JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف البروتوكول الحالي تصميم وتصنيع وتوصيف نظام الموائع الدقيقة القادر على محاذاة وتجميد وضغط المئات من أجنة ذبابة الفاكهة الميلانية بدقة مع الحد الأدنى من تدخل المستخدم. يتيح هذا النظام تصويرا عالي الدقة واستعادة العينات لتحليل ما بعد التحفيز ويمكن تحجيمه لاستيعاب الأنظمة البيولوجية الأخرى متعددة الخلايا.

Abstract

أثناء التطور الجنيني ، تولد حركة الخلية المنسقة قوى ميكانيكية تنظم التعبير الجيني ونشاطه. لدراسة هذه العملية ، تم استخدام أدوات مثل الشفط أو ضغط الانزلاق المغطى لتحفيز الأجنة الكاملة ميكانيكيا. تحد هذه الأساليب من التصميم التجريبي لأنها غير دقيقة ، وتتطلب معالجة يدوية ، ويمكنها معالجة بضعة أجنة فقط في وقت واحد. تتمتع أنظمة الموائع الدقيقة بإمكانات كبيرة لأتمتة مثل هذه المهام التجريبية مع زيادة الإنتاجية والدقة. توضح هذه المقالة نظام الموائع الدقيقة الذي تم تطويره لضغط أجنة ذبابة الفاكهة ( ذبابة الفاكهة ) بدقة. يتميز هذا النظام بقنوات دقيقة ذات جدران جانبية قابلة للتشوه تعمل بالهواء المضغوط ويتيح محاذاة الجنين ، والشلل ، والضغط ، وجمع ما بعد التحفيز. من خلال موازاة هذه القنوات الدقيقة في سبعة ممرات ، يمكن تطبيق أنماط ضغط ثابتة أو ديناميكية على مئات من أجنة ذبابة الفاكهة في وقت واحد. إن تصنيع هذا النظام على غطاء زجاجي يسهل التحفيز الميكانيكي المتزامن وتصوير العينات باستخدام مجاهر عالية الدقة. علاوة على ذلك ، فإن استخدام المواد المتوافقة حيويا ، مثل PDMS ، والقدرة على تدفق السوائل عبر النظام يجعل هذا الجهاز قادرا على إجراء تجارب طويلة الأجل مع عينات تعتمد على الوسائط. يلغي هذا النهج أيضا متطلبات التركيب اليدوي الذي يضغط ميكانيكيا على العينات. علاوة على ذلك ، فإن القدرة على جمع العينات بسرعة من القنوات الدقيقة تتيح تحليلات ما بعد التحفيز ، بما في ذلك فحوصات -omics التي تتطلب أعدادا كبيرة من العينات لا يمكن تحقيقها باستخدام أساليب التحفيز الميكانيكي التقليدية. هندسة هذا النظام قابلة للتطوير بسهولة لأنظمة بيولوجية مختلفة ، مما يتيح للعديد من المجالات الاستفادة من الميزات الوظيفية الموضحة هنا بما في ذلك إنتاجية العينة العالية ، والتحفيز الميكانيكي أو الشلل ، والمحاذاة الآلية.

Introduction

تشهد الأنظمة الحية باستمرار وتستجيب لمختلف المدخلات الميكانيكية طوال حياتها1. تم ربط النقل الميكانيكي بالعديد من الأمراض ، بما في ذلك اضطرابات النمو ، وفقدان العضلات والعظام ، والأمراض العصبية من خلال مسارات الإشارات المتأثرة بشكل مباشر أو غير مباشر بالبيئة الميكانيكية2. ومع ذلك ، فإن الجينات والبروتينات التي يتم تنظيمها عن طريق التحفيز الميكانيكي3 في مسارات الإشارات الحساسة للميكانيكية4 لا تزال غير معروفة إلى حد كبير5 ، مما يمنع توضيح آليات التنظيم الميكانيكي وتحديد الأهداف الجزيئية للأمراض المرتبطة بالنقل الميكانيكي المرضي 6,7 . أحد العوامل المحددة في إسقاط دراسات البيولوجيا الميكانيكية على العمليات الفسيولوجية ذات الصلة هو استخدام الخلايا الفردية مع أطباق الاستزراع التقليدية بدلا من الكائنات الحية متعددة الخلايا السليمة. ساهمت الكائنات الحية النموذجية ، مثل ذبابة الفاكهة (ذبابة الفاكهة) ، بشكل كبير في فهم الجينات ومسارات الإشارات والبروتينات المشاركة في تنمية الحيوان8،9،10. ومع ذلك ، فإن استخدام ذبابة الفاكهة وغيرها من الكائنات النموذجية متعددة الخلايا في أبحاث البيولوجيا الميكانيكية قد أعيقت بسبب التحديات المتعلقة بالأدوات التجريبية. تتطلب التقنيات التقليدية لإعداد أو فرز أو تصوير أو تطبيق محفزات مختلفة معالجة يدوية في الغالب. تستغرق هذه الأساليب وقتا طويلا ، وتتطلب خبرة ، وإدخال التباين ، والحد من التصميم التجريبي وحجم العينة11. تعد التطورات التكنولوجية الدقيقة الحديثة موردا رائعا لتمكين المقايسات البيولوجية الجديدة ذات الإنتاجية العالية جدا والمعلمات التجريبية عالية التحكم12،13،14.

توضح هذه المقالة تطوير جهاز موائع دقيقة محسن لمحاذاة التحفيز الميكانيكي وشل حركته وتطبيقه بدقة في شكل ضغط أحادي المحور على مئات من أجنة ذبابة الفاكهة الكاملة 15 (الشكل 1). سمح تكامل نظام الموائع الدقيقة مع غطاء زجاجي بتصوير متحد البؤر عالي الدقة للعينات أثناء التحفيز. كما مكن جهاز الموائع الدقيقة من الجمع السريع للأجنة بعد التحفيز لتشغيل مقايسات أوميكس (الشكل 2). يتم وصف تفسيرات اعتبارات التصميم لهذا الجهاز ، بالإضافة إلى التصنيع باستخدام الطباعة الحجرية الناعمة والتوصيف التجريبي ، هنا. نظرا لأن صنع قالب رقاقة السيليكون لمثل هذا الجهاز يتطلب طلاءا موحدا من مقاومة الضوء السميكة (سمك >200 ميكرومتر) على مساحات كبيرة ذات خنادق ذات نسبة عرض إلى ارتفاع عالية (AR) (AR >5) ، فقد عدلت هذه الطريقة بشكل كبير بروتوكول تصنيع القوالب الحجرية الضوئية. بهذه الطريقة ، سهلت هذه الطريقة التعامل مع مقاومة الضوء والالتصاق والطلاء والنقش وتطويرها. بالإضافة إلى ذلك ، تتم مناقشة المزالق المحتملة وحلولها. أخيرا ، تم إثبات تنوع استراتيجية التصميم والتصنيع هذه باستخدام أنظمة أخرى متعددة الخلايا مثل غرف بيض ذبابة الفاكهة وعضويات الدماغ16.

Protocol

1. تحضير قالب رقاقة السيليكون

  1. نظف رقاقة السيليكون (انظر جدول المواد) أولا باستخدام الأسيتون ثم باستخدام كحول الأيزوبروبيل (IPA).
  2. ضع رقاقة السيليكون على طبق ساخن 250 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة لخبز الجفاف (الشكل 3 أ).
  3. قم بتغطية رقاقة السيليكون ب hexamethyldisilazane (HDMS) في فرن بخار رئيسي (انظر جدول المواد) (درجة حرارة العملية: 150 درجة مئوية ، ضغط العملية: 2 تور ، وقت المعالجة: 5 دقائق ، حجم HDMS: 5 ميكرولتر) (الشكل 3 ب).
  4. ضع زجاجة من SU-8 2100 المقاوم للضوء (انظر جدول المواد) في فرن 60 درجة مئوية لمدة 15 دقيقة لتقليل لزوجتها.
    ملاحظة: عند التسخين في الفرن ، تقل لزوجة المقاوم للضوء. يمكن التعامل مع المقاومات الضوئية ذات اللزوجة المنخفضة بسهولة أكبر ويمكن سكبها بدقة أكبر فوق الرقاقة.
  5. ضع رقاقة السيليكون على صفيحة ساخنة 60 درجة مئوية واسكب 1 مل من المقاومة الضوئية الساخنة لكل بوصة من الرقاقة حتى تغطي المقاومة الضوئية معظم السطح (الشكل 3 ج).
  6. انقل رقاقة السيليكون المطلية بالمقاومة للضوء إلى طبقة دوارة (انظر جدول المواد).
  7. قم بتطبيق ما قبل الدوران أولا عند 250 دورة في الدقيقة لمدة 30 ثانية ثم عند 350 دورة في الدقيقة لمدة 30 ثانية أخرى ، وكلاهما بتسارع 100 دورة في الدقيقة / ثانية (الشكل 3D).
  8. قم بإزالة المقاومة الزائدة للضوء من حواف رقاقة السيليكون باستخدام مسحة غرف الأبحاث.
  9. قم بتطبيق الدوران أولا عند 500 دورة في الدقيقة لمدة 15 ثانية مع تسارع 100 دورة في الدقيقة / ثانية ثم عند 1450 دورة في الدقيقة لمدة 30 ثانية مع تسارع 300 دورة في الدقيقة / ثانية (الشكل 3E).
  10. قم بإزالة حبة الحافة باستخدام مسحة غرف الأبحاث.
  11. ضع رقاقة السيليكون على صفيحة تسخين 50 درجة مئوية ورش الأسيتون على الرقاقة لإزالة العيوب وتعزيز الطلاء الموحد (الشكل 3F).
  12. ارفع درجة حرارة الصفيحة الساخنة ببطء إلى 95 درجة مئوية بمعدل 2 درجة مئوية / دقيقة.
  13. اخبز رقاقة السيليكون على حرارة 95 درجة مئوية لمدة 50 دقيقة (الشكل 3G).
  14. قم بتبريد الطبق الساخن ببطء إلى درجة حرارة الغرفة بمعدل 2 درجة مئوية / دقيقة.
  15. ضع رقاقة السيليكون على مصفف القناع (انظر جدول المواد) وضع القناع الضوئي فوقه (يرجى الرجوع إلى الشكل التكميلي 1 لهندسة القناع الضوئي).
  16. قم بتعريض رقاقة السيليكون لضوء الأشعة فوق البنفسجية 350 mJ / cm 2 (35 mW / cm2 لمدة 10 s) من خلال القناع الضوئي باستخدام محاذاة قناع التلامس (الشكل 3H).
  17. ضع مخبوزات متتالية بعد التعرض على رقاقة السيليكون عن طريق وضع الرقاقة على طبق ساخن عند 50 درجة مئوية لمدة 5 دقائق ، عند 65 درجة مئوية لمدة 5 دقائق إضافية ، وأخيرا عند 80 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة أخرى (الشكل 3I).
  18. قم بتبريد رقاقة السيليكون ببطء إلى درجة حرارة الغرفة بمعدل 2 درجة مئوية / دقيقة.
  19. ضع محركا مغناطيسيا بقطر أصغر قليلا من رقاقة السيليكون في دورق. اقلب رقاقة السيليكون رأسا على عقب وضعها فوق الدورق.
  20. ضع الدورق داخل دورق أكبر آخر واملأ الدورق الأكبر بمحلول مطور جديد (انظر جدول المواد). اترك رقاقة السيليكون مغمورة في المطور لمدة 30 دقيقة مع تشغيل المحرك (الشكل 3J).
  21. نقل رقاقة السيليكون إلى سونيكاتور حمام بالموجات فوق الصوتية مليئة المطور الطازج لمدة 1 ساعة في 40 كيلو هرتز (الشكل 3K).
  22. اغسل رقاقة السيليكون جيدا بمحلول IPA للحصول على قالب رقاقة السيليكون النهائي (الشكل 3L).

2. تصنيع رقاقة الموائع الدقيقة

  1. ضع قالب رقاقة السيليكون في مجفف مع 10 قطرات (~ 500 ميكرولتر) من ثلاثي كلورو (1H ، 1H ، 2H ، 2H-perfluorooctyl) silane (PFOCTS ، انظر جدول المواد) في قارب وزن صغير قريب.
  2. قم بتوصيل المجفف بمضخة تفريغ عند حوالي 200 تور لمدة 30 دقيقة.
  3. قم بإيقاف تشغيل صمام المجفف وافصل مضخة التفريغ طوال الليل لطلاء PFOCTS.
  4. قم بإعداد محلول polydimethylsiloxane (PDMS) المعالج مسبقا عن طريق خلط قاعدة PDMS مع عامل المعالجة (انظر جدول المواد) بنسبة 10: 1.
  5. قم بإزالة الغاز من الخليط عن طريق وضعه في جهاز طرد مركزي (500 × جم لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة).
    ملاحظة: يسمح هذا الطرد المركزي للفقاعات بالهجرة إلى السطح العلوي وبالتالي إزالتها في فترة زمنية قصيرة.
  6. صب محلول PDMS المفرغة على قالب رقاقة السيليكون.
  7. قم بإزالته مرة أخرى لإزالة فقاعات الهواء المحاصرة على سطح القالب.
  8. عالج PDMS في فرن 60 درجة مئوية لمدة 1 ساعة و 50 دقيقة (الشكل 3M).
  9. استخدم مشرطا لقطع حدود منطقة PDMS المعالجة المقابلة لهندسة رقاقة الموائع الدقيقة (الشكل 3N).
  10. قشر جزء PDMS وضعه رأسا على عقب على حصيرة القطع.
  11. استخدم ماكينة حلاقة لقطع جزء PDMS إلى شكله النهائي (الشكل 3O).
  12. قم بثقب فتحات المدخل والمخرج على PDMS باستخدام لكمة خزعة (انظر جدول المواد) أو إبرة بطرف غير حاد (الشكل 3P).
    1. بالنسبة لفتحة مدخل الجنين ، استخدم لكمة قطرها 4 مم.
    2. بالنسبة لفتحات مخرج الجنين ، استخدم لكمة قطرها 1.3 مم.
    3. بالنسبة لفتحة مدخل الغاز ، استخدم لكمة 2 مم.
  13. استخدم قطعة من شريط سكوتش لإزالة أي جسيمات قد تبقى على السطح المنقوش لنظام PDMS.
  14. قم بتنظيف شريحة زجاجية مستطيلة مقاس 24 مم × 60 مم أولا باستخدام الأسيتون ثم باستخدام IPA.
  15. جفف السطح الزجاجي بمسدس هواء متصل بمصدر هواء مفلتر.
  16. ضع مخبوزة تجفيف على الشريحة الزجاجية بوضعها على طبق ساخن 250 درجة مئوية لمدة 2 ساعة (الشكل 3Q).
  17. قم بتغطية الشريحة الزجاجية بدورق لمنع تلوث السطح.
  18. ضع PDMS ، مع جانبه المزخرف لأعلى ، والزجاج المجفف ينزلق في منظف البلازما (انظر جدول المواد).
  19. عالج PDMS والشريحة الزجاجية ببلازما الأكسجين عند 18 واط لمدة 30 ثانية.
  20. ضع PDMS على الشريحة الزجاجية بحيث يكون سطحها المزخرف متجها نحو الشريحة الزجاجية لإغلاق القنوات الدقيقة عبر الترابط التساهمي (الشكل 3R).
  21. استخدم الملقط لدفع جزء PDMS برفق ضد الشريحة الزجاجية لضمان الاتصال المطابق الكامل.
  22. قم بتخزين شريحة الموائع الدقيقة المكتملة في درجة حرارة الغرفة طوال الليل للسماح للترابط بالوصول إلى قوته النهائية.

3. تحضير أجنة ذبابة الفاكهة

  1. اسمح للذباب البالغ في ولاية أوريغون آر بوضع البيض على أطباق أجار عصير التفاح (1.5٪ أجار ، 25٪ عصير تفاح ، 2.5٪ سكروز) وجمع الأطباق في وقت النمو المطلوب بعد وضع البيض للتجربة المحددة.
    ملاحظة: بالنسبة للتجارب الحالية ، تم جمع الألواح في 140 دقيقة لإعداد وفرز الأجنة في مرحلة الخلوي17.
  2. اغمر الآجار بغسل بيض الجنين (0.12 م كلوريد الصوديوم ، 0.04٪ Triton-X 100) وقم بتحريك الأجنة برفق باستخدام فرشاة رسم لإخراجها من أجار.
  3. انقل الأجنة إلى محلول مبيض بنسبة 50٪ لمدة 90 ثانية مع التحريك من حين لآخر. صفي الأجنة من خلال غربال الأنسجة واغسلي محلول التبييض جيدا بالماء.
  4. انقل الأجنة إلى طبق بتري زجاجي 90 مم مع ما يكفي من غسل بيض الجنين لتغطية الأجنة بالكامل.
  5. فحص الأجنة مع transillumination على مجهر تشريح واختيار الأجنة من مرحلة التطور المطلوبة للتحميل في جهاز الموائع الدقيقة.
    ملاحظة: في هذا التطبيق ، تم اختيار الأجنة في مرحلة الخلوية. يمكن العثور على الأوصاف التفصيلية لكيفية ضمان الاختيار السليم لمرحلة النمو في كتيب المختبر لذبابة الفاكهة17.

4. تطبيق التحفيز الميكانيكي على أجنة ذبابة الفاكهة باستخدام رقاقة الموائع الدقيقة

  1. قم بتجهيز جميع القنوات الدقيقة للأجنة السبعة عن طريق ملئها ب 0.4 ميكرومتر IPA المصفى من خلال منفذ مدخل الجنين الرئيسي.
  2. استبدل IPA بماء منزوع الأيونات (DI) مصفى 0.4 ميكرومتر.
  3. استبدل ماء DI بمحلول غسل بيض الجنين.
  4. اجمع ما يقرب من 100 جنين تم اختيارها مسبقا من طبق بتري الزجاجي باستخدام ماصة زجاجية.
  5. ماصة الأجنة في منفذ مدخل الجنين (الشكل 4 أ).
  6. ضع ضغطا سلبيا يبلغ حوالي 3 رطل لكل بوصة مربعة (أي فراغ) على مدخل الغاز باستخدام مضخة تفريغ محمولة لفتح القنوات الدقيقة للجنين.
  7. قم بإمالة شريحة الموائع الدقيقة لأسفل حتى تتم محاذاة الأجنة تلقائيا وتستقر في القنوات الدقيقة للجنين (الشكل 4 ب).
  8. إذا انسدادت مداخل القناة الدقيقة للجنين بسبب دخول أجنة متعددة في وقت واحد ، فقم بإمالة شريحة الموائع الدقيقة لأعلى ثم لأسفل مرة أخرى لإزالة الانسداد.
  9. بناء على الإنتاجية المطلوبة ، أدخل ما يصل إلى 300 جنين في القنوات الدقيقة للأجنة.
  10. بمجرد اكتمال تحميل الجنين ، قم بإزالة الفراغ لشل حركة الأجنة.
  11. قم بإمالة شريحة الموائع الدقيقة مرة أخرى إلى الوضع الأفقي (الشكل 4C).
  12. قم بتوصيل مصدر ضغط إيجابي محمول (انظر جدول المواد) بمقياس ضغط بمدخل الغاز لتطبيق ضغط 3 PSI (الشكل 4D).
  13. تحقق باستمرار من مقياس الضغط لضمان تطبيق مستوى ضغط ثابت.
  14. إذا تم إجراء تجارب التصوير الحي على الأجنة المحفزة ميكانيكيا ، فضع شريحة الموائع الدقيقة على حامل منزلق زجاجي قياسي لمرحلة المجهر مع توصيل مدخل الغاز بمصدر الضغط.
  15. بمجرد اكتمال تجربة الانضغاط ، يمكن جمع الأجنة لتحليلها في المراحل النهائية. من أجل القيام بذلك ، أولا ، قم بتطبيق الفراغ على مدخل الغاز لتحرير الأجنة.
  16. بعد ذلك ، قم بإمالة شريحة الموائع الدقيقة لأعلى حتى تتحرك الأجنة نحو منفذ إدخال الجنين (الشكل 4 ه).
  17. جمع الأجنة من رقاقة الموائع الدقيقة باستخدام ماصة زجاجية.
    ملاحظة: عند الجمع ، يمكن التحقيق في آثار الضغط على التطور الجنيني وقابليته للحياة عن طريق زراعة ذباب الفاكهة إلى مرحلة البلوغ. كما تتيح قدرة المعالجة عالية الإنتاجية لجهاز الموائع الدقيقة استخدام الأجنة في المقايسات القائمة على أوميكس والتي تتطلب عددا كبيرا من العينات (الشكل 2).

النتائج

ينقسم نظام الموائع الدقيقة إلى قسمين فرعيين مفصولين بجدران جانبية PDMS قابلة للتشوه. الحجرة الأولى هي النظام السائل حيث يتم إدخال أجنة ذبابة الفاكهة ومحاذاتها تلقائيا واصطفافها وضغطها. الحجرة الثانية عبارة عن نظام غاز حيث يتم التحكم في ضغط الغاز على جانبي قنوات الضغط عبر قنوات دق...

Discussion

تصف المقالة تطوير جهاز الموائع الدقيقة لمحاذاة التحفيز الميكانيكي تلقائيا وشل حركته وتطبيقه بدقة على مئات من أجنة ذبابة الفاكهة الكاملة. سمح دمج نظام الموائع الدقيقة مع غطاء زجاجي رقيق بتصوير الأجنة باستخدام الفحص المجهري متحد البؤر عالي الدقة أثناء التحفيز. كما مكن جهاز الموائع ال...

Disclosures

ليس للمؤلفين أي مصالح مالية في المنتجات الموصوفة في هذه المخطوطة وليس لديهم أي شيء آخر يكشفون عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم (CMMI-1946456) ، ومكتب القوات الجوية للبحث العلمي (FA9550-18-1-0262) ، والمعهد الوطني للصحة (R01AG06100501A1; R21AR08105201A1).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
100 mL tri-cornered perforated plastic beakers with 60 mm Petri dishesFisher14-955-111BPerferate with air holes
100 mm P B <100> 0-100 500um SSP Test Grade Si WaferUniversity Wafer452
Biopsy punchesTed Pella15110
BleachNot brand specific
Blunt needle setCML Supply901
Contact Mask AlignerQuintelQ4000 MA
Cutting matDahleVantage 10670size: 24" x 36"
DeveloperKayaku Advance MaterialsSU-8 2000
Direct Write LithographerHeidelbergMLA100
Dissecting microscopeAny commericailly availble dissecting microscope with transmitted light
Glass petri dishFisherFB0875713A
Glass slideWarner Instruments64-0710  (CS-24/60)
HMDS Vapor Prime OvenYes EngineeringYES-3TA
NaClNot brand specific
OvenLabnetI5110A
PaintbrushNot brand specific
PDMSDow CorningSylgard 184
PhotoresistMicroChemSU-8 2100
Plasma cleanerHarrick PlasmaPDC-32G
Portable pressure sourcehygger QuietestHGD946
Pressure gaugeCole-ParmerEW-68950-25
Spin CoaterLaurellWS-650-8B
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane (PFOCTS)Sigma-Aldrich448931-10G
Triton-X 100FisherAAA16046AP
TubingSaint-Gobain02-587-1A
Ultrasonic CleanerCole-ParmerUX-08895-05
Vacuum PumpCole-ParmerEW-07164-87

References

  1. Wang, J. H. -. C., Thampatty, B. P. An introductory review of cell mechanobiology. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 5 (1), 1-16 (2006).
  2. Ingber, D. Mechanobiology and diseases of mechanotransduction. Annals of Medicine. 35 (8), 564-577 (2003).
  3. Nims, R. J., Pferdehirt, L., Guilak, F. Mechanogenetics: Harnessing mechanobiology for cellular engineering. Current Opinion in Biotechnology. 73, 374-379 (2022).
  4. Bellin, R. M., et al. Defining the Role of Syndecan-4 in Mechanotransduction using Surface-Modification Approaches. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 22102-22107 (2009).
  5. Simpson, L. J., Reader, J. S., Tzima, E. Mechanical regulation of protein translation in the cardiovascular system. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 34 (2020).
  6. Humphrey, J. D., Schwartz, M. A. Vascular mechanobiology: Homeostasis, adaptation, and disease. Annual Review of Biomedical Engineering. 23, 1-27 (2021).
  7. Maurer, M., Lammerding, J. The driving force: Nuclear mechanotransduction in cellular function, fate, and disease. Annual Review of Biomedical Engineering. 21, 443-468 (2019).
  8. Jennings, B. H. Drosophila-A versatile model in biology & medicine. Materials Today. 14 (5), 190-195 (2011).
  9. Konno, M., et al. State-of-the-art technology of model organisms for current human medicine. Diagnostics. 10 (6), 392 (2020).
  10. Morgan, T. H. Sex limited inheritance in Drosophila. Science. 32 (812), 120-122 (1910).
  11. Wu, Q., Kumar, N., Velagala, V., Zartman, J. J. Tools to reverse-engineer multicellular systems: Case studies using the fruit fly. Journal of Biological Engineering. 13 (1), 1-16 (2019).
  12. Jayamohan, H., et al., Patrinos, G., et al. Chapter 11 - Advances in Microfluidics and Lab-on-a-Chip Technologies. Molecular Diagnostics. , 197-217 (2017).
  13. Scheler, O., Postek, W., Garstecki, P. Recent developments of microfluidics as a tool for biotechnology and microbiology. Current Opinion in Biotechnology. 55, 60-67 (2019).
  14. Mohammed, D., et al. Innovative tools for mechanobiology: Unraveling outside-in and inside-out mechanotransduction. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 162 (2019).
  15. Shorr, A. Z., Sönmez, U. M., Minden, J. S., LeDuc, P. R. High-throughput mechanotransduction in Drosophila embryos with mesofluidics. Lab on a Chip. 19 (7), 1141-1152 (2019).
  16. Kim, Y. T., et al. Mechanochemical Actuators of Embryonic Epithelial Contractility. Proceedings of the National Academy of Sciences. 40, 14366-14371 (2014).
  17. Ashburner, M. . Drosophila. A Laboratory Handbook. , (1989).
  18. Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography for micro-and nanoscale patterning. Nature Protocols. 5 (3), 491 (2010).
  19. Lee, H., et al. A new fabrication process for uniform SU-8 thick photoresist structures by simultaneously removing edge bead and air bubbles. Journal of Micromechanics and Microengineering. 21 (12), 125006 (2011).
  20. Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography. Annual Review of Materials Science. 28 (1), 153-184 (1998).
  21. Sonmez, U. M., Coyle, S., Taylor, R. E., LeDuc, P. R. Polycarbonate heat molding for soft lithography. Small. 16 (16), 2000241 (2020).
  22. Levario, T. J., Zhan, M., Lim, B., Shvartsman, S. Y., Lu, H. Microfluidic trap array for massively parallel imaging of Drosophila embryos. Nature Protocols. 8 (4), 721-736 (2013).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

190

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved