JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

הפרוטוקול הנוכחי מתאר תכנון, ייצור ואפיון של מערכת מיקרופלואידית המסוגלת ליישר, לשתק ולדחוס במדויק מאות עוברי Drosophila melanogaster עם התערבות מינימלית של המשתמש. מערכת זו מאפשרת הדמיה ברזולוציה גבוהה ושחזור של דגימות לניתוח לאחר גירוי וניתן לשנות את קנה המידה שלה כך שיתאים למערכות ביולוגיות רב-תאיות אחרות.

Abstract

במהלך העובר, תנועת תאים מתואמת יוצרת כוחות מכניים המווסתים את ביטוי הגנים ופעילותם. כדי ללמוד את התהליך הזה, כלים כגון שאיפה או דחיסת כיסוי שימשו כדי לעורר באופן מכני עוברים שלמים. גישות אלה מגבילות את התכנון הניסויי מכיוון שהן אינן מדויקות, דורשות טיפול ידני ויכולות לעבד רק כמה עוברים בו זמנית. למערכות מיקרופלואידיות יש פוטנציאל גדול לאוטומציה של משימות ניסיוניות כאלה תוך הגדלת התפוקה והדיוק. מאמר זה מתאר מערכת מיקרופלואידית שפותחה כדי לדחוס במדויק עוברים שלמים של Drosophila melanogaster (זבוב הפירות). מערכת זו כוללת מיקרו-ערוצים עם דפנות מעוותות המופעלות באופן פניאומטי ומאפשרת יישור עוברים, אימוביליזציה, דחיסה ואיסוף לאחר גירוי. על ידי הקבלה של מיקרו-ערוצים אלה לשבעה נתיבים, ניתן ליישם דפוסי דחיסה יציבים או דינמיים על מאות עוברי דרוזופילה בו זמנית. ייצור מערכת זו על מכסה זכוכית מאפשר גירוי מכני בו זמנית והדמיה של דגימות עם מיקרוסקופים ברזולוציה גבוהה. יתר על כן, השימוש בחומרים תואמים ביולוגית, כמו PDMS, והיכולת להזרים נוזל דרך המערכת הופכים את המכשיר הזה לבעל יכולת ניסויים ארוכי טווח עם דגימות תלויות מדיה. גישה זו גם מבטלת את הדרישה להרכבה ידנית אשר מדגישה באופן מכני דגימות. יתר על כן, היכולת לאסוף במהירות דגימות מהמיקרו-ערוצים מאפשרת ניתוחים לאחר גירוי, כולל מבחני -omics הדורשים מספרי דגימות גדולים שאינם ניתנים להשגה באמצעות גישות גירוי מכניות מסורתיות. הגיאומטריה של מערכת זו ניתנת להרחבה בקלות למערכות ביולוגיות שונות, ומאפשרת לשדות רבים ליהנות מהתכונות הפונקציונליות המתוארות כאן, כולל תפוקת דגימה גבוהה, גירוי מכני או אימוביליזציה, ויישור אוטומטי.

Introduction

מערכות חיות חוות ומגיבות ללא הרף לתשומות מכניות שונות במהלך חייהן1. Mechanotransduction נקשר למחלות רבות, כולל הפרעות התפתחותיות, אובדן שרירים ועצמות, ונוירופתולוגיות באמצעות מסלולי איתות המושפעים ישירות או בעקיפין מהסביבה המכנית2. עם זאת, הגנים והחלבונים המווסתים על ידי גירוי מכני3 במסלולי האיתות המכנו-סנסיטיביים4 נותרים ברובם לא ידועים5, ומונעים את הבהרת מנגנוני הוויסות המכני וזיהוי מטרות מולקולריות למחלות הקשורות למכניוטרנסדוקציה פתולוגית 6,7 . אחד הגורמים המגבילים בהקרנת מחקרים מכניוביולוגיים על התהליכים הפיזיולוגיים הקשורים לכך הוא שימוש בתאים בודדים עם כלי תרבית קונבנציונליים במקום באורגניזמים רב-תאיים שלמים. אורגניזמים לדוגמה, כגון Drosophila melanogaster (זבוב הפירות), תרמו רבות להבנת הגנים, מסלולי האיתות והחלבונים המעורבים בהתפתחות בעלי חיים 8,9,10. אף על פי כן, השימוש בדרוזופילה ובאורגניזמי מודל רב-תאיים אחרים במחקר המכנוביולוגי הופרע על ידי אתגרים בכלים ניסיוניים. טכניקות קונבנציונליות להכנה, מיון, הדמיה או יישום גירויים שונים דורשות בעיקר מניפולציה ידנית; גישות אלה גוזלות זמן רב, דורשות מומחיות, מציגות שונות ומגבילות את תכנון הניסוי ואת גודל המדגם11. ההתקדמות המיקרוטכנולוגית האחרונה היא משאב נהדר המאפשר בדיקות ביולוגיות חדשניות עם תפוקה גבוהה מאוד ופרמטרים ניסיוניים מבוקרים מאוד12,13,14.

מאמר זה מתאר את הפיתוח של מכשיר מיקרופלואידי משופר ליישור, שיתוק ויישום מדויק של גירוי מכני בצורה של דחיסה חד-אקסיאלית למאות עוברי דרוזופילה שלמים 15 (איור 1). אינטגרציה של המערכת המיקרופלואידית עם כיסוי זכוכית אפשרה הדמיה קונפוקלית ברזולוציה גבוהה של הדגימות במהלך הגירוי. המכשיר המיקרופלואידי גם איפשר איסוף מהיר של העוברים לאחר הגירוי לבדיקות ריצה -omics (איור 2). הסברים על שיקולי העיצוב של מכשיר זה, כמו גם הייצור באמצעות ליתוגרפיה רכה ואפיון ניסיוני, מתוארים כאן. מכיוון שיצירת תבנית פרוסות סיליקון של מכשיר כזה דורשת ציפוי אחיד של פוטורססיסט עבה (עובי >200 מיקרומטר) על פני שטחים גדולים עם תעלות יחס גובה-רוחב גבוה (AR >5), שיטה זו שינתה במידה ניכרת את פרוטוקול ייצור התבנית הפוטוליתוגרפית המסורתי. בדרך זו, שיטה זו הקלה על הטיפול, ההדבקה, הציפוי, הדפוס והפיתוח של הפוטורסיסט. בנוסף, נדונים מלכודות פוטנציאליות ופתרונותיהן. לבסוף, הרבגוניות של אסטרטגיית תכנון וייצור זו הודגמה באמצעות מערכות רב-תאיות אחרות כגון תאי ביצים דרוזופילה ואורגנואידים מוחיים16.

Protocol

1. הכנת תבנית פרוסות הסיליקון

  1. נקו את פרוסת הסיליקון (ראו טבלת חומרים) תחילה עם אצטון ולאחר מכן עם אלכוהול איזופרופיל (IPA).
  2. מניחים את פרוסת הסיליקון על פלטה חמה בטמפרטורה של 250 מעלות צלזיוס למשך 30 דקות לאפייה להתייבשות (איור 3A).
  3. מצפים את פרוסת הסיליקון בהקסמתיל-דיסילאזאן (HDMS) בתנור אדים ראשוני (ראו טבלת חומרים) (טמפרטורת תהליך: 150 מעלות צלזיוס, לחץ תהליך: 2 טור, זמן תהליך: 5 דקות, נפח HDMS: 5 μL) (איור 3B).
  4. הכניסו בקבוק פוטורסיסט SU-8 2100 (ראו טבלת חומרים) לתנור של 60 מעלות צלזיוס למשך 15 דקות כדי להפחית את צמיגותו.
    הערה: עם חימום בתנור, צמיגות הפוטורסיסט פוחתת. ניתן לטפל בפוטורסיסטים בעלי צמיגות נמוכה יותר בקלות רבה יותר וניתן לשפוך אותם בצורה מדויקת יותר על גבי הוופל.
  5. הניחו את פרוסת הסיליקון על פלטה חמה בטמפרטורה של 60 מעלות צלזיוס ויוצקו 1 מ"ל מהפוטורסיסט המחומם עבור כל סנטימטר של הוופל עד שהפוטורססיסט יכסה את רוב פני השטח (איור 3C).
  6. העבירו את פרוסת הסיליקון המצופה בפוטורסיסטים לציפוי ספין (ראו טבלת חומרים).
  7. יש למרוח תחילה קדם-סיבוב ב-250 סל"ד במשך 30 שניות ולאחר מכן ב-350 סל"ד למשך 30 שניות נוספות, שתיהן עם האצה של 100 סל"ד לשנייה (איור 3D).
  8. הסר את עודפי הפוטורסיסט משולי פרוסת הסיליקון באמצעות ספוגית חדר נקי.
  9. החל תחילה סיבוב ב-500 סל"ד במשך 15 שניות עם תאוצה של 100 סל"ד לשנייה ולאחר מכן ב-1450 סל"ד במשך 30 שניות עם תאוצה של 300 סל"ד לשנייה (איור 3E).
  10. הסר את חרוז הקצה עם ספוגית חדר נקי.
  11. מניחים את פרוסת הסיליקון על פלטה חמה בטמפרטורה של 50°C ומרססים אצטון על הוופל כדי להסיר פגמים ולקדם ציפוי אחיד (איור 3F).
  12. העלו באיטיות את הטמפרטורה של הלוח החם ל-95 מעלות צלזיוס בקצב של 2 מעלות צלזיוס לדקה.
  13. אופים רכה את פרוסת הסיליקון בטמפרטורה של 95 מעלות צלזיוס במשך 50 דקות (איור 3G).
  14. מקררים באיטיות את הצלחת החמה לטמפרטורת החדר בקצב של 2 מעלות צלזיוס לדקה.
  15. הניחו את פרוסת הסיליקון על מיישר מסיכה (ראו טבלת חומרים) והניחו את מסיכת הצילום מעליה (עיין באיור משלים 1 לגיאומטריה של מסיכת הצילום).
  16. חשוף את פרוסת הסיליקון לאור UVשל 350 mJ/cm 2 (35 mW/cm2 למשך 10 שניות) דרך מסיכת הצילום באמצעות מיישר מסכת המגע (איור 3H).
  17. מרחו אפייה רצופה לאחר חשיפה על פרוסת הסיליקון על ידי הנחת הוופל על צלחת חמה בטמפרטורה של 50°C למשך 5 דקות, ב-65°C למשך 5 דקות נוספות, ולבסוף ב-80°C למשך 20 דקות נוספות (איור 3I).
  18. מקררים באיטיות את פרוסת הסיליקון לטמפרטורת החדר בקצב של 2 מעלות צלזיוס לדקה.
  19. מניחים מערבל מגנטי בקוטר מעט קטן יותר מאשר פרוסת הסיליקון בכוס. הופכים את פרוסת הסיליקון במהופך ומניחים אותה על גבי הכוס.
  20. הניחו את הכוס בתוך גדולה יותר ומלאו את הכוס הגדולה יותר בפתרון מפתח חדש (ראו טבלת חומרים). השאירו את פרוסת הסיליקון שקועה במפתח למשך 30 דקות כאשר המערבל מופעל (איור 3J).
  21. העבירו את פרוסת הסיליקון לתוך סוניק אמבטיה על-קולי מלא במפתח הטרי למשך שעה אחת ב-40 קילוהרץ (איור 3K).
  22. שטפו היטב את פרוסת הסיליקון עם תמיסת IPA כדי לקבל את תבנית פרוסת הסיליקון הסופית (איור 3L).

2. ייצור השבב המיקרופלואידי

  1. הניחו את תבנית פרוסת הסיליקון במייבש יחד עם 10 טיפות (~500 μL) של Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane (PFOCTS, ראו טבלת חומרים) בסירת שקילה קטנה בקרבת מקום.
  2. חברו את חומר הייבוש למשאבת ואקום בעוצמה של כ-200 טורים למשך 30 דקות.
  3. כבו את שסתום הייבוש ונתקו את משאבת הוואקום למשך הלילה לציפוי PFOCTS.
  4. הכן את תמיסת הפולידימתילסילוקסן (PDMS) שנרפאה מראש על-ידי ערבוב בסיס ה-PDMS עם חומר הריפוי (ראה טבלת חומרים) ביחס של 10:1.
  5. דגה את התערובת על ידי הצבתה בצנטריפוגה (500 x גרם למשך 5 דקות בטמפרטורת החדר).
    הערה: צנטריפוגה זו מאפשרת לבועות לנדוד אל המשטח העליון וכתוצאה מכך להסיר אותן בפרק זמן קצר.
  6. יוצקים את תמיסת ה-PDMS שהושחתה על תבנית פרוסות הסיליקון.
  7. דגה אותו שוב כדי להסיר את בועות האוויר הכלואות על משטח התבנית.
  8. רפאו את ה-PDMS בתנור של 60 מעלות צלזיוס למשך שעה ו-50 דקות (איור 3M).
  9. השתמשו באזמל כדי לחתוך את גבולות אזור ה-PDMS שנרפא, המתאים לגיאומטריה של השבב המיקרופלואידי (איור 3N).
  10. מקלפים את חלק ה-PDMS ומניחים אותו הפוך על משטח חיתוך.
  11. השתמשו בתער כדי לחתוך את חלק ה-PDMS לצורתו הסופית (איור 3O).
  12. נקבו את חורי הכניסה והיציאה ב-PDMS באמצעות ניקוב ביופסיה (ראו טבלת חומרים) או מחט עם קצה קהה (איור 3P).
    1. עבור חור הכניסה של העובר, השתמש ניקוב בקוטר 4 מ"מ.
    2. עבור חורי מוצא העובר, השתמש ניקוב בקוטר 1.3 מ"מ.
    3. עבור חור כניסת הגז, השתמש ניקוב 2 מ"מ.
  13. השתמש בפיסת סרט סקוטש כדי להסיר חלקיקים שעלולים להישאר על המשטח המעוצב של PDMS.
  14. נקה שקופית זכוכית מלבנית בגודל 24 מ"מ x 60 מ"מ תחילה עם אצטון ולאחר מכן עם IPA.
  15. יבשו את משטח הזכוכית באמצעות אקדח אוויר המחובר למקור אוויר מסונן.
  16. מרחו אפיית התייבשות על מגלשת הזכוכית על ידי הנחתה על פלטה חמה בטמפרטורה של 250 מעלות צלזיוס למשך שעתיים (איור 3Q).
  17. כסו את מגלשת הזכוכית בכוס למניעת זיהום פני השטח.
  18. הניחו את ה-PDMS, כשהצד המעוצב שלו כלפי מעלה, והזכוכית המיובשת מחליקה לתוך חומר ניקוי פלזמה (ראו טבלת חומרים).
  19. טפלו ב-PDMS ובמחליק הזכוכית עם פלזמת חמצן ב-18 וואט למשך 30 שניות.
  20. הניחו את ה-PDMS על מגלשת הזכוכית כאשר המשטח המעוצב שלה פונה לכיוון מגלשת הזכוכית כדי לאטום את המיקרו-ערוצים באמצעות הדבקה קוולנטית (איור 3R).
  21. השתמשו בפינצטה כדי לדחוף בעדינות את חלק ה-PDMS כנגד מגלשת הזכוכית כדי להבטיח מגע קונפורמי מלא.
  22. אחסנו את השבב המיקרופלואידי שהושלם בטמפרטורת החדר למשך הלילה כדי לאפשר לחיבור להגיע לחוזק הסופי שלו.

3. הכנת עוברי זבוב הפירות

  1. אפשרו לזבובים בוגרים של Oregon-R להטיל ביצים על צלחות אגר של מיץ תפוחים (1.5% אגר, 25% מיץ תפוחים, 2.5% סוכרוז) ולאסוף את הצלחות בזמן ההתפתחותי הרצוי לאחר הטלת הביצים לניסוי הנתון.
    הערה: בניסויים הנוכחיים, הצלחות נאספו תוך 140 דקות כדי להכין ולמיין עוברים בשלב התאית17.
  2. הציפו את האגר בשטיפת ביצי עובר (0.12 M NaCl, 0.04% Triton-X 100) והתסיסו בעדינות את העוברים עם מכחול כדי לעקור אותם מהאגר.
  3. מעבירים את העוברים לתמיסת אקונומיקה של 50% למשך 90 שניות, תוך ערבוב מדי פעם. מסננים את העוברים דרך מסננת רקמות ושוטפים היטב את תמיסת האקונומיקה במים.
  4. העבירו את העוברים לצלחת פטרי זכוכית 90 מ"מ עם מספיק שטיפת ביצי עוברים כדי לכסות את העוברים במלואם.
  5. לבחון את העוברים עם טרנסילומינציה במיקרוסקופ מנתח ולבחור עוברים של שלב ההתפתחות הרצוי להעמסה לתוך המכשיר המיקרופלואידי.
    הערה: ביישום זה נבחרו עוברים בשלב הסלולריזציה. את התיאורים המפורטים של כיצד להבטיח בחירה נכונה של שלב התפתחותי ניתן למצוא במדריך המעבדה עבור Drosophila17.

4. הפעלת גירוי מכני על עוברי זבוב הפירות באמצעות שבב מיקרופלואידי

  1. הגדירו את כל שבעת המיקרו-ערוצים של העוברים על ידי מילוים ב-IPA מסונן של 0.4 מיקרומטר דרך יציאת הכניסה הראשית של העובר.
  2. החלף את ה- IPA במים מסוננים (DI) מסוננים של 0.4 מיקרומטר.
  3. החלף את מי ה- DI בתמיסת שטיפת ביצים לעובר.
  4. אספו כ-100 עוברים שנבחרו מראש מצלחת פטרי הזכוכית באמצעות פיפטה מזכוכית.
  5. צניחת העוברים לתוך פתח הכניסה של העובר (איור 4A).
  6. יש להפעיל לחץ שלילי של כ-3 PSI (כלומר, ואקום) על כניסת הגז באמצעות משאבת ואקום ניידת כדי לפתוח את המיקרו-ערוצים של העובר.
  7. הטה את השבב המיקרופלואידי כלפי מטה כדי שהעוברים יתיישרו באופן אוטומטי ויתמקמו במיקרו-ערוצים של העוברים (איור 4B).
  8. אם כניסות המיקרו-ערוצים של העובר נסתמות על ידי מספר עוברים הנכנסים בו זמנית, הטה את השבב המיקרופלואידי כלפי מעלה ואז שוב כלפי מטה כדי לנקות את הסתימה.
  9. בהתבסס על התפוקה הנדרשת, הכניסו עד 300 עוברים למיקרו-ערוצים של העוברים.
  10. לאחר השלמת טעינת העובר, הסר את הוואקום כדי לשתק את העוברים.
  11. הטה את השבב המיקרופלואידי בחזרה למצב האופקי (איור 4C).
  12. חבר מקור לחץ חיובי נייד (ראו טבלת חומרים) באמצעות מד לחץ לכניסת הגז כדי להפעיל דחיסת 3 PSI (איור 4D).
  13. בדוק באופן רציף את מד הלחץ כדי לוודא שהוחלה רמת דחיסה עקבית.
  14. אם ייערכו ניסויי הדמיה חיים על העוברים המגורה מכנית, הניחו את השבב המיקרופלואידי על מחזיק שקופית זכוכית סטנדרטי בשלב מיקרוסקופ כאשר כניסת הגז מחוברת למקור הלחץ.
  15. לאחר השלמת ניסוי הדחיסה, ניתן לאסוף את העוברים לניתוח במורד הזרם. כדי לעשות זאת, ראשית, להחיל את הוואקום על כניסת הגז כדי לשחרר את העוברים.
  16. לאחר מכן, הטה את השבב המיקרופלואידי כלפי מעלה כדי שהעוברים ינועו לכיוון יציאת ההחדרה של העובר (איור 4E).
  17. לאסוף את העוברים מן השבב microfluidic באמצעות פיפטה זכוכית.
    הערה: לאחר האיסוף, ניתן לחקור את השפעות הדחיסה על ההתפתחות והכדאיות של העובר על ידי גידול זבובי הפירות לבגרות. יכולת העיבוד בעלת התפוקה הגבוהה של ההתקן המיקרופלואידי מאפשרת גם להשתמש בעוברים בבדיקות מבוססות אומיקה במורד הזרם, הדורשות מספר רב של דגימות (איור 2).

תוצאות

המערכת המיקרופלואידית מחולקת לשני תתי-תאים המופרדים על ידי דפנות PDMS מעוותות. התא הראשון הוא המערכת הנוזלית שבה עוברי דרוזופילה מוצגים, מיושרים אוטומטית, מסודרים ודחוסים. התא השני הוא מערכת גז שבה לחץ הגז משני צדי תעלות הדחיסה נשלט באמצעות מיקרו-ערוצים ללא מוצא כדי לשלוט במדויק ב...

Discussion

המאמר מתאר את התפתחותו של מכשיר מיקרופלואידי ליישור, שיתוק והפעלה מדויקת של גירוי מכני על מאות עוברי דרוזופילה שלמים. השילוב של המערכת המיקרופלואידית עם כיסוי זכוכית דק איפשר הדמיה של עוברים עם מיקרוסקופיה קונפוקלית ברזולוציה גבוהה במהלך הגירוי. המכשיר המיקרופלואידי איפשר גם את אי?...

Disclosures

למחברים אין אינטרסים כלכליים במוצרים המתוארים בכתב יד זה ואין להם שום דבר אחר לחשוף.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי הקרן הלאומית למדע (CMMI-1946456), משרד חיל האוויר למחקר מדעי (FA9550-18-1-0262), והמכון הלאומי לבריאות (R01AG06100501A1; R21AR08105201A1).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
100 mL tri-cornered perforated plastic beakers with 60 mm Petri dishesFisher14-955-111BPerferate with air holes
100 mm P B <100> 0-100 500um SSP Test Grade Si WaferUniversity Wafer452
Biopsy punchesTed Pella15110
BleachNot brand specific
Blunt needle setCML Supply901
Contact Mask AlignerQuintelQ4000 MA
Cutting matDahleVantage 10670size: 24" x 36"
DeveloperKayaku Advance MaterialsSU-8 2000
Direct Write LithographerHeidelbergMLA100
Dissecting microscopeAny commericailly availble dissecting microscope with transmitted light
Glass petri dishFisherFB0875713A
Glass slideWarner Instruments64-0710  (CS-24/60)
HMDS Vapor Prime OvenYes EngineeringYES-3TA
NaClNot brand specific
OvenLabnetI5110A
PaintbrushNot brand specific
PDMSDow CorningSylgard 184
PhotoresistMicroChemSU-8 2100
Plasma cleanerHarrick PlasmaPDC-32G
Portable pressure sourcehygger QuietestHGD946
Pressure gaugeCole-ParmerEW-68950-25
Spin CoaterLaurellWS-650-8B
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane (PFOCTS)Sigma-Aldrich448931-10G
Triton-X 100FisherAAA16046AP
TubingSaint-Gobain02-587-1A
Ultrasonic CleanerCole-ParmerUX-08895-05
Vacuum PumpCole-ParmerEW-07164-87

References

  1. Wang, J. H. -. C., Thampatty, B. P. An introductory review of cell mechanobiology. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 5 (1), 1-16 (2006).
  2. Ingber, D. Mechanobiology and diseases of mechanotransduction. Annals of Medicine. 35 (8), 564-577 (2003).
  3. Nims, R. J., Pferdehirt, L., Guilak, F. Mechanogenetics: Harnessing mechanobiology for cellular engineering. Current Opinion in Biotechnology. 73, 374-379 (2022).
  4. Bellin, R. M., et al. Defining the Role of Syndecan-4 in Mechanotransduction using Surface-Modification Approaches. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 22102-22107 (2009).
  5. Simpson, L. J., Reader, J. S., Tzima, E. Mechanical regulation of protein translation in the cardiovascular system. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 34 (2020).
  6. Humphrey, J. D., Schwartz, M. A. Vascular mechanobiology: Homeostasis, adaptation, and disease. Annual Review of Biomedical Engineering. 23, 1-27 (2021).
  7. Maurer, M., Lammerding, J. The driving force: Nuclear mechanotransduction in cellular function, fate, and disease. Annual Review of Biomedical Engineering. 21, 443-468 (2019).
  8. Jennings, B. H. Drosophila-A versatile model in biology & medicine. Materials Today. 14 (5), 190-195 (2011).
  9. Konno, M., et al. State-of-the-art technology of model organisms for current human medicine. Diagnostics. 10 (6), 392 (2020).
  10. Morgan, T. H. Sex limited inheritance in Drosophila. Science. 32 (812), 120-122 (1910).
  11. Wu, Q., Kumar, N., Velagala, V., Zartman, J. J. Tools to reverse-engineer multicellular systems: Case studies using the fruit fly. Journal of Biological Engineering. 13 (1), 1-16 (2019).
  12. Jayamohan, H., et al., Patrinos, G., et al. Chapter 11 - Advances in Microfluidics and Lab-on-a-Chip Technologies. Molecular Diagnostics. , 197-217 (2017).
  13. Scheler, O., Postek, W., Garstecki, P. Recent developments of microfluidics as a tool for biotechnology and microbiology. Current Opinion in Biotechnology. 55, 60-67 (2019).
  14. Mohammed, D., et al. Innovative tools for mechanobiology: Unraveling outside-in and inside-out mechanotransduction. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 162 (2019).
  15. Shorr, A. Z., Sönmez, U. M., Minden, J. S., LeDuc, P. R. High-throughput mechanotransduction in Drosophila embryos with mesofluidics. Lab on a Chip. 19 (7), 1141-1152 (2019).
  16. Kim, Y. T., et al. Mechanochemical Actuators of Embryonic Epithelial Contractility. Proceedings of the National Academy of Sciences. 40, 14366-14371 (2014).
  17. Ashburner, M. . Drosophila. A Laboratory Handbook. , (1989).
  18. Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography for micro-and nanoscale patterning. Nature Protocols. 5 (3), 491 (2010).
  19. Lee, H., et al. A new fabrication process for uniform SU-8 thick photoresist structures by simultaneously removing edge bead and air bubbles. Journal of Micromechanics and Microengineering. 21 (12), 125006 (2011).
  20. Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography. Annual Review of Materials Science. 28 (1), 153-184 (1998).
  21. Sonmez, U. M., Coyle, S., Taylor, R. E., LeDuc, P. R. Polycarbonate heat molding for soft lithography. Small. 16 (16), 2000241 (2020).
  22. Levario, T. J., Zhan, M., Lim, B., Shvartsman, S. Y., Lu, H. Microfluidic trap array for massively parallel imaging of Drosophila embryos. Nature Protocols. 8 (4), 721-736 (2013).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

190

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved