويرها لنموذج الأرانب في المعهد الوطني للتنفس في مكسيكو سيتي ، بهدف مشاركة الأفكار وتقديم دليل واضح حول الخطوات الرئيسية في تطبيق هذا النموذج التجريبي.

Protocol

وقد استخدم نظام التشوه المعزول في نموذج الأرانب على نطاق واسع في مختبر فرط الاستجابة القصبية في المعهد الوطني للتنفس. ويشمل البروتوكول أرانب نيوزيلندية يبلغ وزنها التقريبي 2.5-3 كيلوغرامات. تم الاحتفاظ بجميع الحيوانات في ظروف vivarium القياسية وتغذية libitum الإعلانية وفقا للمبادئ التوجيهية المكسيكية الرسمية لحيوانات المختبر (NOM 062-ZOO-1999) وبموجب دليل رعاية واستخدام المختبر (الطبعة الثامنة ، 2011). وقد سبق أن وافقت لجنة الأخلاقيات التابعة للمعهد الوطني لأمراض الجهاز التنفسي على جميع الإجراءات المتعلقة بالحيوانات وأساليب العناية بالحيوانات الواردة في هذا البروتوكول.

ملاحظة: إعداد نظام تغلغل الرئة المعزول ينطوي على الموت المتعمد لحيوان تحت التخدير وعن طريق القتل الرحيم.

1. معدات وإعداد الجهاز.

  1. ترتيب المعدات:
    1. إعداد جدول العمليات مع حجم وفقا لوزن الأرنب.
    2. قم بتركيب غطاء الصدر الاصطناعي على عمود الصلب مع الغرفة الزجاجية تحته وجهاز التنفس الصناعي مع مضخة دوارة من الجانبين.
    3. تأكد من أن الغطاء يميل بسهولة إلى أن يكون قنية القصبة الهوائية تمشيا مع القصبة الهوائية للسماح باتصال أسرع.
  2. الصدر الاصطناعي:
    ملاحظة: هو جزء أساسي من النظام. وتتكون من غرفة زجاجية ذات سترة مائية مختومة بغطاء خاص. الغطاء يعمل كحامل الجهاز مع اتصالات لcnulate القصبة الهوائية والأوعية جزءا لا يتجزأ منه.
    1. إعداد طائرة venturi التي تديرها الهواء المضغوط لتوليد الضغط السلبي داخل الصدر الاصطناعي.
      ملاحظة: وحدة التحكم في التهوية (VCM) يسمح تعديلات منفصلة من inspiratory ونهاية expiratory الضغوط وكذلك معدل التنفس ونسبة مدة inspiratory إلى إجمالي مدة الدورة.
  3. جهاز:
    1. تأكد من أن جهاز يعمل عادة يتكون من عمود الصلب الرئيسي التي شنت على لوحة قاعدة عقد الصدر الاصطناعي، مع مقياس التنفس ومحول الوزن تقع فوقه وخلف لفائف التسخين مع فخ فقاعة.
    2. ربط محول ضغط تفاضلي واحد إلى مقياس التنفس وآخر لضغط الغرفة. تعيين زوجين مختلفين من محولات الضغط وراء الصدر لقياس التغلغل والضغوط الوريدية.
    3. قم بتوصيل مخزون التغيير أسفل جهاز الأكسجين بقطب كهربائي مستوى ونظام التهوية بجانب الجهاز.

2. استخراج الجراحية للكتلة القلبية الرئوية.

  1. تخدير:
    1. استخدام مزيج من مهدئ (xylazine) وباربيتيورات (بنتوباربيتال).
      ملاحظة: يمكن استخدام الكوكتيلات المخدرة المختلفة دون أي تأثير على النتائج التجريبية.
    2. أولا، تخدير الأرانب نيوزيلندا صحية مع حقنة عضلية واحدة من هيدروكلوريد xylazine (3-5 ملغ / كغ). تأكد من أن الأرانب تبقى هادئة ومريحة للسماح بمزيد من التلاعب بعد بضع دقائق من الحقن.
    3. بعد التخدير، استخدم الأوردة الأذن الهامشية (الجانبية) كالوصول إلى تخدير الأرانب عن طريق الحقن الوريدي للصوديوم البنتوباربيتال (28 ملغم/كغ).
  2. رصد:
    1. لتجنب التخدير غير الكافي أو الاكتئاب المفرط لوظائف القلب والجهاز التنفسي، قم بمراقبة المعلمات التالية. لتقييم عمق التخدير، قم بإجراء اختبار قرصة إصبع القدم.
    2. تأكد من أن الغشاء المخاطي وردي اللون. تشير الظلال الزرقاء أو الرمادية إلى نقص الأكسيجة.
    3. تأكد من أن معدل ضربات القلب بين 120-135 نبضة / دقيقة ، وأن درجة حرارة الجسم لا تنخفض إلى أقل من 36.5 درجة مئوية.
  3. وضع الحيوان:
    1. حلق جذع الأرنب ووضع الحيوان على طاولة العمليات في موقف supine. ضع نظام التهوية بالقرب من الطاولة ، خلف رأس الأرنب ، للسماح بربط القنية بسرعة بعد استئصال القصبة الهوائية لتجنب الضرر العيسى.
  4. شق و القصبة الهوائية:
    1. تشريح الجلد مع شق خط وسطي بطني من 3-5 سم من الحجاب الحاجز حتى الرقبة.
    2. مع مقص التشغيل، وقطع الأمامي 2/3 من القصبة الهوائية بين اثنين من حلقات الغضاريف لإدراج قنية القصبة الهوائية من خلال الغشاء الليفي القصبي.
    3. إدراج 5 مم (القطر الخارجي؛ OD) قنية القصبة الهوائية من خلال الغشاء الليفي القصبي واستخدام خياطة الحرير 4-0 لإصلاحه بعناية.
    4. ضع ملقط أو ملاقط تحت القصبة الهوائية لضمان عدم انحناء القنية ضد القصبة الهوائية.
  5. تهوية الضغط الإيجابي:
    1. طالما بقيت الرئتين خارج الصدر الاصطناعي، استخدم مضخة تنفس الأنواع الصغيرة لتهوية الضغط الإيجابي من أجل تجنب انهيار الرئة أثناء الجراحة.
    2. بدء التهوية من خلال قنية القصبة الهوائية متصلة مضخة التنفس بسرعة بعد القصبة الهوائية وقبل فتح الصدر.
    3. ضبط حجم المد والجزر في 10 مل / كغ.
      ملاحظة: اعتمادا على إعداد التجربة ونموذج الصدر الاصطناعي، وتوفير التهوية الضغط الإيجابي من قبل إما نفس مضخة التهوية المستخدمة لتوفير الضغط السلبي أو واحدة مختلفة، مما يمنح إعادة تعريب سريعة.
  6. استئصال الصدر والإغراب:
    1. للوصول إلى تجويف الصدر، استخدم مشرط أو مقص لفتح جدار الصدر وإجراء استئصال القص الوسيط حتى الثلث العلوي من الصدر.
    2. عقد نصفي الصدر مفتوحة من قبل اثنين من التراجع. عادة ما تحيط العديد من رفرفات الرئة بالقلب.
    3. توطين الخضار متفوقة وأدنى كافا وإحالتها مع المواضيع.
    4. قبل إستئصال الحيوان، حدد البطين الأيمن وحقن 1000 واجهة مستخدم/كجم من الهيبارين.
    5. مباشرة بعد الحقن، ligate فينا كافا متفوقة وأدنى مع الخيط قبل حلقت وأداء exsanguination.
  7. حصاد القلب والرئة:
    1. حصاد كتلة القلب والاحتقان بلطف وبسرعة. استخدام تشريح الرقمية المباشرة أو مقص الربيع لفصل النسيج الضام وذلك لإزالة الرئتين من الصدر.
    2. تشريح الأوعية الدموية في المنطقة، فضلا عن المريء.
    3. قطع من خلال ستيرني manubrium لتمديد القص المتوسط نحو قنية القصبة الهوائية، والإفراج عن القصبة الهوائية على كلا الجانبين من ربط الأنسجة.
    4. الآن، استئصال القصبة الهوائية فوق قنية القصبة الهوائية. سحب بلطف حتى القنية في محور craniocaudal كما يتم استئصال التثبيت الظهري للرغامى والرئتين.
  8. العلبة:
    1. ارفع الرئتين المعزولتين من الصدر وضعيهما بعناية فوق شاش معقم على طبق بتري.
    2. لمنع التهابات الزهن، تهوية الرئتين باستخدام التهوية الضغط الإيجابي مع ضغط نهاية منتهية الصلاحية إيجابية (PEEP) تعيين في 2 cmH2O.
    3. إزالة البطينين عن طريق قطع لهم قبالة القلب على مستوى الأخدود البطين.
    4. بعد فتح البطينين، أدخل قنية الشريان الرئوي OD 4.6 مم للأرنب مع سلة من خلال الشريان الرئوي وإدخال قنية الأذين الأيسر OD 5.9 ملم للأرنب مع السلة من خلال الصمام التاجي في الأذين الأيسر.
    5. استخدم خياطة حريرية 4-0 في الشريان الرئوي والأذين الأيسر لإصلاح القنية. قم بتضمين الأنسجة المحيطة في أربطة الشريان الرئوي والأذين الأيسر لتجنب تثبيط هذه الهياكل.
    6. حقن 250 مل من محلول متساوي التوتر المالح من خلال القنية الشريانية لطرد الدم المتبقي من سرير الأوعية الدموية.

3. تقنية التخبط.

  1. اعداد:
    1. ضع الرئتين المعزولتين بعناية في غرفة الرئة.
    2. إرفاق القصبة الهوائية إلى محول على غلاف الغرفة.
    3. ربط الأوعية المعلبة إلى نظام التخثر.
    4. أغلق الغرفة و أمنها بالقفل الدوار
      ملاحظة: تتكون دائرة التشويش المعاد تدويرها من خزان وريدي مفتوح ومضخة معمومة ومبادل حراري وفخ فقاعة.
    5. عند هذه النقطة، نعلق غطاء الغرفة والتبديل على stopcock للتبديل من التهوية الضغط الإيجابي إلى السلبي. للتحقق من التهوية الضغط السلبي للرئتين وإغلاق محكم للغرفة، تفقد رحلة الجهاز التنفسي للرئة وضغط الغرفة على مقياس الضغط.
    6. Perfuse الرئتين مع 200 مل من perfusate الاصطناعي خالية من الدم (عازلة بيكربونات كريبس رينغر التي تحتوي على 2.5٪ من الألبومين البقري).
    7. بدء تدفق perfusate في 3 مل / دقيقة / كغ ، ثم بطء تصعيد تدفق على مدى فترة 5 دقائق إلى 5 مل / دقيقة / كغ. الوصول إلى تدفق 8 مل / دقيقة / كجم على مدى 5 دقائق القادمة وبعد فترة أخرى 5 دقائق تصل إلى تدفق الحد الأقصى من 10 مل / دقيقة / كجم. رعاية تجنب الهواء من الدخول في الدائرة.
      ملاحظة: حافظ على درجة الحموضة ودرجة حرارة التشوه داخل النطاقات الفسيولوجية (درجة الحموضة 7.4-7.5؛ درجة الحرارة، 37 درجة مئوية-38 درجة مئوية). لضبط درجة الحموضة، أضف NaHCO3 (1N) أو زيادة تدفق ثاني أكسيد الكربون. بدلا من ذلك، استخدم HCl (0.1N) لتحمض.
  2. البارامترات:
    1. تحقق مما إذا تم تعيين معلمات التشويش والتهوية المحددة مسبقا على النحو المطلوب.
    2. تهوية الرئتين مع الهواء المرطب على تردد 30 bpm، وحجم المد والجزر من 10 مل / كجم، وضغط نهاية الانتهاء (Pe) من 2 سمH2O.
      ملاحظة: يتوافق ضغط الشريان الرئوي (0-20 مم زئبق) مع ارتفاع مستوى السائل في الأكسجين أو الخزان بالسنتيمتر فوق الجذع الرئوي، في حين يتوافق الضغط الوريدي الرئوي مع ارتفاع غرفة توازن الضغط فوق الأذين الأيسر. يمكن تعديل القيمتين. لاحظ أن ضغط الأذين الأيسر هو أيضا 0-20 ملم زئبق.
  3. تحقيق شروط المنطقة 3:
    1. استخدم القسطرتين المتصلتين بمنافذ جانبية من القنية في الشريان الرئوي والأذين الأيسر ومحولات الضغط لقياس الضغط الشرياني (Pa) وال وريدي (Pv).
    2. تعيين الضغوط خط الأساس على مستوى هيلوم الرئة (صفر المرجعية).
    3. إجراء التجارب تحت ظروف التهوية المنطقة 3. لتحقيق ذلك، انتظر لمدة 10-15 دقيقة للحصول على توازن يتميز بحالة متساوية التماثل.
    4. تأكد من أن الضغط الوريدي أعلى من ضغط السنف (Palv) وأن الضغط الشرياني لا يزال أعلى من كليهما (Pa > Pv > Palv) لظروف المنطقة 3.
    5. تأكد من أن وزن الرئتين لا يزال ثابتا وأن الضغوط الشريانية والأذية اليسرى مستقرة لتحقيق ظروف المنطقة 3 لفتح أكبر عدد ممكن من الأوعية الرئوية والحفاظ على محتوى السرير الأوعية الدموية الدقيقة أثناء التجربة.
      ملاحظة: قياس كنتاكي كمؤشر على الوذمة الرئوية ليس له اختلاف بين دليل ونظام التشوش التلقائي.
  4. التحكم الإلكتروني ومعالجة الإشارات: تأكد من تسجيل تدفق الجهاز التنفسي وتغيرات الوزن وضغط الأوعية الدموية الدقيقة وحجم المد والجزر ومقاومة الأوعية الدموية وغيرها على وحدة إلكترونيات مركزية متعددة تدمج الإشارات القادمة من المحولات وتعرضها على نظام التقييم.

النتائج

يسمح نظام تغلغل الرئة المعزول بمعالجة الأعضاء للخزعة ، وجمع العينات من التشوه ، وجمع البيانات في الوقت الفعلي للمعلمات الفسيولوجية. يمكن استخدام النظام المعزول لاختبار العديد من الفرضيات التي تنطوي على وظائف مختلفة وظواهر الرئة ، من النشاط الأيضي والانزيمي إلى تكوين الوذمة وفترات الحفظ...

Discussion

يعرض هذا العمل رؤية عامة لنظام تغلغل الرئة المعزول ، وهو تقنية أساسية في أبحاث فسيولوجيا الرئة. يوفر نظام تغلغل الرئة المعزول درجة كبيرة من التنوع في استخدامه ويسمح بتقييم العديد من المعلمات ذات الصلة في اختبار مجموعة واسعة من الفرضيات15. نظام الرئة المعزول هو أداة ذات حضور عا...

Disclosures

ولا يعلن صاحبا البلاغ عن وجود تضارب في المصالح.

Acknowledgements

ويود المؤلفان أن يشكرا الدكتورة بيتينا سومر سرفانتس على دعمها في كتابة هذه المخطوطة، وكيتزيا إيلينا لارا سافونت على دعمها للرسوم التوضيحية.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
2-Stop Tygon E-Lab Tubing, 3.17 mm ID, 12/pack, Black/WhiteHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1864
Adapter for Positive Pressure Ventilation on IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Adapter for Positive Pressure Ventilation on IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Alternative Pressure-Free Gas Supply for IPL-4: To supply the trachea with gas mixture different from room air during negative ventilationHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4309
Base Unit for the Rabbit to Fetal Pig Isolated Perfused LungHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4138
Bovine serum A2:D41albumin lyophilized powdersigma3912500 g
Calcium chloride, CaCl2·2H2O.JT Baker10035-04-8
Cryogenic vialsCorning4306592 mL
D-glucosa, C6H12O6.sigmaG5767
Differential Low Pressure Transducer DLP2.5, Range +- 2.5 cmH2O, HSE ConnectorHugo Sachs Elektronik (HSE)73-3882
Differential Pressure Transducer MPX, Range +- 100 cmH2O, HSE ConnectorHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0064
Eppendorf tubes
Ethanol absolute HPLC gradeCaledon
Falcon tubes14 mL
Harvard Peristaltic Pump P-230 (Complete with Control Box and P-230 Motor Drive)Hugo Sachs Elektronik (HSE)70-7001
Heated Linear Pneumotachometer 0 to 10 L/min flow rangeHugo Sachs Elektronik (HSE)59-9349
Heater Controller for Single Pneumotachometer 230 VAC, 50 HzHugo Sachs Elektronik (HSE)59-9703
HeparinPISA5000 UI
HPLC Column (C18 100A 5U)Alltech98121213150 mm x 4.6 mm
Hydrophilic Syringe FilterMillexSLLGR04NL4 mm
IPL-4 Core System for Isolated Rabbit to Fetal Pig Lung, 230Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
IPL-4 Core System for Isolated Rabbit to Fetal Pig Lung, 230 VHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
Jacketed Glass Reservoir for Buffer Solution, with Frit and Tubing, 6.0 LHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0322
Lauda Thermostatic Circulator, Type E-103, 230 V/50 Hz, 3 L Bath Volume, Temperature Range 20 to 150°CHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0125
Left Atrium Cannula for Rabbit with Basket, OD 5.9 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4162
Low Range Blood Pressure Transducer P75 for PLUGSYS ModuleHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0020
Magnesium sulfate heptahydrate, MgSO4·7H2OJT Baker10034-99-8
Microcentrifuge TubeCorning430909
Negative Pressure Ventilation Control Option with Pressure Regulator for IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4298
New Zeland rabbits
PISABENTAL (Pentobarbital sodium)PISAQ-7833-215
PLUGSYS Case, Type 603* 7Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0045
PLUGSYS TCM Time Counter ModuleHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1750
PLUGSYS Transducer Amplifier Module (TAM-A)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0065
PLUGSYS Transducer Amplifier Module (TAM-D)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-1793
PLUGSYS VCM-4R Ventilation Control Module with Pressure RegulatorHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1755
Potassium chloride, KCl.JT Baker3040-01
Potassium dihydrogen phosphate, KH2PO4JT Baker7778-77-0
PROCIN (Xylacine clorhydrate)PISAQ-7833-099
Pulmonary Artery Cannula for Rabbit with Basket, OD 4.6 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4161
Scalpel knife
Serotonin 5-HT
Servo Controller for Perfusion (SCPHugo Sachs Elektronik (HSE)73-2806
Snap Cap Microcentrifuge TubeCostar36201.7 mL
Sodium bicarbonate, NaHCO3sigmaS6014
Sodium chloride, NaCl.sigmaS9888
Surgical gloves No. 7 1/2
Surgical gloves No. 8
Taygon tubesMasterflex
Tracheal Cannula for Rabbit, OD 5.0 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4163

References

  1. Dixon, W. E. Contributions to the physiology of the lungs: Part I. The bronchial muscles, their innervation, and the action of drugs upon them. The Journal of Physiology. 29 (2), 97-173 (1903).
  2. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
  3. Roman, M. A., Nair, S., Tsui, S., Dunning, J., Parmar, J. S. Ex vivo lung perfusion: a comprehensive review of the development and exploration of future trends. Transplantation. 96 (6), 509-518 (2013).
  4. Delaunois, A., Gustin, P., Ansay, M. Multiple muscarinic receptor subtypes mediating pulmonary oedema in the rabbit. Pulmonary Pharmacology. 7 (3), 185-193 (1994).
  5. Delaunois, A., Gustin, P., Vargas, M., Ansay, M. Protective effect of various antagonists of inflammatory mediators against paraoxon-induced pulmonary edema in the rabbit. Toxicology and Applied Pharmacology. 132 (2), 343-345 (1995).
  6. Barr, H. A., Nicholas, T. E., Power, J. H. Control of alveolar surfactant in rats at rest and during prolonged hyperpnoea: pharmacological evidence for two tissue pools of surfactant. British Journal of Pharmacology. 93 (3), 473-482 (1988).
  7. Machuca, T. N., Cypel, M. Ex vivo lung perfusion. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1054-1062 (2014).
  8. Steen, S., et al. First human transplantation of a nonacceptable donor lung after reconditioning ex vivo. The Annals of Thoracic Surgery. 83 (6), 2191-2194 (2007).
  9. Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 27 (12), 1319-1325 (2008).
  10. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  11. Kao, C. C., Parulekar, A. D. Is perfusate exchange during. Annals of Translational Medicine. 8 (3), 43 (2020).
  12. Alquicira-Mireles, J. . Participación de la serotonina en los cambios de permeabilidad vascular en la preservación pulmonar en conejo. , (2013).
  13. Arreola-Ramírez, J. L. . Papel de la liberación de acetilcolina y sustancia P en el deterioro de la función pulmonar en un modelo experimental de preservación pulmonar en conejo. , (2009).
  14. Isolated lung perfusion systems for small to large animal models. Harvard Apparatus. Hugo Sachs Elektronik (HSE) Available from: https://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Isolated%20Lung%20Perfusion%20Systems%20Brochure.pdf (2021)
  15. Jiao, G. Evolving trend of EVLP: Advancements and emerging pathways. SN Comprehensive Clinical Medicine. 1 (4), 287-303 (2019).
  16. Mordant, P., et al. Mesenchymal stem cell treatment is associated with decreased perfusate concentration of interleukin-8 during ex vivo perfusion of donor lungs after 18-hour preservation. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 35 (10), 1245-1254 (2016).
  17. Cowan, P. J., Hawthorne, W. J., Nottle, M. B. Xenogeneic transplantation and tolerance in the era of CRISPR-Cas9. Current Opinion in Organ Transplantation. 24 (1), 5-11 (2019).
  18. Collaborators, G. C. R. D. Prevalence and attributable health burden of chronic respiratory diseases, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. The Lancet Respiratory Medicine. 8 (6), 585-596 (2020).
  19. Bravo-Reyna, C. C., Torres-Villalobos, G., Aguilar-Blas, N., Frías-Guillén, J., Guerra-Mora, J. R. Comparative study of capillary filtration coefficient (Kfc) determination by a manual and automatic perfusion system. Step by step technique review. Physiological Research. 68 (6), 901-908 (2019).
  20. Pereira, M. R., et al. COVID-19 in solid organ transplant recipients: Initial report from the US epicenter. American Journal of Transplantation. 20 (7), 1800-1808 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

173

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved