Tavşan Modelinde İzole Akciğer Perfüzyon Sistemi

Özet

İzole tavşan akciğer hazırlığı pulmoner araştırmalarda altın standart bir araçtır. Bu yayın, tekniğin hava yolu reaktivitesi, akciğerin korunması ve akciğer nakli ve pulmoner ödemde preklinik araştırmalarda yer alan fizyolojik ve patolojik mekanizmaların incelenmesi için geliştirilmiş olarak tanımlanmaktadır.

Özet

İzole akciğer perfüzyon sistemi pulmoner araştırmalarda yaygın olarak kullanılmış ve akciğerlerin iç işleyişini hem mikro hem de makroskopik olarak aydınlatmaya katkıda bulunmaktadır. Bu teknik, ilaç testinde olduğu gibi dolaşım maddeleri arasındaki etkileşimler ve solunan veya perfüzyonlu maddelerin etkileri de dahil olmak üzere metabolik aktiviteleri ve solunum fonksiyonlarını ölçerek pulmoner fizyoloji ve patolojinin karakterizasyonunda yararlıdır. İn vitro yöntemler dokuların dilimlenerek kültünü içerirken, izole ex vivo akciğer perfüzyon sistemi, havalandırma ve perfüzyonu yeniden canlandırırken sürekli fizyolojik bir fonksiyonun çalışmasını mümkün kılması için eksiksiz bir fonksiyonel organla çalışmaya izin verir. Bununla birlikte, merkezi innervasyon ve lenfatik drenajın yokluğunun etkilerinin hala tam olarak değerlendirilmesi gerektiği belirtilmelidir. Bu protokol, izole edilen akciğer aparatının montajını, ardından deneysel laboratuvar hayvanlarından akciğerlerin ve kalbin cerrahi olarak çıkarılmasını ve kanülasyonunu tanımlamayı ve verilerin perfüzyon tekniğini ve sinyal işlemesini görüntülemeyi amaçlamaktadır. İzole akciğerin ortalama canlılığı 5-8 saat arasında değişmektedir; bu dönemde pulmoner kılcal geçirgenlik artarak ödem ve akciğer yaralanmasına neden oluyor. Korunmuş pulmoner dokunun işlevselliği, zaman içinde pulmoner ödemin boyutunu belirlemek için kullanılan kılcal filtrasyon katsayısı (Kfc) ile ölçülür.

Giriş

Brodie ve Dixon ilk olarak 1903 1'de ex-vivo akciğer perfüzyon sistemini tanımladılar. O zamandan beri, akciğerlerin fizyolojisi, farmakolojisi, toksikolojisi ve biyokimyasını incelemek için altın standart bir araç haline ^{gelmiştir2,3}. Teknik, akciğer nakillerinin uygulanabilirliğini değerlendirmek ve histamin, araşidonik asit metabolitleri ve P maddesi gibi enflamatuar mediatörlerin yanı sıra bronkokonstriksiyon, atelektaz ve pulmoner ödem gibi pulmoner fenomenler sırasında etkileşimlerinin etkisini belirlemek için tutarlı ve tekrarlanabilir bir yol sunar. İzole akciğer sistemi, biyojenik aminlerin genel dolaşımdan elimine edilmesinde akciğerlerin önemli rolünü ortaya çıkarmada önemli bir teknik ^olmuştur4,5. Ek olarak, sistem pulmoner yüzey aktif maddesinin biyokimyasını değerlendirmek için ^{kullanılmıştır6}. Son birkaç on yılda, ex-vivo akciğer perfüzyon sistemi akciğer nakli araştırmaları için ideal bir platform haline ^gelmiştir7. 2001 yılında Stig Steen liderliğindeki bir ekip, ex-vivo akciğer perfüzyon sisteminin ilk klinik uygulamasını, yaralanmaları nedeniyle başlangıçta transplantasyon merkezleri tarafından reddedilen 19 yaşındaki bir donörün akciğerlerini yenilemek için kullanarak tanımladı. Sol akciğer 65 dakika boyunca hasat edildi ve perfüzyon yapıldı; daha sonra, ^KOAH8'li 70 yaşındaki bir adama başarıyla nakledildi. Ex-vivo perfüzyonu kullanarak akciğer yenileme ile ilgili daha fazla araştırma, yaralı donör akciğerleri değerlendirmek ve tedavi etmek için genişletilmiş akciğer perfüzyonu için Toronto tekniğinin geliştirilmesine yol ^açtı9,10. Klinik olarak, ex-vivo akciğer perfüzyon sistemi, standart altı donör akciğerleri tedavi ederek ve yenileyerek donör havuzlarını artırmak için güvenli bir strateji olduğunu göstermiş ve standart kriterlere karşı risklerde veya sonuçlarda önemli bir fark ^{sunmamıştır10}.

İzole akciğer perfüzyon sisteminin en büyük avantajı, deneysel parametrelerin yapay bir laboratuvar kurulumu altında fizyolojik işlevini koruyan tam bir fonksiyonel organda değerlendirilebilmesidir. Ayrıca, pulmoner mekanik ventilasyonun ölçülmesi ve manipülasyonunun, pulmoner fizyolojinin hava yolu direnci, toplam vasküler direnç, gaz değişimi ve ödem oluşumu gibi bileşenlerini analiz etmesine izin verir, bu da bugüne kadar laboratuvar hayvanları üzerinde tam olarak in vivo olarak ölçülemez2. Özellikle, akciğerin perfüzyona maruz kalan çözeltinin bileşimi tamamen kontrol edilebilir, bu da maddelerin eklenmesinin etkilerini gerçek zamanlı olarak değerlendirmesini ve daha fazla çalışma için perfüzyondan örnek toplamasını ^sağlar11. İzole edilmiş akciğer sistemi ile çalışan araştırmacılar, mekanik ventilasyonun akciğer dokusunun çürümesine neden olduğunu ve kullanım süresini kısalttığını akılda bulundurmalıdır. Mekanik parametrelerdeki bu ilerleyici düşüş, deney sırasında akciğerlerin zaman zaman hiperenflasyona uğrayarak önemli ölçüde ^gecikebilir4. Yine de, hazırlık genellikle sekiz saatten fazla süremez. Ex-vivo akciğer perfüzyon sistemi için bir diğer husus merkezi sinir düzenlemesi ve lenfatik drenajın olmamasıdır. Yokluklarının etkileri henüz tam olarak anlaşılamamıştır ve bazı deneylerde potansiyel olarak önyargı kaynağı olabilir.

İzole akciğer perfüzyon sistemi tekniği tavşan modelinde yüksek derecede kıvam ve tekrarlanabilirlik ile yapılabilir. Bu çalışma, Mexico City'deki Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias'ta tavşan modeli için geliştirilen ex-vivo izole akciğer perfüzyon tekniğinin uygulanması için teknik ve cerrahi prosedürleri açıklar ve bu deneysel modelin uygulanmasındaki önemli adımlar hakkında içgörüleri paylaşmayı ve net bir kılavuz sağlamayı amaçlamaktadır.

Protokol

Tavşan modelinde izole perfüzyon sistemi, Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias'taki Bronşiyal Hiperresponsiflik Laboratuvarı'nda yaygın olarak kullanılmaktadır. Protokol, yaklaşık 2,5-3 kg ağırlığında yeni Zelanda tavşanlarını içerir. Tüm hayvanlar standart vivarium koşullarında ve ad libitum beslemesi laboratuvar hayvanları için resmi Meksika yönergelerine (NOM 062-ZOO-1999) uygun olarak ve Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu (8^. baskı, 2011) altında tutulmuştur. Bu protokolde sunulan tüm hayvan prosedürleri ve hayvan bakım yöntemleri daha önce Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias Etik Komitesi tarafından onaylanmıştır.

NOT: İzole akciğer perfüzyon sisteminin hazırlanması, anestezi altında ve ötanazi yoluyla bir hayvanın kasıtlı ölümünü içerir.

1. Ekipman ve aparatların hazırlanması.

1. Ekipman düzenlemesi:
   1. Tavşanın ağırlığına göre boyuta sahip bir ameliyat masası kurun.
   2. Yapay toraksın kapağını, altında cam hazne bulunan çelik kolona ve yanlarında bir makaralı pompa ile vantilatöre monte edin.
   3. Kapağın, daha hızlı bir bağlantı sağlamak için trakea ile aynı hizada trakeal canüle kolayca eğimli olduğundan emin olun.
2. Yapay toraks:
   NOT: Sistemin önemli bir parçasıdır. Özel bir kapakla kapatılmış su ceketli bir cam odadan oluşur. Kapak, nefes borusunu ve içine gömülü damarları kanüle etme bağlantılarına sahip organ tutucu olarak çalışır.
   1. Yapay toraksın içindeki negatif basıncı oluşturmak için basınçlı hava ile çalışan bir venturi jeti kurun.
      NOT: Havalandırma kontrol modülü (VCM), solunum ve son ekspirasyon basınçlarının yanı sıra solunum hızı ve inspiratuar sürenin toplam döngü süresine oranının ayrı ayrı ayarlanmasına izin verir.
3. Cihaz:
   1. Normalde çalışan bir aparatın, üzerinde pnömotachometer ve ağırlık dönüştürücüsü bulunan ve bir kabarcık tuzağı ile ön ısıtma bobininin arkasında bulunan yapay toraksı tutan bir taban plakasına monte edilmiş bir ana çelik kolondan oluştuğundan emin olun.
   2. Bir diferansiyel basınç dönüştürücüserini pnömotachometreye, diğerini de oda basıncına bağlayın. Perfüzyon ve venöz basınçları ölçmek için toraksın arkasına farklı birkaç basınç dönüştürücü ayarlayın.
   3. Oksijenatörnün altındaki değişim stoğunu seviyeli bir elektrot ve cihazın yanındaki havalandırma sistemi ile bağlayın.

2. Kardiyopulmoner bloğun cerrahi olarak çıkarılması.

1. Anestezi:
   1. Yatıştırıcı (kslazine) ve barbitürat (pentobarbital) kombinasyonu kullanın.
      NOT: Deneysel sonuçlar üzerinde hiçbir etkisi olmadan farklı anestezik kokteyller kullanılabilir.
   2. İlk olarak, sağlıklı Yeni Zelanda tavşanlarını tek bir intramüsküler ksüller kslorür enjeksiyonu ile yatıştırın (3-5 mg / kg). Enjeksiyondan birkaç dakika sonra daha fazla manipülasyona izin vermek için tavşanların sakin ve rahat kalmasını sağlayın.
   3. Sedasyondan sonra, marjinal (yanal) kulak damarlarını, tavşanları pentobarbital sodyumun (28 mg/ kg) intravenöz enjeksiyonu ile uyuşturmaya erişim olarak kullanın.
2. Izleme:
   1. Yetersiz anestezi veya kalp ve solunum fonksiyonlarının aşırı depresyondan kaçınmak için aşağıdaki parametreleri izleyin. Anestezinin derinliğini değerlendirmek için bir parmak sıkışma testi gerçekleştirin.
   2. Mukoza zarının pembe olduğundan emin olun. Mavi veya gri tonları hipoksiyi gösterir.
   3. Kalp atış hızının 120-135 atım/dk arasında olduğundan ve vücut sıcaklığının 36,5 °C'nin altına düşmemesini sağlayın.
3. Hayvan yerleşimi:
   1. Tavşanın gövdesini tıraş edin ve hayvanı ameliyat masasına supine pozisyonda yerleştirin. Tissular hasarı önlemek için trakeotomiden sonra kolayın hızlı bir şekilde bağlanmasına izin vermek için havalandırma sistemini masanın yanına, tavşan kafasının arkasına yerleştirin.
4. Kesi ve trakeotomi:
   1. Cildi diyaframdan boyuna kadar 3-5 cm'lik bir ventral ortanca çizgi kesisi ile parçalara ayrıştırın.
   2. Çalışma makası ile trakeanın ön 2/3'ü iki kıkırdak halkası arasından kesiği keserek trakeal fibrüz membrandan trakeal kanamayı yerleştirin.
   3. 5 mm (dış çap) yerleştirin; OD) trakeal lifli membrandan trakeal canül ve dikkatlice sabitlemek için 4-0 ipek dikiş kullanın.
   4. Kanonun nefes borusuna doğru bükülmemesini sağlamak için nefes borusunun altına tokmak veya cımbız yerleştirin.
5. Pozitif basınçlı havalandırma:
   1. Akciğerler yapay toraksın dışında kaldığı sürece, ameliyat sırasında akciğer çökmesini önlemek için pozitif bir basıncı havalandırmak için küçük bir tür solunum pompası kullanın.
   2. Trakeotomiden sonra ve toraks açılmadan önce solunum pompasına bağlı trakeal kanondan havalandırmayı başlatın.
   3. Gelgit hacmini 10 mL/kg olarak ayarlayın.
      NOT: Deney kurulumuna ve yapay toraks modeline bağlı olarak, negatif basınç sağlamak için kullanılan aynı havalandırma pompası veya farklı bir havalandırma pompası ile pozitif basınçlı havalandırma sağlayarak hızlı bir yeniden canülasyon sağlar.
6. Torakotomi ve eksanguinasyon:
   1. Torasik boşluğa erişmek için, toraks duvarını açmak için bir neşter veya makas kullanın ve toraksın üst üçte birine kadar medial sternotomi yapın.
   2. Toraks yarılarını iki retraktörle açık tutun. Birkaç akciğer kapağı genellikle kalbi çevreler.
   3. Üstün ve alt vena kavayı yerelleştirin ve ipliklerle yönlendirin.
   4. Hayvanın eksanguinasyonundan önce, sağ ventrikülü tanımlayın ve 1000 UI / kg heparin enjekte edin.
   5. Enjeksiyondan hemen sonra, üstün ve alt vena kavayı önceden döngülü iplikle lige edin ve exsanguination yapın.
7. Kalp-akciğer hasadı:
   1. Kardiyopulmoner bloğu nazikçe ve hızlı bir şekilde hasat edin. Akciğerleri torakstan çıkarmak için bağ dokusunu ayırmak için doğrudan dijital diseksiyon veya yay makası kullanın.
   2. Bölgedeki vaskülatın yanı sıra yemek borusunu da parçalara ayrıştırın.
   3. Medial sternotomiyi trakeal canüle doğru uzatmak için manubrium sterniyi kesin ve her iki taraftaki trakeayı bağlantı dokusundan serbest bırakın.
   4. Şimdi, trakeayı trakeal canülden yukarıya resect. Trakea ve akciğerlerin dorsal fiksasyonu reseksiyonu reseksiyon edilirken, kavunu kraniokoaudal bir eksende hafifçe yukarı çekin.
8. Kanülasyon:
   1. İzole edilmiş akciğerleri torakstan kaldırın ve bir petri kabının üzerine steril bir gazlı bez üzerine dikkatlice yerleştirin.
   2. Atelektazi önlemek için, akciğerleri pozitif basınçlı ventilasyon kullanarak 2 cmH2O'ya ayarlanmış pozitif uç-ekspiratuar basınç (PEEP) ile havalandırın.
   3. Ventrikülleri atriyoventriküler oluk seviyesinde kalpten keserek çıkarın.
   4. İki ventrikülü açtıktan sonra, tavşan için OD 4.6 mm pulmoner arter kanüllerini pulmoner arterden bir sepetle tanıtın ve tavşan için OD 5.9 mm sol atriyum kanülini sepetle mitral kapaktan sol kulakçığa sokun.
   5. Kanülleri sabitlemek için pulmoner arterde ve sol kulakçıkta 4-0 ipek dikiş kullanın. Bu yapıların şişkinliğini önlemek için çevre dokuları pulmoner arter ve sol atriyumun ligatürlerine dahil edin.
   6. Kalan kanı damar yatağından temizlemek için arteriyel kanülden 250 mL salin izotonik çözelti enjekte edin.

3. Perfüzyon tekniği.

1. Kurulum:
   1. İzole edilmiş akciğerleri dikkatlice akciğer odasına yerleştirin.
   2. Trakeayı odanın kapağındaki dönüştürücüye takın.
   3. Kanüle edilmiş damarları perfüzyon sistemine bağlayın.
   4. Hazneyi kapatın ve döner kilit ile sabitleyin.
      NOT: Devridaim perfüzyon devresi açık bir venöz rezervuar, peristaltik pompa, ısı eşanjörü ve kabarcık tuzağından oluşur.
   5. Bu noktada, oda kapağını takın ve pozitiften negatif basınç havalandırmasına geçmek için bir stopcock'un üzerine geçin. Akciğerlerin negatif basınç havalandırmasını ve odanın hava geçirmez kapanmasını kontrol etmek için, akciğerin solunum gezisini ve basınç göstergesi üzerindeki oda basıncını inceleyin.
   6. Akciğerleri 200 mL yapay kansız perfüzat (sığır albümin% 2.5'ini içeren krebs-Ringer bikarbonat tamponu) ile perfüzyon.
   7. Perfüzyon akışını 3 mL/dk/kg'dan başlatın, ardından 5 dakikalık bir süre boyunca akışı yavaşça 5 mL/dk/kg'a yükseltin. Sonraki 5 dakika boyunca 8 mL/ dk / kg akışa ulaşın ve daha sonra 5 dakikalık bir süre sonra maksimum 10 mL / dk / kg akıya ulaşın. Havanın devreye girmesini önlemeye dikkat edin.
      NOT: pH'ı ve perfüzyonun sıcaklığını fizyolojik aralıklarda koruyun (pH 7.4-7.5; sıcaklık, 37 °C-38 °C). pH'ı ayarlamak için NaHCO3 (1N) ekleyin veya karbondioksit akışını artırın. Alternatif olarak, asitleştirmek için HCl (0.1N) kullanın.
2. Parametre:
   1. Önceden belirlenmiş perfüzyon ve havalandırma parametrelerinin gerektiği gibi ayarlanıp ayarlanmadığını kontrol edin.
   2. Akciğerleri 30 bpm frekansta nemlendirilmiş hava, 10 mL/kg gelgit hacmi ve 2 _cmH2O'luk bir uç ekspirasyon basıncı (Pe) ile havalandırın.
      NOT: Pulmoner arteriyel basınç (0-20 mmHg), oksijenatördeki veya rezervuardaki sıvı seviyesinin pulmoner gövdenin santimetrelerce yüksekliğine, pulmoner venöz basınç ise sol kulakçık üzerindeki basınç denge odasının yüksekliğine karşılık gelir. Her iki değer de değiştirilebilir. Sol atriyum basıncının da 0-20 mmHg olduğunu unutmayın.
3. Bölge 3 koşullarının eldei:
   1. Pulmoner arterde sabitlenmiş kanülün yan portlarına bağlı iki kateter, sol kulakçık ve basınç dönüştürücülerini arteriyel (Pa) ve venöz (Pv) basınçları ölçmek için kullanın.
   2. Taban çizgisi basınçlarını akciğer hilum seviyesinde ayarlayın (Sıfır referans).
   3. Deneyleri bölge 3 havalandırma koşullarında gerçekleştirin. Bunu başarmak için, izogravimetrik bir durum ile karakterize bir denge elde etmek için 10-15 dakika bekleyin.
   4. Bölge 3 koşullarının oluşması için venöz basıncın alveolar basınçtan (Palv) daha yüksek olduğundan ve arteriyel basıncın her ikisinden de (Pa > Pv > Palv) daha yüksek kaldığından emin olun.
   5. Maksimum sayıda pulmoner damar açmak ve deney sırasında mikrovasküler yatak içeriğini korumak için bölge 3 koşullarını elde etmek için akciğerlerin ağırlığının sabit ve arteriyel ve sol atriyal basınçların stabil olduğundan emin olun.
      NOT: Kfc'nin pulmoner ödem göstergesi olarak ölçülmesinin manuel ve otomatik perfüzyon sistemi arasında bir varyasyonu yoktur.
4. Elektronik kontrol ve sinyal işleme: Solunum akışının, ağırlık değişimlerinin, mikrovasküler basıncın, gelgit hacminin, vasküler direncin, diğerlerinin yanı sıra, dönüştürücülerden gelen sinyalleri entegre eden ve değerlendirme sisteminde görüntüleyen birden fazla merkezi elektronik üniteye kayıtlı olduğundan emin olun.

Sonuçlar

İzole akciğer perfüzyon sistemi biyopsi için organ manipülasyonu, perfüzyondan numune toplanması ve fizyolojik parametrelerin gerçek zamanlı veri toplanmasına izin verir. İzole sistem, metabolik ve enmatik aktiviteden akciğer nakilleri için ödem oluşumu ve koruma dönemlerine kadar farklı fonksiyonları ve akciğer olaylarını içeren birçok hipotezin test edilmesi için kullanılabilir.

Şekil 1, havalandırma sistemi ve hesaplanan veri toplama ...

Tartışmalar

Bu çalışma, pulmoner fizyoloji araştırmalarında önemli bir teknik olan izole akciğer perfüzyon sisteminin genel bir görünümünü görüntüler. İzole akciğer perfüzyon sistemi, kullanımlarında çok yönlülük sunar ve çok çeşitli hipotezlerin testinde ilgili çeşitli parametrelerin değerlendirilmesine izin ^verir15. İzole edilmiş bir akciğer sistemi, son on yılda organa özgü değerlendirmelerle ilgisini daha da ortaya koymuştur ve ayrıca mezenkimal kök

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
2-Stop Tygon E-Lab Tubing, 3.17 mm ID, 12/pack, Black/White	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-1864
Adapter for Positive Pressure Ventilation on IPL-4	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-4312
Adapter for Positive Pressure Ventilation on IPL-4	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-4312
Alternative Pressure-Free Gas Supply for IPL-4: To supply the trachea with gas mixture different from room air during negative ventilation	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-4309
Base Unit for the Rabbit to Fetal Pig Isolated Perfused Lung	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-4138
Bovine serum A2:D41albumin lyophilized powder	sigma	3912	500 g
Calcium chloride, CaCl2·2H2O.	JT Baker	10035-04-8
Cryogenic vials	Corning	430659	2 mL
D-glucosa, C6H12O6.	sigma	G5767
Differential Low Pressure Transducer DLP2.5, Range +- 2.5 cmH2O, HSE Connector	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-3882
Differential Pressure Transducer MPX, Range +- 100 cmH2O, HSE Connector	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-0064
Eppendorf tubes
Ethanol absolute HPLC grade	Caledon
Falcon tubes			14 mL
Harvard Peristaltic Pump P-230 (Complete with Control Box and P-230 Motor Drive)	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	70-7001
Heated Linear Pneumotachometer 0 to 10 L/min flow range	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	59-9349
Heater Controller for Single Pneumotachometer 230 VAC, 50 Hz	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	59-9703
Heparin	PISA		5000 UI
HPLC Column (C18 100A 5U)	Alltech	98121213	150 mm x 4.6 mm
Hydrophilic Syringe Filter	Millex	SLLGR04NL	4 mm
IPL-4 Core System for Isolated Rabbit to Fetal Pig Lung, 230	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-4296
IPL-4 Core System for Isolated Rabbit to Fetal Pig Lung, 230 V	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-4296
Jacketed Glass Reservoir for Buffer Solution, with Frit and Tubing, 6.0 L	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-0322
Lauda Thermostatic Circulator, Type E-103, 230 V/50 Hz, 3 L Bath Volume, Temperature Range 20 to 150°C	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-0125
Left Atrium Cannula for Rabbit with Basket, OD 5.9 mm	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-4162
Low Range Blood Pressure Transducer P75 for PLUGSYS Module	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-0020
Magnesium sulfate heptahydrate, MgSO4·7H2O	JT Baker	10034-99-8
Microcentrifuge Tube	Corning	430909
Negative Pressure Ventilation Control Option with Pressure Regulator for IPL-4	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-4298
New Zeland rabbits
PISABENTAL (Pentobarbital sodium)	PISA	Q-7833-215
PLUGSYS Case, Type 603* 7	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-0045
PLUGSYS TCM Time Counter Module	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-1750
PLUGSYS Transducer Amplifier Module (TAM-A)	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-0065
PLUGSYS Transducer Amplifier Module (TAM-D)	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-1793
PLUGSYS VCM-4R Ventilation Control Module with Pressure Regulator	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-1755
Potassium chloride, KCl.	JT Baker	3040-01
Potassium dihydrogen phosphate, KH2PO4	JT Baker	7778-77-0
PROCIN (Xylacine clorhydrate)	PISA	Q-7833-099
Pulmonary Artery Cannula for Rabbit with Basket, OD 4.6 mm	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-4161
Scalpel knife
Serotonin 5-HT
Servo Controller for Perfusion (SCP	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-2806
Snap Cap Microcentrifuge Tube	Costar	3620	1.7 mL
Sodium bicarbonate, NaHCO3	sigma	S6014
Sodium chloride, NaCl.	sigma	S9888
Surgical gloves No. 7 1/2
Surgical gloves No. 8
Taygon tubes	Masterflex
Tracheal Cannula for Rabbit, OD 5.0 mm	Hugo Sachs Elektronik (HSE)	73-4163