JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يوفر هذا البروتوكول نهجا بسيطا وسهل الاستخدام لتحديد معدل استعمار الفطريات الفطرية الشكلية (AMF) في جذور النباتات الغازية.

Abstract

الفطريات الفطرية العجزية (AMF) هي فطريات تربة موزعة على نطاق واسع في النظم البيئية ويمكن أن تشكل ارتباطات تكافلية (الفطريات الفطرية) مع جذور معظم النباتات الأرضية. توفر النباتات مصادر الكربون ل AMF من خلال ارتباطات الفطريات الفطرية ، بينما يمكن أن توسع خيوط AMF نطاق امتصاص المغذيات من قبل الجذور وتعزز امتصاص المغذيات النباتية. هناك العديد من الأنواع المختلفة من AMF ، وتختلف العلاقات التكافلية بين الأنواع المختلفة من AMF والنباتات المختلفة. يمكن للنباتات الغازية أن تثري أنواع AMF بقدرات تكافلية أفضل من خلال إفرازات الجذور ، مما يعزز نموها وبالتالي يزيد من استعمارها في جذور النباتات الغازية. في الوقت نفسه ، يمكن للنباتات الغازية أيضا تعطيل العلاقة التكافلية بين AMF والنباتات المحلية ، مما يؤثر على المجتمع النباتي المحلي ، وهو أحد آليات غزو النبات الناجح. يعكس معدل استعمار AMF في جذور النباتات الغازية والمحلية بشكل غير مباشر دور AMF في عملية غزو النباتات الغازية. في هذه الطريقة ، يمكن معالجة جذور النباتات المجمعة مباشرة أو حفظها في مثبت لمعالجة الدفعات اللاحقة. من خلال إزالة اللون ، والتحمض ، والتلوين ، ومعالجة الجذور ، يمكن ملاحظة الخيوط والجراثيم والهياكل الشجرية ل AMF في نظام الجذر بوضوح. يمكن إكمال هذه الطريقة في مختبر أساسي لمراقبة وحساب معدل استعمار AMF في أنظمة جذر النباتات الغازية.

Introduction

تنتشر الفطريات الفطرية في النظم البيئية الطبيعية وتؤسس علاقات تكافلية مع جذور معظم النباتات ، وتشكل الفطرياتالفطرية 1. هذه الارتباطات مفيدة للطرفين ، حيث توفر النباتات مركبات كربونية ثابتة ضوئيا مثل الأحماض الدهنية والسكريات لدعم نمو الفطريات الفطرية ، بينما تتبادل الفطريات بالمثل عن طريق توفير المغذيات المعدنية مثل الفوسفور والنيتروجين للنباتات المضيفة ، وبالتالي تعزيز نموالنبات 2. بناء على أنواع الفطريات الفطرية المكونة من جذور النباتات ، يمكن تقسيم الفطريات الفطرية إلى أربعة أنواع رئيسية: الفطريات الفطرية الخارجية (ECM) ، وفطريات الفطريات الإريكويد (ERM) ، وفطريات الفطريات الفطرية الأوركيد (ORM) ، وفطريات الفطريات الفطرية الشجرية (AM)1. من بينها ، تتمتع الفطريات الفطرية الشجرية (AMF) بأوسع توزيع ويمكن أن تشكل ارتباطات فطرية مع أكثر من 80٪ من الأنواع النباتية3،4.

يلعب AMF دورا مهما في تعزيز دورة مغذيات التربة5 ، وتحسين امتصاص المغذياتالنباتية 6 ، وتنظيم منافسة النبات وتعاقبه. يلعبون دورا مهما في عملية غزو الأنواع النباتية الغازية7،8. AMF ، المصنفة تحت شعبة Mucoromycota9 ، تشمل أكثر من 250 نوعا10. قد تختلف العلاقات التكافلية المحددة بين الأنواع المختلفة من AMF والنباتات المختلفة. وتتمتع الأنواع النباتية الغازية بالقدرة على تغيير تنوع المنتدى العربي المستدام وتعزيز إثراء أنواع المركبات المضادة للمركبات بقدرات تكافلية أفضل تساهم في ميزتها التنافسية أثناء النمو والاستعمار8،11،12،13. يعد فهم ديناميكيات AMF وتفاعلاتها مع الأنواع النباتية الغازية أمرا ضروريا لفهم الآليات الكامنة وراء غزوات النباتات وآثارها البيئية.

عادة ما تتضمن الدراسات النوعية لأنواع AMF طريقتين رئيسيتين. أحدهما هو التحديد المورفولوجي ، مثل جمع جراثيم AMF من التربة باستخدام طرق مثل الطرد المركزي للغربلة الرطبة والسكروز ، متبوعا بتصنيف الجراثيم وتحديدها بناء على مورفولوجيتها14. تتضمن الطريقة الأخرى التقنيات الجزيئية ، وتضخيم المناطق المحفوظة من جينات AMF وتسلسلها لتحديد15. ومع ذلك ، غالبا ما تتطلب هذه الأساليب خبرة واسعة في تحديد الهوية المورفولوجية أو موارد مالية أعلى. من ناحية أخرى ، فإن الدراسات الكمية لمعدلات استعمار AMF ، على الرغم من عدم قدرتها على تحديد التغيرات في أنواع AMF وتكوينها ، لا تزال تقدم تقييما شاملا للعلاقة التكافلية بين AMF والنباتات. لا غنى عن مثل هذه الدراسات في كل من البحث الأساسي وأعمال التحقق اللاحقة لتجارب التلقيح.

يلعب استعمار AMF دورا حاسما في تحديد توزيع الموارد بين الأنواع النباتية المتعايشة7. وهو يعكس تأسيس وقوة العلاقة التكافلية بين AMF وجذور النباتات المضيفة. في نفس الموطن ، غالبا ما تظهر الأنواع النباتية الغازية معدلات استعمار أعلى مقارنة بالنباتات المحلية16،17. يساهم هذا الاستعمار المعزز ل AMF في الغزو الناجح للأنواع الغازية مثل Ambrosia artemisiifolia18 و Solidago canadensis19 و Sapium sebiferum20 و Ageratina adenophora21 و Sphagneticola trilobata22 و Flaveria bidentis7. يوفر فهم معدل استعمار AMF في جذور النباتات الغازية أساسا لكشف الآليات الميكروبية للتربة الكامنة وراء الغزو الناجح لهذه الأنواع. يلقي التحقيق في معدل استعمار AMF في جذور النباتات الغازية الضوء على الآثار البيئية للتفاعلات بين النبات والميكروبات ويساهم في فهمنا للآليات التي تقود غزوات النبات.

يتضمن تحديد معدل استعمار AMF تقنية الفحص المجهري للتلوين ، والتي تتضمن عدة خطوات: الحفاظ على الجذور ، والتوضيح ، والتحمض ، والتلوين ، وإزالة البقع ، والفحص المجهري (الشكل التكميلي 1). على مدى العقود الماضية ، استكشف الباحثون طرق مراقبة مختلفة ل AMF وطوروا تقنيات تلطيخ مختلفة. في المراحل المبكرة ، تم استخدام تلطيخ Trypan الأزرق على نطاق واسع23،24. ومع ذلك ، فإن هذه الطريقة لها قيود بسبب سمية Trypan blue. من ناحية أخرى ، يعد تلطيخ الفوشين الحمضي طريقة شائعة الاستخدام توفر ألوانا زاهية ، وتظهر نتائج تلطيخ موثوقةومستقرة 25. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن إعادة استخدام محلول التلوين ، مما يجعله أكثر فعالية من حيث التكلفة. يتم تحديد معدل الاستعمار باستخدام طريقة تقاطع خط الشبكة ، والتي توفر نتائج إحصائية أكثر موضوعية مقارنة بالأساليب الأخرى26. تتميز هذه الطريقة ببساطتها وتكلفتها المنخفضة والحد الأدنى من متطلبات المعدات ، مما يجعلها ممكنة في إعدادات المختبر الأساسية. يقدم نهجا عمليا ويمكن الوصول إليه لتقييم معدل استعمار AMF ويساهم في فهمنا للارتباطات التكافلية بين AMF وجذور النباتات.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

أجرينا تجارب باستخدام نبات غازي واحد F. bidentis ونبات محلي واحد Setaria viridis. تمت زراعة كلا النباتين في قطع أراضي تجريبية في قاعدة لانغفانغ التجريبية للبحث العلمي التابعة للأكاديمية الصينية للعلوم الزراعية (CAAS) ، خبي ، الصين. تم زرع كل نوع من الأنواع النباتية بشكل فردي في قطع منفصلة ، حيث تبلغ مساحة كل قطعة أرض 2 م × 3 م ومسافة 1 متر بين قطع الأراضي. تركت النباتات لتنمو بشكل طبيعي ، وبعد شهرين تقريبا ، تم جمع عينات الجذر.

1. تحضير الجذر والحفاظ عليه

  1. لكل قطعة أرض ، اختر بشكل عشوائي ثلاثة نباتات ذات ظروف نمو مماثلة. قم بفك التربة حول النباتات بمجرفة ، واسحب النباتات برفق. بعد التخلص من التربة من الجذور ، قم بقطع نظام الجذر بالكامل وإحضاره إلى المختبر. اشطف عينات الجذر التي تم جمعها جيدا تحت الماء الجاري واخلط الجذور من ثلاثة نباتات داخل نفس قطعة الأرض لتشكيل نسخة واحدة.
    ملاحظة: لتسهيل وصف العملية التشغيلية ، يوفر هذا البروتوكول تعليمات لتكرار بيولوجي واحد. لضمان موثوقية النتائج التجريبية ، يوصى بجمع عينات من ثلاث نسخ بيولوجية على الأقل وفقا للتصميم التجريبي أثناء العمليات الفعلية.
  2. استخدم ورق ترشيح لإزالة الرطوبة الزائدة من الجذور النظيفة واتركها تجف في الهواء.
  3. استخدم المقص لتقليم الجذور التالفة ، وقطع الجذور الدقيقة السليمة ، والاحتفاظ بها للتخزين أو الانتقال إلى الخطوة التالية. إذا كنت تتابع الخطوة التالية في غضون يومين ، فقم بتخزينها في الثلاجة عند 4 درجات مئوية. للحفاظ على عينات الجذر لاستخدامها لاحقا ، قم بتخزينها في محلول مثبت ، مثل محلول الفورمالين - أسيتو الكحول (FAA ، 5 مل من 38٪ فورمالين + 5 مل من حمض الأسيتيك + 90 مل من الكحول 70٪).
    ملاحظة: مثبت FAA ليس إلزاميا. إذا كان هناك عدد قليل فقط من العينات ويمكنها تلطيخ الجذور وحسابها في غضون فترة قصيرة بعد جمعها ، فتخطي خطوة تثبيت FAA وتابع مباشرة بعد غسل التربة من الجذور. عند استخدام مثبت FAA ، تأكد من إجراء العملية في منطقة جيدة التهوية بسبب وجود الفورمالديهايد.

2. تلطيخ الجذور

  1. قم بإزالة الجذور المحفوظة من محلول التخزين واشطف الجذور نظيفة. ضع الجذور في دورق سعة 100 مل وأضف حوالي 50 مل من محلول 10٪ KOH (10 جم KOH + 100 مل من الماء) ، مع التأكد من غمر جميع الجذور تماما في المحلول. سخني الدورق على حرارة 90 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
    ملاحظة: اضبط وقت التسخين بناء على نضج الجذور. تزيل هذه الخطوة الأصباغ من الجذور ، مما يجعلها شفافة للمراقبة المجهرية.
  2. اسكب محلول KOH من الدورق واشطف عينة الجذر برفق بماء الصنبور 3x-6x لإزالة أي KOH متبقي. اسكب الماء الزائد.
    ملاحظة: تأكد من تنظيف الدورق وجميع الأدوات المستخدمة جيدا من بقايا KOH ، لأن أي بقايا قد تؤدي إلى تحمض غير كامل في الخطوة التالية ، مما يؤثر على فعالية تلطيخ حمض الفوشين.
  3. أضف محلول حمض الهيدروكلوريك بنسبة 2٪ إلى الدورق ، مما يضمن أن السائل يغطي الجذور بالكامل. دع الجذور تنقع في المحلول الحمضي في درجة حرارة الغرفة لمدة 10 دقائق.
  4. تخلص من محلول حمض الهيدروكلوريك من الدورق وأضف حوالي 50 مل من محلول الفوشين الحمضي 0.01٪ (874 مل من حمض اللاكتيك ، 63 مل من الجلسرين ، 63 مل من الماء المقطر ، 0.1 غرام حمض الفوشين). تلطخ الجذور عند 90 درجة مئوية لمدة 20-60 دقيقة. بعد التلوين ، يمكن استعادة محلول الفوشين الحمضي وإعادة استخدامه للتلوين في المستقبل.
    ملاحظه: قد يختلف وقت التلوين اعتمادا على عمر الجذور وحالتها ، حيث من المحتمل أن تتطلب الجذور الأصغر سنا والعطاء تلطيخا طوال الليل في درجة حرارة الغرفة.

3. إزالة البقع والفحص المجهري

  1. ضع الجذور الملطخة في حوالي 50 مل من محلول حمض اللاكتيك (85٪) لإزالة حمض الفوشين من خلايا الجذر. سيؤدي علاج الفصل إلى تلطيخ أنسجة AMF باللون الأحمر ، بينما تظل خلايا الجذر غير ملونة أو ملونة باللون الأحمر الفاتح. قد تظهر الأسطوانة المركزية باللون الأحمر.
  2. راقب أنسجة الجذر والأنسجة الفطرية تحت مجهر 200x لضمان التمييز الواضح قبل إيقاف إزالة التلطيخ. عندما يمكن تمييز بنية AMF والخلايا الجذرية بوضوح ، يمكن إكمال عملية إزالة الألغام.
    ملاحظة: اضبط وقت إزالة البقع بناء على نضج الجذر. أثناء العملية ، حدد بعض الجذور لتحضير القرع لمراقبتها تحت المجهر.
  3. قم بإزالة الجذور من محلول حمض اللاكتيك وانقلها إلى حوالي 50 مل من محلول الجلسرين (99٪). لن ينفصل الفوشين الحمضي في بنية AMF والخلايا الجذرية ويمكن استخدامه للفحص المجهري اللاحق.
  4. ضع قطرة من الجلسرين على شريحة زجاجية. لكل نسخة مكررة ، حدد بشكل عشوائي 30-50 جذرا ، وقم بقص أجزاء جذر بطول 1 سم من كل جذر. رتبها على شرائح زجاجية مع الجلسرين ، بالتوازي مع الجانب القصير من الشريحة ، وضعها بالتوازي مع بعضها البعض (الشكل التكميلي 1). ضع 10 أقسام جذر على كل شريحة، مما ينتج عنه 3 إلى 5 نسخ مكررة لكل نسخة مكررة.
    ملاحظة: تصف هذه الخطوة عدد مقاطع الجذر المستخدمة للملاحظة، مع الإشارة إلى عدد التكرارات التقنية لكل نسخة مكررة. يجب ترتيب عدد أجزاء الجذر التي لوحظت لكل عينة بشكل معقول بناء على أنواع النباتات ومورفولوجيا الجذور. بالنسبة للجذور الدقيقة ، يكفي مراقبة 30-50 قطعة جذر ، طول كل منها 1 سم ، لكل عينة. ومع ذلك ، بالنسبة للجذور الأكبر ، مثل جذور الذرة ، من الضروري زيادة عدد الملاحظات بشكل مناسب. لضمان موثوقية النتائج الإحصائية ، يجب أن يحتوي كل علاج على 3 تكرارات بيولوجية على الأقل ، ويجب تشغيل كل تكرار بيولوجي باتباع الطريقة المذكورة أعلاه.
  5. غطيها بغطاء. بعد وضع الغطاء ، تجنب تحريك العينات أفقيا لمنع أي احتكاك أو تشوه في الجذور. هذا يضمن إمكانية ملاحظة الحالة الطبيعية لمورفولوجيا الخيوط دون تدخل ، وبالتالي الحفاظ على دقة حسابات معدل الاستعمار.
  6. باستخدام مجهر 200x ، استخدم طريقة العد المتبادل لتحديد معدل الاستعمار بالرجوع إلى الرسم التخطيطي (الشكل التكميلي 2).
    1. قم بتثبيت ميكرومتر مع الشعيرات المتصالبة في عدسة المجهر. انقل مجال الرؤية إلى أحد طرفي الجذر وقم بمحاذاة أحد الشعيرات المتصالبة الموازية للجذر. لاحظ ما إذا كان الخط الآخر يتقاطع مع الخيوط أو المفاصل أو الحويصلات.
    2. حرك مجال الرؤية على طول اتجاه الجذر إلى الطرف الآخر ، وتحرك نفس المسافة في كل مرة بناء على إحداثيات مرحلة المجهر. سجل التقاطعات في كل مجال من مجالات الرؤية باستخدام نهج ثنائي (0 أو 1). إذا تقاطع الشعيرات المتقاطعة الأخرى مع خيوط AMF أو المفاصل أو الحويصلات ، تسجيلها على أنها 1 في الخلية المقابلة للجدول. خلاف ذلك ، يتم تسجيله على أنه 0. إذا لم تكن هناك تقاطعات مع أي من هياكل AMF ، تسجيلها على أنها 1 في المنطقة السالبة. راقب 10 مجالات رؤية لكل جزء جذر ، حيث يتم الحصول على ما مجموعه 100 ملاحظة لكل شريحة ، مما ينتج عنه 300 إلى 500 ملاحظة لكل عينة نباتية.

4. حساب معدل الاستعمار

  1. بناء على الأعداد المسجلة للتقاطعات مع الخيوط (H) ، والأجزاء (A) ، والحويصلات (V) ، وغير الفطريات الفطرية (N) في الجذور العشرة لكل شريحة (كما هو موضح في الجدول 1) ، احسب معدلات الاستعمار على النحو التالي:

    معدل استعمار الخيوط = (أ ح / أ تي) × 100٪
    معدل الاستعمار الشجري = (أ/ أر) × 100٪
    معدل الاستعمار الحويصلي = (AV / AT) × 100٪
    معدل الاستعمار الكلي = [(AT - AN) / AT] × 100٪

    أين:
    AH: عدد التقاطعات مع الخيوط
    أ: عدد التقاطعات مع المفاصل
    AV: عدد التقاطعات مع الحويصلات
    AT: إجمالي عدد التقاطعات
    AN: عدد التقاطعات ذات الجذور غير الفطرية الفطرية

    توفر هذه الحسابات معدلات الاستعمار لكل هيكل (خيوط ، وأشجار ، وحويصلات) ومعدل الاستعمار الإجمالي ، وهو مجموع معدلات الاستعمار لجميع الهياكل.
العلاجتزحلقعدد التقاطعات
سالبخيوطArbusculesالحويصلاتمجموع
عينة 1الشريحة 1أن1أح1أ1أالخامس1أت1
الشريحة 2أن2أح2أأ2أالخامس2أت2
الشريحة 3أن3أح3أأ3أالخامس3أت3
مجموعأنأحأأأفأت

الجدول 1: الجدول الإحصائي لمعدلات استعمار الفطريات الفطرية الشجرية. الاختصارات: AH = عدد التقاطعات مع الخيوط ؛ A= عدد التقاطعات مع arbuscules ؛ AV = عدد التقاطعات مع الحويصلات ؛ AT = إجمالي عدد التقاطعات ؛ AN = عدد التقاطعات ذات الجذور غير الفطرية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

تظهر نتائج تلطيخ جذور النباتات الغازية باستخدام هذه الطريقة في الشكل 1. الهياكل (الخيوط ، والأشجار ، والجراثيم ، والحويصلات) ل AMF ملطخة باللون الأحمر ، وخلايا قشرة الجذر ملطخة باللون الأحمر الفاتح بعد إزالة البقع ، والأسطوانة المركزية ملطخة باللون الأحمر...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

التفاعلات بين النباتات الغازية و AMF معقدة ومتنوعة. تعد دراسة هذه التفاعلات أمرا بالغ الأهمية لفهم نجاح النباتات الغازية وآثارها البيئية. يمكن أن تؤثر على القدرة الغازية للنباتات ، وهيكل ووظيفة النظم البيئية للتربة ، والقدرة التنافسية للنباتات المحلية. يعمل معدل الاستع?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

تم تمويل هذا العمل من قبل البرنامج الوطني للبحث والتطوير الرئيسي في الصين (2021YFD1400100 و 2021YFC2600400 و 2022YFC2601100) ، ومن قبل المؤسسة الوطنية للعلوم في الصين (42207162).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
70% AlcoholShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdR433197
Acetic acid solutionShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA116166
Acid fuchsinShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA104917
Formaldehyde solution, FormalinShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdF111941
GlycerolShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdG116203
Hydrochloric acid, HClShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdH399657
Lactic acidShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdL432769
Manual System Microscope BX43Olympus (China) co., Ltd
Potassium hydroxide, KOHShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdP112284

References

  1. Genre, A., Lanfranco, L., Perotto, S. Unique and common traits in mycorrhizal symbioses. Nat Rev Microbiol. 18 (11), 649-660 (2020).
  2. Shi, J., Wang, X., Wang, E. Mycorrhizal symbiosis in plant growth and stress adaptation: from genes to ecosystems. Annu Rev Plant Biol. 74, 569-607 (2023).
  3. Evelin, H., Devi, T. S., Gupta, S., Kapoor, R. Mitigation of salinity stress in plants by arbuscular mycorrhizal symbiosis: current understanding and new challenges. Front Plant Sci. 10, 470(2019).
  4. Smith, S. E., Read, D. J. Mycorrhizal symbiosis. , Academic press. (2010).
  5. Bender, S. F., Conen, F., Heijden, M. vd Mycorrhizal effects on nutrient cycling, nutrient leaching and N2O production in experimental grassland. Soil Biol Biochem. 80, 283-292 (2015).
  6. Shen, K., et al. AM fungi alleviate phosphorus limitation and enhance nutrient competitiveness of invasive plants via mycorrhizal networks in Karst Areas. Front Ecol Evol. 8, 125(2020).
  7. Zhang, F. J., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi facilitate growth and competitive ability of an exotic species Flaveria bidentis. Soil Biol Biochem. 115, 275-284 (2017).
  8. Zhang, F., et al. AM fungi facilitate the competitive growth of two invasive plant species, Ambrosia artemisiifolia and Bidens pilosa. Mycorrhiza. 28 (8), 703-715 (2018).
  9. Spatafora, J. W., et al. A phylum-level phylogenetic classification of zygomycete fungi based on genome-scale data. Mycologia. 108 (5), 1028-1046 (2016).
  10. Tedersoo, L., et al. High-level classification of the fungi and a tool for evolutionary ecological analyses. Fungal Diversity. 90 (1), 135-159 (2018).
  11. Meinhardt, K. A., Gehring, C. A. Disrupting mycorrhizal mutualisms: a potential mechanism by which exotic tamarisk outcompetes native cottonwoods. Ecol Appl. 22 (2), 532-549 (2012).
  12. Dong, L. J., Ma, L. N., He, W. M. Arbuscular mycorrhizal fungi help explain invasion success of Solidago canadensis. Appl Soil Ecol. 157, 103763(2021).
  13. Ramana, J. V., Tylianakis, J. M., Ridgway, H. J., Dickie, I. A. Root diameter, host specificity and arbuscular mycorrhizal fungal community composition among native and exotic plant species. New Phytol. 239 (1), 301-310 (2023).
  14. Mertz, S. M., Heithaus, J. J., Bush, R. L. Mass production of axenic spores of the endomycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Trans British Mycol Soc. 72 (1), 167-169 (1979).
  15. Renker, C., Heinrichs, J., Kaldorf, M., Buscot, F. Combining nested PCR and restriction digest of the internal transcribed spacer region to characterize arbuscular mycorrhizal fungi on roots from the field. Mycorrhiza. 13 (4), 191-198 (2003).
  16. Bunn, R. A., Ramsey, P. W., Lekberg, Y. Do native and invasive plants differ in their interactions with arbuscular mycorrhizal fungi? A meta-analysis. J Ecol. 103 (6), 1547-1556 (2015).
  17. Majewska, M. L., Rola, K., Zubek, S. The growth and phosphorus acquisition of invasive plants Rudbeckia laciniata and Solidago gigantea are enhanced by arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza. 27 (2), 83-94 (2017).
  18. Huang, D., Sang, W. G., Zhu, L., Song, Y. Y., Wang, J. P. Effects of nitrogen and carbon addition and arbuscular mycorrhiza on alien invasive plant Ambrosia artemisiifolia. Chinese J Appl Ecol. 21 (12), 3056-3062 (2010).
  19. Zhang, Q., et al. Positive feedback between mycorrhizal fungi and plants influences plant invasion success and resistance to invasion. PLoS ONE. 5 (8), e12380(2010).
  20. Yang, Q., Li, B., Siemann, E. Positive and negative biotic interactions and invasive Triadica sebifera tolerance to salinity: a cross-continent comparative study. Oikos. 124 (2), 216-224 (2015).
  21. Li, L. Q., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi enhance invasive plant, Ageratina adenophora growth and competition with native plants. Chinese J Ecol. 35 (1), 79-86 (2016).
  22. QI, S. S., et al. Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on the growth and the competition of an invasive plant Wedelia trilobata. Microbiol China. 47 (11), 3801-3810 (2020).
  23. Phillips, J. M., Hayman, D. S. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans British Mycol Soc. 55 (1), 158-161 (1970).
  24. Koske, R. E., Gemma, J. N. A modified procedure for staining roots to detect VA mycorrhizas. Mycol Res. 92 (4), 486-488 (1989).
  25. Kormanik, P. P., Bryan, W. C., Schultz, R. C. Procedures and equipment for staining large numbers of plant root samples for endomycorrhizal assay. Can J Microbiol. 26 (4), 536-538 (1980).
  26. McGonigle, T. P., Miller, M. H., Evans, D. G., Fairchild, G. L., Swan, J. A. A new method which gives an objective measure of colonization of roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol. 115 (3), 495-501 (1990).
  27. Souza, T. Handbook of Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Springer International Publishing. Switzerland. (2015).
  28. Chandwani, S., Maiti, S., Amaresan, N. Microbial Symbionts. , Academic Press. (2023).
  29. Piercey, M. M., Graham, S. W., Currah, R. S. Patterns of genetic variation in Phialocephala fortinii across a broad latitudinal transect in Canada. Mycol Res. 108 (Pt 8), 955-964 (2004).
  30. Jumpponen, A. R. I., Trappe, J. M. Dark septate endophytes: a review of facultative biotrophic root-colonizing fungi. New Phytol. 140 (2), 295-310 (1998).
  31. Du, E., et al. Rhizoglomus intraradices and associated Brevibacterium frigoritolerans enhance the competitive growth of Flaveria bidentis. Plant Soil. 453, 281-295 (2020).
  32. Wang, S. Y., et al. Practical methods for arbuscular mycorrhizal fungal spore density, hyphal density and colonization rate of AMF. Bio-protocol. 101, e2104253(2022).
  33. Sheng, P., Liu, R., Li, M. Methodological comparison of observation and colonization measurement of arbuscular mycorrhizal fungi. MYCOSYSTEMA. 30 (4), 519-525 (2011).
  34. Grace, C., Stribley, D. P. A safer procedure for routine staining of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Mycol Res. 95 (10), 1160-1162 (1991).
  35. Vierheilig, H., Coughlan, A. P., Wyss, U., Piche, Y. Ink and vinegar, a simple staining technique for arbuscular-mycorrhizal fungi. Appl Environ Microbiol. 64 (12), 5004-5007 (1998).
  36. Vierheilig, H., Schweiger, P., Brundrett, M. An overview of methods for the detection and observation of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Physiol Plant. 125 (4), 393-404 (2005).
  37. Dalpé, Y., Séguin, S. M. Microwave-assisted technology for the clearing and staining of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Mycorrhiza. 23, 333-340 (2013).
  38. Biermann, B., Linderman, R. G. Quantifying vesicular-arbuscular mycorrhizae: a proposed method towards standardization. New Phytol. 87 (1), 63-67 (1981).
  39. Bethlenfalvay, G. J., Pacovsky, R. S., Brown, M. S. Measurement of mycorrhizal infection in soybeans. Soil Sci Soc Am J. 45 (5), 871-875 (1981).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

AMF

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved