تقديم العلاجات القلبية في نموذج احتشاء عضلة القلب الخنازير

Summary

يصف البروتوكول الحالي ثلاث طرق لإدارة العوامل العلاجية القلبية في نموذج الخنازير. تلقت إناث الخنازير البرية العلاج من خلال: (1) بضع الصدر والحقن عبر اللب ، (2) حقن الشغاف القائم على القسطرة ، أو (3) التسريب في الوريد عبر مضخة صغيرة تناضحية الوريد الوداجي.

Abstract

احتشاء عضلة القلب هو أحد الأسباب الرئيسية للوفاة والعجز في جميع أنحاء العالم ، وهناك حاجة ملحة لاستراتيجيات جديدة لحماية القلب أو التجديد. أحد المكونات الأساسية لتطوير الأدوية هو تحديد كيفية إعطاء علاج جديد. تعتبر النماذج الحيوانية الكبيرة ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية ذات أهمية حاسمة في تقييم جدوى وفعالية استراتيجيات التسليم العلاجي المختلفة. نظرا لتشابهها مع البشر في فسيولوجيا القلب والأوعية الدموية ، وتشريح الأوعية الدموية التاجية ، ونسبة وزن القلب إلى وزن الجسم ، تعد الخنازير واحدة من الأنواع المفضلة في التقييم قبل السريري للعلاجات الجديدة لاحتشاء عضلة القلب. يصف البروتوكول الحالي ثلاث طرق لإدارة العوامل العلاجية القلبية في نموذج الخنازير. بعد احتشاء عضلة القلب الناجم عن طريق الجلد ، تلقت إناث الخنازير البرية علاجا بعوامل جديدة من خلال: (1) بضع الصدر والحقن عبر القلب ، (2) حقن الشغاف القائم على القسطرة ، أو (3) التسريب في الوريد عبر مضخة صغيرة تناضحية الوريد الوداجي. الإجراءات المستخدمة لكل تقنية قابلة للتكرار ، مما يؤدي إلى توصيل الأدوية القلبية بشكل موثوق. يمكن تكييف هذه النماذج بسهولة لتناسب تصميمات الدراسة الفردية ، ويمكن استخدام كل من تقنيات التسليم هذه للتحقيق في مجموعة متنوعة من التدخلات الممكنة. لذلك ، تعد هذه الطرق أداة مفيدة للعلماء الانتقاليين الذين يتبعون مناهج بيولوجية جديدة في إصلاح القلب بعد احتشاء عضلة القلب.

Introduction

مرض الشريان التاجي (CAD) واحتشاء عضلة القلب المرتبط بارتفاع ST (STEMI) هي الأسباب البارزة للوفاة في جميع أنحاء العالم. في العقدين الماضيين ، تم إحراز تقدم كبير في الحد من الوفيات داخل المستشفى للمرضى الذين يعانون من STEMI ، من خلال ظهور التدخل التاجي عن طريق الجلد ، والعلاجات المحللة للفبرين ، وتوحيد خوارزميات العلاج لضمان تحقيق إعادة التروية في الوقت المناسب¹،^2،3. على الرغم من ذلك ، لا تزال المراضة المرتبطة ب STEMI عبئا كبيرا ، مما يخلق حاجة كبيرة لتطوير علاجات جديدة لحماية القلب والتجديد ^2,3. أحد المكونات الأساسية للتطوير العلاجي هو تحديد كيفية إعطاء علاج جديد⁴. يجب مطابقة سلامة وفعالية وجدوى كل طريقة مع خصائص العلاج نفسه.

تعتبر النماذج الحيوانية الكبيرة ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية حاسمة في تقييم هذه السمات لاستراتيجيات التسليم العلاجية المختلفة⁵. نظرا لتشابهها مع البشر في فسيولوجيا القلب والأوعية الدموية ، وتشريح الأوعية الدموية التاجية ، ونسبة وزن القلب إلى وزن الجسم ، تعد الخنازير واحدة من الأنواع المفضلة في التقييم قبل السريري للعلاجات الجديدة لاحتشاء عضلة القلب⁶. لقد استخدمنا سابقا نموذج STEMI للخنزير لإثبات القدرة التعويضية للعلاج بالبروتين المؤتلف⁷ ، ونواصل التحقيق في العلاجات الدوائية والخلوية والجينية الجديدة باستخدام هذا النموذج. هنا ، يتم وصف ثلاث تقنيات للإعطاء العلاجي المستخدمة في نماذج الخنازير بعد إنشاء احتشاء: بضع الصدر والحقن عبر النخاب ، وحقن الشغاف عن طريق الجلد ، وزرع مضخة صغيرة تناضحية ووديجية. تتيح الطريقتان الأوليان توصيل الأنسجة المحلية ، وتقليل الجرعات المطلوبة ، والتأثيرات غير المستهدفة ، والتمثيل الغذائي الكبدي الأول⁸،^9،10. تسمح المضخة الصغيرة التناضحية بالتسليم المستمر للدواء ذي عمر النصف القصير ، مما يلغي الاعتماد على مضخة التسريب والقنية الوريدية الحاصلة على براءة اختراع ، وكلاهما يمثل تحديا في النماذج الحيوانية الكبيرة.

من خلال وصف هذه التقنيات ، من المأمول أن تساعد هذه المقالة العلماء الانتقاليين في التحقيق في العوامل الجديدة لحماية القلب أو التجدد بعد احتشاء عضلة القلب في النماذج الحيوانية الكبيرة.

Protocol

تم إجراء جميع التجارب وفقا ل "القانون الأسترالي لرعاية واستخدام الحيوانات للأغراض العلمية" وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة أخلاقيات الحيوان في منطقة غرب سيدني الصحية المحلية. تم استخدام جيلات بيضاء كبيرة x landrace قبل سن البلوغ ، تزن 18-20 كجم ، في هذه الدراسة.

1. تربية الحيوانات

1. إيواء الحيوانات وفقا للوائح لجنة أخلاقيات الحيوان المحلية.
   ملاحظة: يتم إيواء الحيوانات المدرجة في هذا البروتوكول بشكل فردي لتجنب القتال والإصابة وضمان عدم وجود منافسة على الطعام. ومع ذلك ، يمكن لجميع الحيوانات رؤية وسماع وشم رائحة محددة. تحتوي أقلامهم على أرضيات خرسانية لسهولة التنظيف ، ولها جزء محمي داخلي وخارجي. يتم تزويد الخنازير بفراش من القش في الجزء الداخلي و "ألعاب" إثراء في الجزء الخارجي.

2. التخدير والتخدير العام

1. التخدير
   1. تأكد من صيام الحيوان لمدة 12 ساعة على الأقل قبل البدء في أي تخدير شديد أو تخدير عام.
   2. إذا لم يكن لدى الحيوان وصول الأوعية الدموية في شكل خط مركزي ، فاستخدم بروتوكول مهدئ عضلي.
   3. يتكون التخدير العضلي من 8 مغ/كغ من الكيتامين، و0.3 مغ/كغ من الميدازولام، و0.2 مغ/كغ من الميثادون، و10 ميكروغرام/كغ من ميديتوميدين (انظر جدول المواد). إدارة هذا الخليط في العضلات المحورية للحيوان مع إبرة 21 غرام. في المتوسط ، تستغرق الحيوانات من 5 إلى 10 دقائق لتصبح مخدرة بشدة.
      ملاحظة: الخنزير المجهد أكثر مقاومة للتخدير. تأكد من أن المعالج الهادئ والواثق يخدر الحيوان وأن الحيوان لا يتعرض للتوتر بشكل غير مبرر. إذا أصبح الحيوان متوترا ، فمن الأفضل تركه بمفرده لمدة 5-10 دقائق والمحاولة مرة أخرى.
   4. قم بإجراء التخدير الوريدي إذا كان هناك خط مركزي في مكانه وبراءة اختراع. يتكون التخدير الوريدي من 2 مغ/كغ من الكيتامين، و0.2 مغ/كغ من الميدازولام، و0.2 ملغ/كغ من الميثادون، و2 ميكروغرام/كغ من ميديتوميدين.
   5. اغسل الخط الوريدي ب 0.9٪ كلوريد الصوديوم أولا لضمان المباح. ثم ، ادفع ببطء نصف المحقنة المختلطة عبر الخط واغسلها بنسبة 0.9٪ كلوريد الصوديوم.
   6. مراقبة الحيوان ، الذي يجب أن يكون مخدرا بشدة في غضون 20-30 ثانية. إذا لم يتم تخدير الحيوان بعد ، فقم بغسل النصف المتبقي من المحقنة ، كما هو موضح في الخطوة 2.1.5.
2. الوصول إلى الأوعية الدموية
   1. بمجرد تخديره بشكل مناسب ، انقل الخنزير إلى غرفة العمليات.
   2. قبل أكسجة الخنزير بقناع للوجه ومعدل تدفق أكسجين 5 لتر / دقيقة. قم بتوصيل مقياس التأكسج النبضي بذيل الخنزير أو أذنيه أو لسانه لمراقبة الحيوان طوال الوقت.
   3. باستخدام قنية 22 أو 24 G ، يمكنك الوصول إلى كل من أوردة الأذن الهامشية اليسرى واليمنى وتأمينها بشريط.
3. التخدير العام
   1. ضع الخنزير في راقد القصة.
   2. يتم تطبيق 1-3 ملغم/كغ من البروبوفول (انظر جدول المواد) عن طريق الوريد كدفعة بطيئة معايرة. اطلب من مساعد أن يمسك فم الحيوان مفتوحا (يجب أن يكون الفك متراخيا في هذه المرحلة) ويمد الرقبة.
   3. استخدم منظار الحنجرة (انظر جدول المواد) لخفض قاعدة اللسان ولسان المزمار لفضح الغضاريف الأريتينية للحنجرة.
   4. مرر أنبوبا رغاميا مشحما (مقاس 5.5 أو 6.0 ؛ انظر جدول المواد) مع نمط من خلال الغضاريف الأرتينية إلى القصبة الهوائية. في بعض الأحيان ، قد تشعر بالمقاومة أثناء المرور عبر الحنجرة. يمكن مواجهة ذلك بالدوران اللطيف للأنبوب الرغامي. إذا كان الحيوان يقاوم التنبيب ، فقم بتطبيق المزيد من البروبوفول عن طريق الوريد.
   5. إزالة stylet من أنبوب القصبة الهوائية. قم بنفخ سوار الأنبوب الرغامي حتى تقتنع بعدم وجود تسرب للهواء حول الأنبوب. بشكل عام ، مطلوب 4-6 مل من الهواء ، على الرغم من أن الحجم يمكن أن يختلف اعتمادا على حجم الأنبوب والحيوان.
   6. تأمين الأنبوب الرغامي خلف آذان الحيوان.
   7. قم بتوصيل الحيوان بدائرة مخدر لإعادة التنفس باستخدام وظيفة جهاز التنفس الصناعي للتحكم في مستوى الصوت. عندما يكون الحيوان متصلا ، قم بإيقاف تشغيل جهاز التنفس الصناعي.
      ملاحظة: تأكد من أن صمام حد الضغط القابل للتعديل (APL) أو "الصمام المنبثق" مفتوح في جميع الأوقات. يمكن أن يؤدي عدم ترك الصمام مفتوحا إلى رضح ضغطي مميت للحيوان.
   8. تقليل معدل تدفق الأكسجين في دائرة التخدير إلى 2 لتر / دقيقة.
   9. اضبط جهاز التنفس الصناعي بالضغط الإيجابي على وضع "التحكم في مستوى الصوت". اضبط حجم المد والجزر على 10 مل / كجم ومعدل التنفس على 20 نفسا / دقيقة. تأكد من ضبط نسبة الشهيق: الزفير على 1: 2.
   10. طوال العملية ، تعامل مع معدل التنفس للتأكد من أن ثاني أكسيد الكربون في نهاية المد والجزر يقع بين 35-50 مم زئبق.
       ملاحظة: يجب ألا يتجاوز ضغط الشهيق 20 سم H₂O. الزيادات في الضغط الشهيقي تدفع إلى التحقيق في مكامن الخلل أو انسداد الأنابيب. للتخفيف من الضغوط المتزايدة غير المرتبطة بالأنابيب ، يمكن تقليل نسبة الشهيق: الزفير إلى 1: 1.5 ، وتقليل حجم المد والجزر.
   11. إذا كان الحيوان مستقرا ديناميكيا ، فاحتفظ به بتخدير استنشاقي. إذا لم يكن الحيوان مستقرا من الناحية الديناميكية الدموية ، فاحتفظ به بالتخدير الوريدي الكلي ، كما هو موضح في الخطوة 2.3.14.
       1. إذا كان سيتم إعطاء الحيوان تخديرا مستنشقا ، فابدأ ب 2.5٪ إيزوفلوران من لحظة توصيل دائرة التخدير لأول مرة.
       2. خلال ال 30 دقيقة التالية ، فطم الحيوان تدريجيا إلى 1.5٪ من الإيزوفلوران المستنشق. الحفاظ على الحيوان على 1.5 ٪ isoflurane حتى نهاية الإجراء.
       3. قم بتقييم عمق التخدير كل 10 دقائق عن طريق فحص ردود الفعل الجفنية واختبار نغمة الفك. اضبط الأيزوفلوران حسب الحاجة للحفاظ على عمق التخدير.
   12. إذا كان الحيوان غير مستقر ديناميكيا ، فاحتفظ به بالتخدير الوريدي الكلي ، مما يسمح بتحكم أكبر في عمق التخدير دون مضاعفات القلب والأوعية الدموية المرتبطة بعوامل التخدير المستنشقة.
       1. قم بإعداد إما مضخات المحاقن أو مضخات السوائل القياسية باستخدام البروبوفول والفنتانيل والميدازولام. قم بتوصيل هذه بالحيوان عبر خط مشترك.
          ملاحظة: يمكن تشغيل البروبوفول عند 0.1-0.6 مجم / كجم / دقيقة ، ويمكن تشغيل الفنتانيل عند 1-5 ميكروغرام / كجم / ساعة ، ويمكن تشغيل الميدازولام عند 0.05-0.2 مجم / كجم / ساعة.
       2. كما هو الحال مع التخدير المستنشق، قم بمعايرة هذه الأدوية لتأثيرها طوال فترة التخدير للحفاظ على عمق التخدير المناسب.
   13. توفير دعم السوائل عن طريق الوريد مع 0.9٪ كلوريد الصوديوم أو محلول هارتمان (انظر جدول المواد) بمعدل 5 مل / كجم / ساعة.
   14. راقب الحيوان بقياسات ضغط الدم ، والتصوير الكابنوغرافي ، ومراقبة غازات التخدير ، ودرجة الحرارة ، وقياس التأكسج النبضي ، وتخطيط القلب الكهربائي.
   15. خلال أي إجراء ، يجب توفير تسكين إضافي على شكل 0.2 مجم / كجم من الميثادون عن طريق الوريد كل 4 ساعات بعد التخدير المسبق.
       ملاحظة: يمكن إعطاء التسكين على فترات أقصر إذا أظهر الحيوان علامات الألم أثناء التخدير (عدم انتظام دقات القلب ، عمق التخدير المخفف دون تغييرات في أدوية الصيانة).

3. وضع الخط المركزي

1. ضع الخنزير في الاستلقاء الظهري مع تمديد الأطراف الخلفية ، وتمديد الطرف الأمامي الأيسر ، وثني الطرف الأمامي الأيمن وتثبيته برباط.
2. تحضير عنق الخنزير بشكل معقم ، وتغطيتها بعناق.
3. استخدم مسبار الموجات فوق الصوتية الخطي (انظر جدول المواد) مع غطاء معقم لتحديد موقع الوريد الوداجي الأيمن. من الأفضل تحقيق ذلك من خلال المسبار الموجه بشكل عمودي على القصبة الهوائية وتحريكه ببطء بشكل جانبي من الحنجرة.
4. قم بتمكين وضع دوبلر الملون للمساعدة في تحديد الوريد الوداجي. يمكن تمييز الوريد الوداجي عن الشريان السباتي من خلال إظهار قابلية الانهيار والتدفق المستمر غير النابض.
5. استخدم إبرة طبخ 18 جم (انظر جدول المواد) للوصول إلى الوريد تحت توجيه الموجات فوق الصوتية. بمجرد الوصول ، مرر سلك J-tip مقاس 0.035 بوصة (انظر جدول المواد) عبر الإبرة وقم بربطها في الوعاء. قم بإزالة الإبرة فوق السلك.
6. قم بتمرير خط مركزي متدفق مسبقا فوق السلك وادفعه إلى الوريد. تأكد من أن السلك مرئي من الطرف البعيد للخط في جميع الأوقات.
   ملاحظة: تم استخدام قسطرة وريدية مركزية 5 Fr ، ثنائية التجويف (انظر جدول المواد) للأشخاص الذين يحتاجون إلى الوصول عن طريق الوريد على مدى فترة 1-4 أسابيع.
7. إذا كانت هناك صعوبة في دفع الخط عبر الجلد ، فاستخدم مشرطا رقم 11 لإنشاء شق صغير 2-4 مم لتسهيل مرور الخط عبر السلك. ضع ضغطا سلبيا متبوعا بتدفق على كل خط خارجي لضمان المباح. المشبك كل سطر قبالة.
8. قم بتوصيل المراسي المتوفرة بالخطوط الخارجية وثبتها في مكانها بخيوط 2-0 أو 3-0 غير قابلة للذوبان (انظر جدول المواد). ضع خيوط إضافية لتأمين الخطوط الخارجية ظهريا لتجنب مضغ الحيوان لها.
9. قم بتوصيل خطوط التمديد المتدفقة بخطوط القسطرة الخارجية وقم بتثبيتها.
10. قم بتركيب الحيوان مع سترة خنزير تجارية (انظر جدول المواد) وقم بتأمين الخطوط بداخله. إذا لم يتم إجراء إجراءات أخرى أثناء نفس المخدر ، فقم بتركيب السترة قبل تعافي الحيوان مباشرة.

4. احتشاء عضلة القلب

ملاحظة: تلقت الحيوانات المستخدمة في هذا النموذج احتشاء عضلة القلب بعد طريقة⁷ المنشورة مسبقا.

1. أداء احتشاء عضلة القلب 2 أسابيع قبل إجراءات الحقن عبر القلب وعبر الشغاف⁸،^9،10. تم إجراء زرع المضخة الصغيرة التناضحية مباشرة بعد إعادة التروية التاجية في نفس الإجراء.

5. إدارة الدواء أو الخلية

1. بضع الصدر وحقن الخلايا النخابية
   1. تطبيق المضادات الحيوية الوقائية الوريدية على شكل 22 ملغ/كغ من سيفازولين (انظر جدول المواد). استمر كل 90 دقيقة طوال العملية.
   2. ضع الحيوان في وضع الاستلقاء الجانبي الأيمن.
   3. ضع رقعة فنتانيل 100 ميكروغرام / ساعة (انظر جدول المواد) على المستوى المسطح خلف آذان الخنزير. مع تغطية خلع الملابس لاصقة أو 2-0 خياطة.
      ملاحظة: تعتبر هذه الرقعة "نشطة" بعد 12 ساعة من وضعها ، وتوفر تسكين لمدة 72 ساعة.
   4. قم بإعداد كابلات وتصحيحات نظام رسم الخرائط الكهرومغناطيسية وفقا لمواصفات المنتج (انظر جدول المواد).
   5. ضع علامة على خط أفقي 10 سم بين الأضلاع 4 و 5 على الحيوان باستخدام قلم تلوين أو علامة جراحية.
   6. تحضير خليط من الليدوكائين (2 ملغ/كغ) وبوبيفاكايين (1 ملغ/كغ) في حقنة واحدة بإبرة 25 غرام.
   7. إعداد موقع الجراحة بشكل معقم وثنى الحيوان. قم بإجراء كتلة خط جلدي في موقع الشق المحدد عن طريق إدخال الإبرة في الجلد بزاوية ضحلة ، وسحب المكبس قليلا لضمان عدم ارتجاع الدم في المحقنة ، وحقن المحلول ببطء أثناء سحب الإبرة من الجلد. كرر هذه العملية أثناء التحرك لأسفل الخط.
      ملاحظة: يجب تطبيق الضغط السلبي على المحقنة في كل موقع حقن جديد لضمان عدم إعطاء بوبيفاكايين داخل الأوعية الدموية. يمكن أن يكون البوبيفاكايين داخل الأوعية قاتلا بسرعة.
   8. باستخدام مشرط رقم 22 ، قم بعمل شق جلدي 10 سم على طول الخط المحدد.
   9. باستخدام الكي أحادي القطب (انظر جدول المواد) ، قم بتعميق الشق من خلال طبقات العضلات الأساسية حتى يتم الوصول إلى العضلات الوربية.
   10. تحضير حقنة معقمة من 0.5 ملغ/كغ من بوبيفاكايين و1 ملغ/كغ من اللجنوكايين، وإرفاق إبرة 25 غرام.
   11. أدخل الإبرة بزاوية ضحلة على الحافة الذيلية للضلع الرابع. اضغط سلبا على المكبس للتأكد من أن الإبرة لم تمر عبر الوريد أو الشريان الوربي. حقن ببطء ربع حجم المحقنة مع الحفاظ على ثبات الإبرة.
   12. كرر الخطوة 5.1.12 في ثلاثة مواقع أخرى ، على بعد 3-5 سم على طول الحافة الذيلية للضلع الرابع.
   13. استخدم مقص Metzenbaum (انظر جدول المواد) لشق العضلات الوربية بعناية ، ثم شق غشاء الجنب بعد التأكيد مع طبيب التخدير.
   14. عند شق غشاء الجنب ، قم بإيقاف تشغيل جهاز التنفس الصناعي للسماح للرئتين بالسقوط بعيدا عن غشاء الجنب. بعد إجراء الشق ، أعد تشغيل جهاز التنفس الصناعي واضبط ضغط الزفير النهائي الإيجابي على 4 سم_{H 2}O.
   15. ضع مبعدات الأضلاع ذاتية الاحتفاظ بين الضلوع وافتحها ببطء لكشف القلب. باستخدام ملقط الأنسجة ، أمسك التامور برفق ، وشق بمقص Metzenbaum حتى يكون القلب خارجيا.
       ملاحظة: خلال هذه الخطوة والخطوات القليلة التالية ، يكون عدم انتظام ضربات القلب شائعا. يجب مراقبة تخطيط القلب عن كثب ، ويجب إيقاف أي تلاعب بالقلب مؤقتا إذا أصبح الحيوان غير مستقر ديناميكيا (متوسط الضغط الشرياني أقل من 55 مم زئبق). يجب إعطاء جرعات من الميتارامينول عن طريق الوريد (0.25 مجم) حسب الحاجة لتحسين ضغط الدم.
   16. ضع خيوط إقامة مؤقتة 2-0 على طرفي وجانبي شق التامور لتثبيته على جدار الصدر وإنشاء بئر التامور. تأكد من دعم جوانب التامور لجعل بئر التامور ضحلا قدر الإمكان.
   17. استخدم مسحات مبللة أو إسفنجات فتح البطن لتعبئة المنطقة المحيطة بالقلب. سيساعد ذلك في الحفاظ على استقرار القلب ومنع جفاف الأنسجة المكشوفة.
   18. توصيل قمة القلب من داخل تجويف التامور بإصبع السبابة خلف البطين الأيسر. احرص على تقليل ضغط البطين الأيسر.
       ملاحظة: يمكن للقلب السليم أن ينبض بشكل مريح مع توجيه القمة عموديا ، والجلوس على قاعدته بدعم لطيف ولكن بدون ضغط. هناك انخفاض أولي في ضغط الدم المرتبط بالتلاعب ، ولكن يجب أن يتعافى هذا إلى مستوى مقبول في حالة عدم وجود ضغط البطين الخارجي.
       1. في حالة عدم حدوث أي انتعاش أو بطيء جدا في 15 ثانية ، أعد القلب على الفور إلى تجويف التامور واتخذ الخطوات اللازمة لتحسين المعلمات الدورة الدموية قبل مزيد من الخلع.
          ملاحظة: إذا كان من الممكن خلع البطين ، فيمكن الحفاظ على موضع القمة خارج التامور عن طريق وضع حزم شاش بحجم مناسب داخل التامور لدعم البطين. وبالمثل ، يمكن وضع مسحة ممدودة ومبللة أسفل قاعدة القلب ، حيث تعمل بمثابة "حبال" توجه قمة القلب لأعلى نحو الشق (الشكل 1 أ).
   19. قم بإنشاء خريطة جهد كهروتشيه لسطح البطين الأيسر باستخدام قسطرة رسم الخرائط الكهربية (الشكل 1 ب). حدد الندبات والحدود والمناطق النائية من خلال قطع الجهد القياسي.
       ملاحظة: تم تعريف الندبة والمنطقة النائية بقطع ثنائي القطب يبلغ <0.5 مللي فولت أو >1.5 مللي فولت ، وقطع أحادي القطب يبلغ <3 مللي فولت أو >8.3 مللي فولت ، على التوالي^11,12.
   20. ثني إبرة حقنة التوصيل العلاجي 27 جم إلى زاوية 80-90 درجة تقريبا.
   21. دفع الإبرة إلى الأنسجة المستهدفة بزاوية ضحلة والضغط على مكبس المحقنة لتفريغ 1/4 إلى 1/3 من الحجم الكلي. يجب ملاحظة ابيضاض الأنسجة (الشكل 1C). استخدم قسطرة رسم الخرائط الكهربية للتعليق على موقع موقع الحقن على خريطة الجهد النقوي المتولد (الشكل 1 د).
       ملاحظة: تم استخدام حقن المركبات التي تتكون من وسيط زراعة الخلايا (RPMI 1640) لأغراض العرض التوضيحي في بروتوكول الفيديو.
   22. سحب الإبرة جزئيا وإعادة توجيهها داخل عضلة القلب. تفريغ 1/4 إلى 1/3 أخرى من حجم المحقنة. استمر حتى تصبح المحقنة فارغة.
   23. كرر الخطوات 5.1.20-5.1.24 حتى يتم تسليم الجرعة المطلوبة.
   24. قم بإزالة المسحات التي تحتوي على القلب ، وقم بإزالة "المعلقة" برفق أسفل القلب ، حتى تعود إلى الوضع المحايد. عدم انتظام ضربات القلب شائع خلال هذه الخطوة ، ويجب توخي الحذر كما هو موضح في الخطوة 5.1.17.
   25. قم بإزالة خيوط البقاء 2-0 من التامور. قم بفك المبعدة وإزالته من الصدر.
   26. استخدم خيوط بوليديوكسانون مقاس 1 (PDS) بإبرة مستديرة ذات رأس حاد لإغلاق الصدر عن طريق تمريره عبر الفراغات بين الضلعين 3 و 4 والأضلاع 5 و 6.
       ملاحظة: توفر الغرز الضيقة الشكل الثامن تأثير بكرة لتقريب الأضلاع. يجب استخدام اثنين أو ثلاثة من هذه الغرز ، اعتمادا على حجم الحيوان.
   27. قبل شد وربط الغرز التقريبية للأضلاع ، أدخل طولا قصيرا من أنبوب السيليكون في الحافة البطنية للشق.
   28. ضع الطرف الحر للأنبوب في وعاء من محلول ملحي معقم لتصريف مغلق تحت الماء للتجويف الجنبي.
   29. أغلق طبقات العضلات العلوية بنمط مستمر بسيط مع 2-0 خيوط قابلة للامتصاص. أغلق الجلد بنمط بسيط مستمر أو متشابك^{فورد 13} بخياطة 2-0 أو 3-0 غير قابلة للامتصاص.
   30. عند اكتمال إغلاق الجرح ، اطرد الهواء الحر من الصدر بتأثير تهوية الضغط الإيجابي.
       1. أدر جهاز التنفس الصناعي إلى إعداد "التنفس الحر". استخدم كيس الخزان على دائرة إعادة التنفس لتوفير ضغط إيجابي ثابت للممرات الهوائية (الحفاظ على 20-30 سم_{H 2}O).
       2. استمر في هذا الضغط حتى لا يتم ملاحظة الفقاعات في الوعاء الملحي ، مما يشير إلى عدم وجود هواء حر داخل الصدر.
       3. قم بإزالة أنبوب السيليكون.
   31. ضع ضمادة لاصقة على موقع الجراحة ، وضع خيوط متقطعة بسيطة متناثرة للمساعدة في الحفاظ على الضمادة في مكانها.
   32. عند التعافي، يتم تطبيق 0.3 ملغ/كغ من الميثادون تحت الجلد و0.2-0.5 ملغ/كغ من أوندانسيترون (انظر جدول المواد) عن طريق الوريد.
2. زرع مضخة صغيرة تناضحية الوريد الوداجي
   1. ضع الحيوان كما هو موضح في الخطوة 3.1. إعداد معقم وثنى الجانب الأيمن من رقبة الحيوان.
   2. باستخدام شفرة مشرط رقم 22 ، قم بعمل شق 8-10 سم يمتد بشكل جملجي من نقطة 2-3 سم جانبية إلى manubrium sterni. يجب أن يصبح هذا الشق جانبيا أكثر قليلا لأنه يتحرك بشكل قحفي.
   3. استخدم مقص Metzenbaum لتشريح العضلات الجلدية القولونية والقصية والعظمية. استخدم تقنيات التشريح الحاد لتعميق الشق حتى يصبح الوريد الوداجي الخارجي مرئيا.
   4. ضع مبعدات ذاتية الاحتفاظ في الشق وافتحها لتحسين الرؤية.
   5. باستخدام ملقط الأنسجة البنية Adson (انظر جدول المواد) ومقص Metzenbaum ، قم بإزالة الأنسجة الرخوة المحيطة بالوريد الوداجي ، أعلى وأسفل (الشكل 2 أ). هذه خطوة حاسمة ، كما هو الحال في المراحل اللاحقة ، يمكن للأنسجة الرخوة التي تغطي الوعاء أن تعيق مرور أنبوب المضخة الصغيرة.
   6. استخدم خياطة قابلة للامتصاص 5-0 من خلال الطرف الذيلي المكشوف للوريد ، حوالي 1 سم من الجمجمة من الحافة الذيلية المرئية للوعاء. مرر الخيط في "لدغات" مقاس 5 مم بالطريقة التالية: من الجمجمة إلى الذيلية على الجانب الأيمن ، ومن اليمين إلى اليسار ، والذيلية إلى الجمجمة على الجانب الأيسر. يجب أن يظهر النمط الناتج ك "ثلاثة جوانب من مربع". تأكد من أن ذيول الخيط من كلا الطرفين متساوية في الطول.
   7. قم بتجميع المضخة الصغيرة كما هو موضح في دليل تعليمات المنتج (انظر جدول المواد).
   8. ربط حلقة مرنة الأوعية الدموية حول الوعاء في كل من النهايات الجمجمة والذيلية. احتفظ بها فضفاضة في البداية. اطلب من مساعد وضع التوتر على روابط الأوعية الدموية لسد الوعاء.
   9. باستخدام إبرة 14 G ، قم بإنشاء ثقب في الوريد في وسط "المربع ثلاثي الجوانب" الذي تم إنشاؤه باستخدام مادة خياطة (الخطوة 5.2.7 ؛ الشكل 2 ب).
   10. خيط أنبوب المضخة الصغيرة في الثقب. يجب أن تمر بسهولة في الوعاء. إذا واجهت مقاومة ، فلا تستمر في الدفع ؛ بدلا من ذلك ، اسحب الأنبوب للخارج وحاول مرة أخرى.
   11. تقدم الأنبوب حتى يبقى 1-2 سم خارج الوعاء. شد مادة الخياطة حول أنبوب القسطرة واربطها في عقدة بسيطة متقطعة. اطلب من المساعد تحرير وإزالة الروابط الوعائية.
   12. لف خيطا غير قابل للامتصاص 2-0 حول جسم المضخة الصغيرة عدة مرات واربطه بحيث يكون الخيط آمنا على المضخة. بعد ذلك ، قم بتثبيت المضخة على الأنسجة الرخوة القريبة بعقدة بسيطة متقطعة (الشكل 2C ، D).
   13. قم بإزالة المبعدات من الشق. أغلق الشق في إغلاق مستمر بسيط من ثلاث طبقات.
   14. تطبيق 0.2 ملغ/ كغ من ميلوكسيكام تحت الجلد أثناء التعافي.
3. حقن الشغاف عن طريق الجلد
   1. ضع الحيوان في راقد ظهري مع تمديد الأطراف الأمامية والخلفية ، وتأمينه برباط.
   2. إعداد معقم البطن الذيلية والفخذين الإنسي للحيوان. قم بثنى الحيوان بثنى تصوير الأوعية الفخذية المحصن (انظر جدول المواد).
   3. قم بإعداد كابلات وتصحيحات نظام رسم الخرائط الكهرومغناطيسية وفقا لمواصفات المنتج (انظر جدول المواد).
   4. استخدم مسبار الموجات فوق الصوتية الخطي لتحديد الشريان الفخذي. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، قم بثقب الشريان الفخذي بإبرة طهي وخيط سلك توجيه 0.035 بوصة في الوعاء عبر الإبرة. قم بإزالة الإبرة فوق السلك.
   5. قم بتمرير غمد شرياني 8 Fr ومقدمه فوق السلك الشرياني وادفعه حتى يتعرض المحور فقط للجلد. تأكد من أن السلك مرئي دائما ، يخرج من محور الغمد.
      ملاحظة: نظرا لأن هذا غمد أكبر ، فقد تكون هناك حاجة في بعض الأحيان إلى مشرط رقم 11 لإنشاء شق جلدي صغير لتسهيل المرور.
   6. قم بإزالة مقدم الغمد والأسلاك. تطبيق الهيبارين الوريدي (100-200 وحدة/كغ).
   7. إدخال قسطرة الحقن عبر الشغاف من خلال الغمد والتقدم إلى البطين الأيسر عن طريق نهج الأبهر إلى الوراء.
   8. قم بإنشاء خريطة كهربية ذرية للبطين الأيسر عن طريق سحب القسطرة برفق عبر سطح الشغاف. قم بإجراء الدوران المحوري والتعديلات اللطيفة لثني الطرف لتحقيق اتصال جيد بالشغاف. تحديد الندبات والحدود والمناطق النائية عن طريق قطع الجهد القياسية.
   9. قم بتوجيه القسطرة بالمنظار الفلوري والتوجيه الكهربي التشريحي إلى موقع الحقن المفضل. قم بإجراء دوران محوري لطيف مع انحراف الطرف البعيد للانخراط والحفاظ على اتصال شغاف مستقر.
   10. تأكد من وضع طرف القسطرة مع اثنين على الأقل من وجهات النظر بالمنظار. دفع القسطرة الأساسية برفق ، ثم مد الإبرة إلى عمق داخل عضلة القلب المتحكم فيه (3.5 مم للحقن القمي ، 5 مم لحقن الحاجز).
   11. اغسل 4-6 مل من التباين المعالج باليود (انظر جدول المواد) من خلال قسطرة الحقن حتى تظهر في التنظير الفلوري. راقب التباين لمدة 10-30 ثانية التالية للتأكد من بقائه في الأنسجة (الشكل 3 أ).
   12. راقب مخطط كهربية القلب عن كثب أثناء تمديد الإبرة والحقن ، حيث أن عمليات تشغيل خارج الرحم البطيني شائعة.
       ملاحظة: يحدث الانتباذ البطيني عندما يكون طرف الإبرة ملامسا لعضلة القلب.
   13. إذا نجح حقن التباين ، فتابع بحقن العامل محل الاهتمام. اغسل هذا من خلال التباين حتى يتم ملاحظته بالمنظار.
       ملاحظة: وكيل الاهتمام خاص بالمستخدم ، اعتمادا على العلاج الذي يختبره.
   14. اسحب الإبرة. قم بإزالة قسطرة الحقن من غمد الشرايين.
   15. قم بإزالة الغمد الشرياني واضغط على المواقع لمدة تصل إلى 20 دقيقة حتى يتحقق الإرقاء.

6. التعافي من التخدير العام

1. قم بإيقاف تشغيل مضخات التخدير المستنشقة أو الوريدية المستخدمة. خفض معدل التنفس على جهاز التنفس الصناعي إلى 8-10 أنفاس / دقيقة.
2. بعد 2-5 دقائق ، قم بتبديل جهاز التنفس الصناعي إلى وضع "التنفس الحر" لمدة لا تزيد عن 30 ثانية في المرة الواحدة. مراقبة الحيوان والكابنوغراف للتنفس التلقائي.
3. إذا حدث التنفس التلقائي ، اترك جهاز التنفس الصناعي مغلقا. إذا كان الحيوان يعاني من انقطاع النفس ، فقم بإعادة تشغيل جهاز التنفس الصناعي لمدة 1-2 دقيقة أخرى وحاول مرة أخرى حتى يتحقق التنفس التلقائي.
   ملاحظة: الإطار الزمني للتعافي متغير اعتمادا على الخصائص الإجرائية والحيوانية ، ولكن قد يتراوح من 15 دقيقة إلى 1 ساعة.
4. بمجرد أن يتنفس الحيوان بشكل مريح (معدل التنفس من 15-30 نفسا / دقيقة ، ثاني أكسيد الكربون في نهاية المد والجزر أقل من 60 ، SpO2 أعلى من 95٪) ، افصل الأكسجين ، تاركا المراقبة الأخرى متصلة.
5. إزالة المواقع المؤقتة للوصول إلى الأوعية الدموية والضغط لمنع تكوين ورم دموي. إذا ظل الحيوان مستقرا واستمر في الأكسجين جيدا خلال 5 دقائق التالية ، فيمكن نقله إلى منطقة التعافي.
6. بعد ثلاث ابتلاع تلقائي متتالي ، قم بتفريغ صفعة الأنبوب الرغامي وإزالة الأنبوب برفق.
7. راقب الحيوان لمدة 5 دقائق أخرى على الأقل للتأكد من استمراره في الأكسجين بشكل مناسب وعدم مواجهة أي ضائقة تنفسية. يجب استخدام الأكسجين المتدفق حسب الحاجة إذا كان الحيوان غير مشبع بعد نزع الأنبوب.

النتائج

بضع الصدر وحقن الخلايا النخابية
من بين 29 حيوانا خضعت لبضع الصدر وحقن النخاب ، نجا 26 حيوانا. أكد التحليل النسيجي تطعيم الخلايا البشرية بهذه الطريقة في جميع الحيوانات الباقية على قيد الحياة (الشكل 1E). عانى أحد الحيوانات من عدم انتظام ضربات القلب المميت أثناء حقن الخلايا ولم يكن من الممكن إنعاشه. شهد آخر نشاطا كهربائيا بلا نبضات أثناء الإغلاق والتطبيق المطول للضغط الإيجابي على الشعب الهوائية ولم يتمكن من استعادته. تقيأ ثالث وأصيب بتوقف التنفس عند نزع الأنبوب. هذا الحيوان لم يكن قادرا على الإنعاش.

عانى حيوانان من مضاعفات كبيرة لكنهما تمكنا من التعافي. أصيب أحد الحيوانات بالرجفان البطيني أثناء الحقن داخل عضلة القلب وكان قادرا على إنعاشه باستخدام مجاذيف إزالة الرجفان الداخلية وتدليك القلب. تقيأ الحيوان الثاني عند نزع الأنبوب وأصيب بتوقف تنفسي قصير ولكنه تمكن من إعادة التنبيب بسرعة وتعافى جيدا. حدثت كل هذه الأحداث خلال التجارب المبكرة ، مع انخفاض الأحداث الضائرة مع زيادة تجربة الفريق مع البروتوكول (الجدول 1).

زرع مضخة صغيرة تناضحية الوريد الوداجي
لم يتم الإبلاغ عن أي وفيات أو مضاعفات كبيرة مرتبطة بزرع مضخة صغيرة تناضحية وداجية. عانت معظم الحيوانات السبعة من تورم خفيف في موقع الجراحة خلال ال 24 ساعة الأولى ، والتي تم حلها دون تدخل. أظهر ELISA الذي تم إجراؤه على المصل في اليوم 3 بعد زرع المضخة فعالية المضخة ، حيث حقق تركيزا كبيرا في الدم لعامل النمو المشتق من الصفائح الدموية - AB البشري (PDGF-AB) مقارنة بالضوابط⁷ (الشكل 2E).

حقن الشغاف عن طريق الجلد
تلقى ما مجموعه 22 حيوانا حقن الشغاف. من بين هذه الحقن ، تم اعتبار 17 حقنا "ناجحا" ، تم تحديدها من خلال التألق أو تلطيخ الحبر الذي لوحظ في الأنسجة المستهدفة بعد الوفاة (الشكل 3 ب). لم تكن هناك وفيات مرتبطة بهذا الإجراء. أصيب أحد الحيوانات بانصباب تامور صغير الحجم من ثقب البطين الأيمن. كان هذا محدودا ذاتيا ولم يؤد إلى حل وسط للقلب والأوعية الدموية. هذا الحيوان نفسه مات. ومع ذلك ، كان هذا من إجراء إضافي غير ذي صلة بعد حقن عضلة القلب.

الشكل 1: يسمح حقن الخلايا العضلية القلبية عبر النخابية بالتصوير القلبي المباشر، ويحقق نسبة عالية من الخلايا القابلة للحياة التي تصل إلى عضلة القلب. أ: تنكشف القمة القلبية من خلال حبال شاش مبلل موجهة أسفل قاعدة القلب. (ب) تحدد قسطرة رسم الخرائط النخابية مناطق الندبات والحدود وتوضح مواقع الحقن. (ج) تستخدم إبرة وزنها 31 G لحقن الخلايا عبر القلب في عضلة القلب. (د) خريطة الجهد النتحابي مع تعليق توضيحي لموقع الحقن. الأرجواني: الجهد العادي ، عضلة القلب صحية. الأحمر: الجهد غير الطبيعي ، عضلة القلب المريضة. النقاط الرمادية: مواقع الحقن. بعد التضحية ، يتم جمع القلب وتثبيت الفورمالين للتقييم النسيجي في المصب. في (ه)، تكتشف الخلايا البشرية المطعمة عن طريق التلوين المناعي للجسم المضاد للنواة في الإنسان، Ku80، والجسم المضاد لحمض الأجيال التأسيسية. شريط المقياس = 200 ميكرومتر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

الشكل 2: يوفر إدخال مضخة الوريد الوداجي الصغيرة طريقة آمنة وموثوقة لتوصيل PDGF خلال فترة زمنية مدتها 7 أيام . (أ) ينكشف الوريد الوداجي الأيمن، وتزيل الأنسجة الرخوة بعيدا عن الوعاء. (ب) تسد الروابط الوعائية الوعاء الدموي، بينما تستخدم إبرة وزنها 14 G لعمل ثقب، يتم من خلاله تمرير أنبوب المضخة الصغيرة. (ج) يتم دفع أنبوب المضخة الصغيرة إلى الوريد ، ويتم تثبيت جسم المضخة الصغيرة في الأنسجة الرخوة المجاورة. د: جسم المضخة الصغيرة والأنبوب قبل الزرع. (ه) تم قياس تركيز مصل البروتين المؤتلف الذي يتم توصيله عبر المضخة الصغيرة و PDGF-AB باستخدام ELISA من كل في اليوم 3 بعد الزرع. ثبت أن الحيوانات التي تتلقى PDGF-AB لديها تركيز دم أعلى بكثير من PDGF-AB من الحيوانات الضابطة ، مما يؤكد فعالية طريقة إدارة المضخة الصغيرة التناضحية. ** يشير إلى وجود فرق ذي دلالة إحصائية بين المجموعات (p = 0.005 ، اختبار Mann-Whitney U) الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الشكل 3: يسمح الحقن داخل عضلة القلب عبر الشغاف بإعطاء طريقة علاجية طفيفة التوغل. (أ) صورة بالمنظار الفلوري المائل الأمامي الأيمن توضح القسطرة الحقنية (السهم الأبيض) التي تعطي مادة التباين (السهم الأصفر) في عضلة القلب. يسبق حقن مادة التباين الحقن العلاجي ويتبعه بحيث يمكن تأكيد وضع الإبرة داخل عضلة القلب. (ب) يعبر الناقل المحقون عن بروتين الفلورسنت الأخضر (GFP) بحيث تتألق المادة المحقونة عند جمع الأنسجة ، مما يؤكد نجاح الحقن. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

	الحقن عبر اللب (ن = 29)	حقن الشغاف (ن = 22)	مضخة صغيرة تناضحية (ن = 7)
وفيات	3	0	0
القيء بعد الجراحة وتوقف التنفس	1	0	0
الرجفان البطيني أثناء الحقن	1	0	0
نشاط كهربائي بدون نبض أثناء إغلاق الصدر	1	0	0
الاعتلال	0	1	0
استرواح الصدر	0	0	0
الانصباب الجنبي	0	0	0
ثقب غرفة القلب	0	1	0
نزف	0	0	0

الجدول 1: قائمة المضاعفات.

Discussion

حقن عضلة القلب عبر النوى
هذا الإجراء له فائدة التصور القلبي المباشر وقد ثبت أنه يوفر احتفاظا محليا أكبر بالعلاجات من طرق الإدارة الجهازية⁹،^10،14. ومع ذلك ، فإن عمليات استئصال الصدر غازية ، وتتطلب مهارة فنية كبيرة ، وتمثل خطرا أكبر للإصابة بالمراضة والوفيات مقارنة بالطرق الأخرى التي تمت مناقشتها^10،15. يمكن أن تساعد معرفة المراحل الحرجة وغير المستقرة من الإجراء في الوساطة في هذا الخطر المتزايد.

يجب توخي الحذر الشديد عند التلاعب بالقلب لكشف قمة القلب بسبب ارتفاع خطر عدم انتظام ضربات القلب وما يرتبط به من تسوية الدورة الدموية. تسمح المراقبة المستمرة لضغط الدم الغازية وتخطيط القلب الكهربائي بالتعرف السريع على انخفاض ضغط الدم أو عدم انتظام ضربات القلب غير المستقر ، مما يسهل التدخل الفوري والتصحيح. يمكن علاج انخفاض ضغط الدم العابر بشكل عام باستخدام جرعات الميتارامينول. يمكن تخفيف ضغط الدم المستمر مؤقتا عن طريق تقليل التخدير المستنشق (المراقبة الدقيقة لعمق التخدير) والبدء في ضخ خافض للأوعية ، مع تحديد سبب ديناميكا الدم المتغيرة في نفس الوقت. يمكن علاج عدم انتظام ضربات القلب غير المستقر، مثل تسرع القلب البطيني أو الرجفان البطيني، عن طريق تقويم نظم القلب الكهربائي مع أو بدون مضادات اضطراب النظم في الوريد.

نفس القدر من الأهمية لبقاء الحيوان هو الإزالة الناجحة للغاز الحر من التجويف الجنبي قبل إغلاق الصدر. يمكن أن يؤدي الفشل في القيام بذلك إلى الإصابة باسترواح الصدر ، مما يترك الحيوان في خطر كبير من ضعف الجهاز التنفسي والموت بمجرد فصله عن جهاز التنفس الصناعي عند الشفاء. يجب الحفاظ على ضغط مجرى الهواء الإيجابي لمدة 30 ثانية على الأقل حتى لا يتم ملاحظة الفقاعات. تتم إزالة أنبوب السيليكون على الفور عند توقف الفقاعات ، ثم يتم إغلاق الصدر بسرعة. من الممكن أيضا وضع أنبوب فغر الصدر جراحيا عند الإغلاق ، مما يسمح بإزالة الهواء والسوائل الالتهابية يدويا خلال 24-72 ساعة القادمة. ومع ذلك ، من الصعب الحفاظ على هذا نظيفا وسليما ، خاصة إذا تم إيواء الحيوانات معا. يمكن أن يؤدي تلف الأنبوب أو تلوثه إلى تقيح الصدر أو استرواح الصدر أو الإنتان. في تجربتنا ، لا يلزم إدخال مصرف مؤقت للصدر إذا تمت إزالة الغاز الحر بشكل كاف قبل إغلاق الصدر.

حقن عضلة القلب عبر الشغاف عن طريق الجلد
هذه الطريقة في الإدارة العلاجية لها فائدة في السماح بتوصيل الأنسجة المحلية مع مخاطر أقل بسبب طبيعتها الأقل توغلا مقارنة بالنهج الجراحي^10,14. تستخدم هذه التقنية بالفعل في الدراسات الحيوانية الكبيرة ، مع كل من التنظير الفلوري ورسم الخرائط الكهروميكانيكية كدليل في غياب التصور المباشر¹⁰،^16،17.

نظرا لأن القلب ليس تحت الرؤية المباشرة ، فمن الحكمة أن يستخدم الإجرائي وجهات نظر متعامدة بالمنظار عند اختيار موقع الحقن. وعلاوة على ذلك, حقن المخفف اليود النقيض قبل وتسليم العلاج هو قيمة للغاية في تأكيد الاتصال عضلة القلب. يمكن تأكيد الاتصال المناسب من خلال مراقبة "أحمر الخدود في عضلة القلب" المميز ، والذي قد يكون أحد العلامات الوحيدة لنجاح الحقن قبل حصاد الأنسجة. نظرا لخطر ثقب الغرفة ، يوصى أيضا بأن يكون سمك جدار عضلة القلب في موقع الحقن المحدد أكبر من 9 مم^14,16.

مضخة صغيرة تناضحية وريدية وداجية
المضخة الصغيرة التناضحية هي جهاز شائع الاستخدام في دراسات الحيوانات الصغيرة. كان هناك اهتمام متزايد باستخدام هذا الجهاز في النماذج الحيوانية الكبيرة⁷،¹⁸،^{19 ،} نظرا لميزته الفريدة المتمثلة في إعطاء عامل علاجي بمعدل ثابت خلال فترة زمنية محددة. أحد القيود المحتملة لهذه الطريقة هو عدم القدرة على تغيير أو إيقاف معدلات ضخ الدواء دون استبدال أو إزالة المضخة. يجب مراعاة ذلك قبل تجربة العلاج بهذه الطريقة.

أظهرت هذه الدراسة أنه يمكن إجراء هذه الطريقة بمعدل نجاح مرتفع في الخنازير ، مع انخفاض معدلات المراضة والوفيات. تجدر الإشارة إلى أن العديد من الهياكل الحيوية مجاورة لموقع الجراحة ، بما في ذلك الغدد الليمفاوية والغدة الصعترية والشريان السباتي. يوصى بشدة بالالتزام بالطريقة والتشاور مع النصوص التشريحية²⁰ لمنع حدوث ضرر غير مقصود لأي من هذه الهياكل. المضاعفات الأكثر إثارة للقلق لهذه الطريقة هي الصدمة النزفية بسبب الإصابة غير المقصودة للوريد الوداجي أو الهيكل المحيط. لذلك من الأهمية بمكان إزالة الأنسجة الرخوة المحيطة بالوريد الوداجي بعناية. يمكن أن يؤدي الفشل في إكمال هذه الخطوة بشكل صحيح إلى صعوبة في وضع أنبوب المضخة الصغيرة أو التحكم في النزيف غير المقصود.

وصفت هذه المقالة ثلاث طرق لتقديم العلاجات القلبية. على الرغم من النجاح المبلغ عنه لكل تقنية ، هناك قيود متأصلة يجب مراعاتها. تسمح الإجراءات الغازية (الحقن عبر النخاب) بزيادة دقة التسليم العلاجي ؛ ومع ذلك ، فإنها تجلب خطرا أكبر من المضاعفات القاتلة. علاوة على ذلك ، فإن الولادة الغازية تتطلب متطلبات أكبر للمهارات التقنية لتقليل مخاطر حدوث مضاعفات. وبالمثل ، يتطلب الحقن عبر الشغاف الموجه بالمنظار درجة من المهارة التقنية للقسطرة والتلاعب بالأجهزة. إذا تم تنفيذ هذه الطريقة بشكل غير صحيح ، فمن الممكن فشل الحقن والمضاعفات المميتة.

تسمح طرق الحقن المباشر الموصوفة بإعطاء علاجي لمرة واحدة في الأنسجة المستهدفة. تسمح المضخة الصغيرة التناضحية الوريدية الوداجية بالإدارة الجهازية للعلاج على مدار 7 أيام. نسبيا ، هذه الطريقة أبسط وترتبط بمخاطر أقل ، ومع ذلك ، فهي تعتمد على علاج جهازي يجد طريقه إلى عضلة القلب. بالإضافة إلى ذلك ، بمجرد وضع المضخة في مكانها ، من المستحيل التوقف عن الإدارة أو تغيير معدل الجرعة دون إعادة تخدير الحيوان وإزالة المضخة.

تم تنفيذ جميع الطرق الموضحة في هذه المقالة على الحيوانات في اليوم أو 2 أسابيع بعد احتشاء عضلة القلب. لذلك ، لا يمكن لهذا العمل الإبلاغ عن نجاح الطرق المذكورة في الحيوانات السليمة أو الحيوانات الخاضعة لأمراض القلب البديلة. أخيرا ، يجب النظر بعناية في علم الأدوية والتكنولوجيا الحيوية لأي عامل مقصود ، حيث سيتم ربط ذلك بطبيعته بفعالية طريق التسليم المختار. مناقشة مفصلة لهذا هو خارج نطاق هذه المخطوطة.

يفيد التصوير الشامل للطرق قبل السريرية رعاية الحيوان والمجتمع العلمي الأوسع. يؤدي التكاثر المعزز الناتج للإجراءات والنتائج إلى تقليل مضاعفات صحة الحيوان ، وانخفاض عدد الحيوانات المطلوبة لتحقيق نتائج مهمة ، وزيادة الثقة في النتائج التجريبية^21،22. تم وصف ثلاث طرق لإدارة العلاجات الجديدة في هذه المقالة لعلاج احتشاء عضلة القلب في نموذج الخنازير. من خلال تفصيل التقنيات المستخدمة وتوضيح فوائد ومخاطر كل منها ، من المتوقع أن يتمكن الباحثون من إنشاء نماذج ما قبل سريرية متسقة وموثوقة تناسب أهدافهم البحثية.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Central line placement
2-0 sutures	Ethicon	JJ9220
Arrow' Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035" J-tip wire)	Teleflex	CS-14502	Central Line
Green Fluorsence Protein (GFP)	Abcam	ab13970	1:100 dilution ratio
Histology antibodies
Ku80	Cell Signalling Technology	C48E7	1:500 dilution ratio
No. 11 scalpel	Swann-Morton	203
Sparq' Ultrasound System	Philips	MP11742 Medpick
Sterile ultrasound probe cover	Atris	28041947
Swine Jacket with Pocket, size 'Medium'	Lomir Biomedical	SS J2YJJET
Jugular vein osmotic minipump implantation
Adson Brown Tissue Forceps	Icon Medical Supplies	KLINI316012
Bellucci Self-Retaining Retractor	surgicalinstruments.net.au	group-24.26.02	Self retaining tissue retractor
Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes	Covidien	E2450H	Cautery Pencil
Metzenbaum Scissors	Icon Medical Supplies	ARMO3250
No. 22 scalpel blade	Swann-Morton	208
Nylon Suture  (2-0, 3-0)	Ethicon	D9635, 663G
Osmotic Infusion Minipump	Alzet	2ML1, 2ML2, 2ML4
Vascular Silicone Ties	Vecmedical	95001
Vicryl suture (5-0)	Ethicon	W9982
Percutaneous transedocardial injection
Artis Zee' C-Arm Fluoroscopy	Siemens	IR-19-1994
CARTO' 3 System	Biosense Webster		Electrophysiological Mapping Software & System
Cook Access Needle	Cook Medical	G07174	Cannulation needle
Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French)	Abbott	406204, 406142	Vascular sheath with introducer and guidewire
Myostar' Injection Catheter	Biosense Webster	121117S, 121119S, 1211120S	Intramyocardial injection catheter
No.11 scalpel	Swann-Morton	203
Omnipaque' Iohexol Contrast	GE Healthcare	AUST R 39861	Iodinated contrast agent
Sparq' Ultrasound System	Philips	MP11742 Medpick
Sedation & general anaesthesia
Compound Sodium Lactate Hartmann's Solution	Free flex	894451
Fentanyl 50 mcg/mL	Pfizer	AUST R 107027.	Intravenous anaesthesia and analgesia
Forthane' Isoflurane	Abbott	AUST R 29656	Inhalant anaesthetic
GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine	Datex Ohmeda	17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions	Anaesthetic Machine
Hypnovel' Midazolam 5 mg/mL	Roche	AUST R 13726	Sedative
Intravenous cannula	BD Angiocath	381137	20 gauge cannula
Ketamil' Ketamine 10 mg/mL	Ilium	APVMA number: 51188c	Sedative
Laryngoscope	Miller	VDI-6205
Medetomidine 1 mg/mL	Ilium	APVMA number 64251; ACVM number A10488	Sedative
Metaraminol 10 mg/mL	Phebra	AUST R 284784	Short-acting vasopressor
Methadone 10 mg/mL	Ilium	APVMA number: 63712	Sedative, Restricted drug
Onsetron' Ondansetron 2 mg/mL	Accord Healthcare	AUST R 205593	Anti-emetic
Propofol-Lipuro' Propofol 10 mg/mL	Braun	AUST R 142906	Intravenous anaesthetic
Pulse Oximeter	Meditech	GVPMT-M3S	Portable pulse oximeter
Shiley' Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 & 6.0)	Medtronic	86108-, 86109-
Shiley' Intubating Stylet, 10 Fr	Medtronic	85864
Sodium Chloride 0.9%	Free flex	FAH1322
Thoracotomy and epicardial Cell Injection
27 G Insulin needle	Terumo	51907
Adson Brown Tissue Forceps	Icon Medical Supplies	KLINI316012
CARTO' 3 System	Biosense Webster		Electrophysiological Mapping Software & System
Cefazolin 1 g Vial	AFT Pharmaceuticals	9421900137367 CH2	Antibiotic Prophylaxis
Chest drainage tube	SurgiVet	SKU-336
Cook Access Needle	Cook Medical	G07174	Cannulation needle
Cooley Sternotomy Retractor Paediatric	Millennium Surgical	9-61287
Durogesic' 100 mcg/h Fentanyl Patch	Janssen	AUST R 112371	Postoperative analgesia
Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes	Covidien	E2450H	Cautery Pencil
Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes	Covidien	E2450H	Cautery Pencil
Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French)	Abbott	406204, 406142	Vascular sheath with introducer and guidewire
Lignocaine 20 mg/mL	Pfizer	AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295.	Local anaesthesia, anti-arrhythmic
Marcaine' Bupivacaine 0.5%	Pfizer	AUST R 48328	Local anaesthesia.
Metzenbaum Scissors	Icon Medical Supplies	ARMO3250
No. 22 scalpel	Swann-Morton	208
Nylon Suture  (2-0, 3-0)	Ethicon	D9635, JJ76264
Size 1 PDS suture	Ethicon	JJ75414
Sparq' Ultrasound System	Philips	MP11742 Medpick
Sterile gauze	Kerlix	KE5072
Sterile laparotomy sponges	Propax	2907950
Thermocool Smartouch' Catheter	Biosense Webster	D133601, D133602, D133603	Epicardial Mapping Catheter