JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот протокол обеспечивает простой и удобный в использовании подход к определению скорости колонизации арбускулярных микоризных грибов (AMF) в корнях инвазивных растений.

Аннотация

Арбускулярные микоризные грибы (AMF) являются широко распространенными почвенными грибами в экосистемах и могут образовывать симбиотические ассоциации (микоризы) с корнями большинства наземных растений. Растения обеспечивают источники углерода для AMF через микоризные ассоциации, в то время как гифы AMF могут расширять диапазон поглощения питательных веществ корнями и способствовать усвоению питательных веществ растениями. Существует множество различных видов AMF, и симбиотические отношения между разными видами AMF и разными растениями различаются. Инвазивные растения могут обогатить виды AMF лучшими симбиотическими способностями за счет корневых экссудатов, способствуя их росту и тем самым увеличивая их колонизацию в корнях инвазивных растений. В то же время инвазивные растения также могут нарушать симбиотические отношения между AMF и местными растениями, влияя на местное растительное сообщество, которое является одним из механизмов успешной инвазии растений. Скорость колонизации AMF в корнях инвазивных и местных растений косвенно отражает роль AMF в процессе инвазии инвазивных растений. При этом методе собранные корни растений могут быть обработаны непосредственно или сохранены в фиксаторе для последующей пакетной обработки. Благодаря обесцвечиванию, подкислению, окрашиванию и обесцвечивающей обработке корней можно четко наблюдать гифы, споры и арбускулярные структуры AMF в корневой системе. Этот метод может быть завершен в базовой лаборатории для наблюдения и расчета скорости колонизации AMF в корневых системах инвазивных растений.

Введение

Микоризные грибы преобладают в естественных экосистемах и устанавливают симбиотические отношения с корнями большинства растений, образуя микоризу1. Эти ассоциации взаимовыгодны, поскольку растения поставляют фотосинтетически фиксированные углеродные соединения, такие как жирные кислоты и сахара, для поддержки роста микоризных грибов, в то время как грибы отвечают взаимностью, поставляя минеральные питательные вещества, такие как фосфор и азот, растениям-хозяевам, тем самымспособствуя росту растений. Основываясь на типах микоризы, образованных корнями растений, микоризные грибы можно разделить на четыре основных типа: эктомикоризные грибы (ECM), эрикоидные микоризные грибы (ERM), микоризные грибы орхидей (ORM) и арбускулярные микоризные грибы (AM). Среди них наиболее широкое распространение имеют арбускулярные микоризные грибы (АМФ) и могут образовывать микоризные ассоциации с более чем 80% видов растений 3,4.

AMF играют решающую роль в улучшении круговорота питательных веществ в почве5, улучшении усвоения питательных веществрастениями 6 и регулировании конкуренции и сукцессии растений. Они играют важную роль в процессе инвазии инвазивных видов растений 7,8. AMF, классифицируемый по типу Mucoromycota9, включает в себя более 250 видов10. Конкретные симбиотические отношения между различными видами AMF и разными растениями могут различаться. Инвазивные виды растений обладают потенциалом для изменения разнообразия AMF и способствуют обогащению видов AMF лучшими симбиотическими способностями, которые способствуют их конкурентному преимуществу во время роста и колонизации 8,11,12,13. Понимание динамики AMF и их взаимодействия с инвазивными видами растений имеет важное значение для понимания механизмов, лежащих в основе инвазий растений и их экологических последствий.

Качественные исследования видов AMF обычно включают в себя два основных метода. Одним из них является морфологическая идентификация, такая как сбор спор AMF из почвы с использованием таких методов, как мокрое просеивание-центрифугирование сахарозой, с последующей классификацией и количественной оценкой спор на основе ихморфологии. Другой метод включает в себя молекулярные методы, амплификацию консервативных областей генов AMF и их секвенированиедля идентификации. Однако эти методы часто требуют большого опыта морфологической идентификации или больших финансовых ресурсов. С другой стороны, количественные исследования темпов колонизации AMF, хотя и не могут определить изменения в видах и составе AMF, все же дают всестороннюю оценку симбиотических отношений между AMF и растениями. Такие исследования незаменимы как в фундаментальных исследованиях, так и в последующей работе по валидации экспериментов по инокуляции.

Колонизация AMF играет решающую роль в определении распределения ресурсов среди сосуществующих видов растений7. Он отражает установление и силу симбиотических отношений между AMF и корнями растения-хозяина. В одной и той же среде обитания инвазивные виды растений часто демонстрируют более высокие темпы колонизации по сравнению с местными растениями16,17. Эта усиленная колонизация AMF способствует успешному вторжению инвазивных видов, таких как Ambrosia artemisiifolia18, Solidago canadensis19, Sapium sebiferum20, Ageratina adenophora21, Sphagneticola trilobata22 и Flaveria bidentis7. Понимание скорости колонизации AMF в корнях инвазивных растений обеспечивает основу для разгадки почвенных микробных механизмов, лежащих в основе успешной инвазии этих видов. Исследование скорости колонизации AMF в корнях инвазивных растений проливает свет на экологические последствия взаимодействия растений и микробов и способствует нашему пониманию механизмов, вызывающих инвазию растений.

Определение скорости колонизации AMF включает в себя метод окрашивающей микроскопии, который включает в себя несколько этапов: сохранение корня, осветление, подкисление, окрашивание, задержание и микроскопическое исследование (дополнительный рисунок 1). За последние десятилетия исследователи изучили различные методы наблюдения за AMF и разработали различные методы окрашивания. На ранних этапах широко применялось окрашивание трипановым синим цветом23,24. Однако этот метод имеет ограничения из-за токсичности трипанового синего цвета. Кислотное окрашивание фуксином, с другой стороны, является широко используемым методом, который обеспечивает яркие цвета и показывает надежные, а также стабильные результаты окрашивания25. Кроме того, раствор для окрашивания можно использовать повторно, что делает его более экономичным. Скорость колонизации определяется с помощью метода пересечения линий сетки, который дает более объективные статистические результаты по сравнению с другими подходами26. Этот метод отличается простотой, низкой стоимостью и минимальными требованиями к оборудованию, что делает возможным его выполнение в базовых лабораторных условиях. Он предлагает практический и доступный подход к оценке скорости колонизации AMF и способствует нашему пониманию симбиотических ассоциаций между AMF и корнями растений.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Мы проводили эксперименты с использованием одного инвазивного растения F. bidentis и одного местного растения Setaria viridis. Оба растения были выращены на экспериментальных участках на пилотной научно-исследовательской базе Ланфанг Китайской академии сельскохозяйственных наук (CAAS), Хэбэй, Китай. Каждый вид растений был индивидуально посажен на отдельных участках, каждый из которых имел размеры 2 м х 3 м и расстояние между участками 1 метр. Растения были оставлены расти естественным образом, и примерно через два месяца были собраны образцы корней.

1. Заготовка и консервация корня

  1. Для каждого участка наугад выберите три растения со схожими условиями роста. Разрыхлите почву вокруг растений лопатой, и аккуратно вытащите растения. Стряхнув почву с корней, разрежьте всю корневую систему и принесите это в лабораторию. Собранные образцы корней тщательно промойте под проточной водой и смешайте корни трех растений на одном участке, чтобы сформировать одну реплику.
    Примечание: Для облегчения описания рабочего процесса в данном протоколе содержатся инструкции для одной биологической репликации. Для обеспечения достоверности экспериментальных результатов рекомендуется в ходе реальных операций отбирать образцы не менее чем из трех биологических репликатов в соответствии с планом эксперимента.
  2. Используйте фильтровальную бумагу, чтобы удалить лишнюю влагу с очищенных корней и дать им высохнуть на воздухе.
  3. С помощью ножниц обрежьте поврежденные корни, обрежьте неповрежденные тонкие корни и сохраните их для хранения или перейдите к следующему шагу. Если вы приступаете к следующему шагу в течение 2 дней, храните их в холодильнике при температуре 4 °C. Для сохранения образцов корней для последующего использования храните их в фиксирующем растворе, таком как раствор формалин-ацетоспирт (FAA, 5 мл 38% формалина + 5 мл уксусной кислоты + 90 мл 70% спирта).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Фиксатор FAA НЕ является обязательным. Если образцы имеют лишь небольшое количество и могут окрашивать и подсчитывать корни в течение короткого периода времени после сбора, пропустите этап фиксации FAA и приступайте непосредственно после смывания почвы с корней. При использовании фиксатора FAA следите за тем, чтобы операция проводилась в хорошо проветриваемом помещении благодаря наличию формальдегида.

2. Окрашивание корней

  1. Выньте законсервированные корни из раствора для хранения и промойте корни начисто. Поместите корни в стакан объемом 100 мл и добавьте около 50 мл 10% раствора KOH (10 г KOH + 100 мл воды), убедившись, что все корни полностью погружены в раствор. Нагрейте стакан до 90 °C в течение 30 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Регулируйте время нагрева в зависимости от зрелости корней. На этом этапе пигменты удаляются из корней, делая их прозрачными для микроскопического наблюдения.
  2. Слейте раствор KOH из стакана и аккуратно промойте образец корня водопроводной водой 3x-6x, чтобы удалить остатки KOH. Слейте лишнюю воду.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что стакан и все используемые инструменты тщательно очищены от остатков KOH, так как любые остатки могут привести к неполному подкислению на следующем этапе, что повлияет на эффективность окрашивания кислотой фуксина.
  3. Добавьте в стакан 2% раствор HCl, следя за тем, чтобы жидкость полностью покрывала корни. Дайте корням замочиться в кислом растворе комнатной температуры на 10 минут.
  4. Выбросьте раствор HCl из стакана и добавьте около 50 мл 0,01% раствора кислоты фуксина (874 мл молочной кислоты, 63 мл глицерина, 63 мл дистиллированной воды, 0,1 г кислоты фуксина). Окрашиваем корни при температуре 90 °C в течение 20-60 минут. После окрашивания раствор кислотного фуксина может быть восстановлен и повторно использован для будущего окрашивания.
    ЗАМЕТКА: Время окрашивания может варьироваться в зависимости от возраста и состояния корней, при этом молодые и нежные корни могут потребовать ночного окрашивания при комнатной температуре.

3. Удаление пятен и микроскопия

  1. Поместите окрашенные корни примерно в 50 мл раствора молочной кислоты (85%), чтобы удалить кислотный фуксин из клеток корня. В результате сепарационной обработки ткани AMF окрашиваются в красный цвет, в то время как клетки корня остаются неокрашенными или окрашенными в светло-красный цвет. Центральный цилиндр может казаться красным.
  2. Наблюдайте за тканями корня и грибковыми тканями под 200-кратным микроскопом, чтобы обеспечить четкую различимость, прежде чем останавливать выделение. Когда структура AMF и корневые клетки могут быть четко различимы, процесс задержания может быть завершен.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отрегулируйте время выдержки в зависимости от зрелости корня. Во время процесса выберите несколько корней для подготовки кабачков, чтобы понаблюдать за ними под микроскопом.
  3. Удалите корни из раствора молочной кислоты и переложите их примерно в 50 мл раствора глицерина (99%). Кислотный фуксин в структуре AMF и клетках корня больше не будет отделяться и может быть использован для последующего микроскопического исследования.
  4. Поместите каплю глицерина на предметное стекло. Для каждого тиража наугад выберите 30-50 корней, от каждого корня отрежьте отрезки корня длиной 1 см. Расположите их на стеклянных предметных стеклах с глицерином параллельно короткой стороне предметного стекла и расположите их параллельно друг другу (дополнительный рисунок 1). Поместите 10 корневых секций на каждый слайд, в результате чего получится от 3 до 5 повторений для каждой слайда.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На этом шаге описывается количество корневых сегментов, используемых для наблюдения, то есть количество технических реплик для каждой реплики. Количество сегментов корня, наблюдаемых для каждого образца, должно быть разумно расположено в зависимости от вида растения и морфологии корня. Для тонких корней достаточно наблюдения за 30-50 сегментами корня, каждый длиной 1 см, на один образец. Однако для более крупных корней, таких как корни кукурузы, необходимо соответствующим образом увеличить количество наблюдений. Для обеспечения надежности статистических результатов каждая обработка должна иметь не менее 3 биологических репликатов, и каждая биологическая репликация должна оперироваться в соответствии с вышеупомянутым методом.
  5. Накройте крышкой. После установки покровного стекла избегайте горизонтального смещения образцов, чтобы предотвратить трение или деформацию корней. Это гарантирует, что нормальное состояние морфологии гифов может наблюдаться без помех, тем самым сохраняя точность расчетов скорости колонизации.
  6. Используя 200-кратный микроскоп, используйте метод перекрестного подсчета для определения скорости колонизации по схематической диаграмме (дополнительный рисунок 2).
    1. Установите микрометр с перекрестием в окуляр микроскопа. Переместите поле зрения на один конец корня и выровняйте одно из перекрестий параллельно корню. Посмотрите, пересекается ли другая линия с гифами, арбускулами или везикулами.
    2. Переместите поле зрения вдоль корневого направления к другому концу, каждый раз перемещаясь на одно и то же расстояние, исходя из координат предметного столика микроскопа. Запишите пересечения в каждом поле зрения с помощью двоичного подхода (0 или 1). Если другое перекрестие пересекается с гифами, арбускулами или везикулами AMF, оно записывается как 1 в соответствующую ячейку таблицы. В противном случае он записывается как 0. Если нет пересечений ни с одной из конструкций AMF, он записывается как 1 в отрицательной зоне. Наблюдайте за 10 полями зрения для каждого сегмента корня, в общей сложности получается 100 наблюдений на слайд, в результате чего от 300 до 500 наблюдений на образец растения.

4. Расчет темпов колонизации

  1. Основываясь на зарегистрированном количестве пересечений с гифами (H), арбускулами (A) и везикулами (V), а также немикоризными (N) в 10 корнях каждого слайда (как показано в таблице 1), рассчитайте коэффициенты колонизации следующим образом:

    Коэффициент колонизации гиф = (AH / AT) × 100%
    Коэффициент арбускулярной колонизации = (AA / AT) × 100%
    Скорость везикулярной колонизации = (AV / AT) × 100%
    Общий уровень колонизации = [(AT - AN) / AT] × 100%

    Где:
    AH: Количество пересечений с гифами
    AA: Количество пересечений с арбускулами
    AV: Число пересечений с везикулами
    AT: Общее количество перекрестков
    AN: Число пересечений с немикоризными корнями

    Эти расчеты дают скорость колонизации для каждой структуры (гифы, арбускулы и везикулы) и общую скорость колонизации, которая представляет собой сумму скоростей колонизации для всех структур.
ЛечениеСкользитьКоличество пересечений
ОтрицательнаяГифыАрбускулПузырькиИтог
Пример 1Слайд 1АN1АВ1АА1АВ1АТ1
Слайд 2АN2А Н2АА2АВ2АТ2
Слайд 3АN3А В3АА3АВ3АТ3
ИтогА НАХАА ААVА Т

Таблица 1: Статистическая таблица темпов колонизации арбускулярных микоризных грибов. Сокращения: AH = Количество пересечений с гифами; AA = Количество пересечений с арбускулями; AV = Число пересечений с везикулами; AT = общее число перекрестков; AN = Количество пересечений с немикоризными корнями.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Результаты окрашивания корней инвазивных растений с помощью этого метода показаны на рисунке 1. Структуры (гифы, арбускулы, споры и везикулы) AMF окрашиваются в красный цвет, клетки коры корня окрашиваются в светло-красный цвет после задержания, а центра...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Взаимодействие между инвазивными растениями и AMF является сложным и разнообразным. Изучение этих взаимодействий имеет решающее значение для понимания успеха инвазивных растений и их экологических последствий. Они могут влиять на инвазивную способность растений, ст...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа финансировалась Национальной программой ключевых исследований и разработок Китая (2021YFD1400100, 2021YFC2600400 и 2022YFC2601100) и Национальным научным фондом Китая (42207162).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
70% AlcoholShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdR433197
Acetic acid solutionShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA116166
Acid fuchsinShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA104917
Formaldehyde solution, FormalinShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdF111941
GlycerolShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdG116203
Hydrochloric acid, HClShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdH399657
Lactic acidShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdL432769
Manual System Microscope BX43Olympus (China) co., Ltd
Potassium hydroxide, KOHShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdP112284

Ссылки

  1. Genre, A., Lanfranco, L., Perotto, S. Unique and common traits in mycorrhizal symbioses. Nat Rev Microbiol. 18 (11), 649-660 (2020).
  2. Shi, J., Wang, X., Wang, E. Mycorrhizal symbiosis in plant growth and stress adaptation: from genes to ecosystems. Annu Rev Plant Biol. 74, 569-607 (2023).
  3. Evelin, H., Devi, T. S., Gupta, S., Kapoor, R. Mitigation of salinity stress in plants by arbuscular mycorrhizal symbiosis: current understanding and new challenges. Front Plant Sci. 10, 470(2019).
  4. Smith, S. E., Read, D. J. Mycorrhizal symbiosis. , Academic press. (2010).
  5. Bender, S. F., Conen, F., Heijden, M. vd Mycorrhizal effects on nutrient cycling, nutrient leaching and N2O production in experimental grassland. Soil Biol Biochem. 80, 283-292 (2015).
  6. Shen, K., et al. AM fungi alleviate phosphorus limitation and enhance nutrient competitiveness of invasive plants via mycorrhizal networks in Karst Areas. Front Ecol Evol. 8, 125(2020).
  7. Zhang, F. J., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi facilitate growth and competitive ability of an exotic species Flaveria bidentis. Soil Biol Biochem. 115, 275-284 (2017).
  8. Zhang, F., et al. AM fungi facilitate the competitive growth of two invasive plant species, Ambrosia artemisiifolia and Bidens pilosa. Mycorrhiza. 28 (8), 703-715 (2018).
  9. Spatafora, J. W., et al. A phylum-level phylogenetic classification of zygomycete fungi based on genome-scale data. Mycologia. 108 (5), 1028-1046 (2016).
  10. Tedersoo, L., et al. High-level classification of the fungi and a tool for evolutionary ecological analyses. Fungal Diversity. 90 (1), 135-159 (2018).
  11. Meinhardt, K. A., Gehring, C. A. Disrupting mycorrhizal mutualisms: a potential mechanism by which exotic tamarisk outcompetes native cottonwoods. Ecol Appl. 22 (2), 532-549 (2012).
  12. Dong, L. J., Ma, L. N., He, W. M. Arbuscular mycorrhizal fungi help explain invasion success of Solidago canadensis. Appl Soil Ecol. 157, 103763(2021).
  13. Ramana, J. V., Tylianakis, J. M., Ridgway, H. J., Dickie, I. A. Root diameter, host specificity and arbuscular mycorrhizal fungal community composition among native and exotic plant species. New Phytol. 239 (1), 301-310 (2023).
  14. Mertz, S. M., Heithaus, J. J., Bush, R. L. Mass production of axenic spores of the endomycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Trans British Mycol Soc. 72 (1), 167-169 (1979).
  15. Renker, C., Heinrichs, J., Kaldorf, M., Buscot, F. Combining nested PCR and restriction digest of the internal transcribed spacer region to characterize arbuscular mycorrhizal fungi on roots from the field. Mycorrhiza. 13 (4), 191-198 (2003).
  16. Bunn, R. A., Ramsey, P. W., Lekberg, Y. Do native and invasive plants differ in their interactions with arbuscular mycorrhizal fungi? A meta-analysis. J Ecol. 103 (6), 1547-1556 (2015).
  17. Majewska, M. L., Rola, K., Zubek, S. The growth and phosphorus acquisition of invasive plants Rudbeckia laciniata and Solidago gigantea are enhanced by arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza. 27 (2), 83-94 (2017).
  18. Huang, D., Sang, W. G., Zhu, L., Song, Y. Y., Wang, J. P. Effects of nitrogen and carbon addition and arbuscular mycorrhiza on alien invasive plant Ambrosia artemisiifolia. Chinese J Appl Ecol. 21 (12), 3056-3062 (2010).
  19. Zhang, Q., et al. Positive feedback between mycorrhizal fungi and plants influences plant invasion success and resistance to invasion. PLoS ONE. 5 (8), e12380(2010).
  20. Yang, Q., Li, B., Siemann, E. Positive and negative biotic interactions and invasive Triadica sebifera tolerance to salinity: a cross-continent comparative study. Oikos. 124 (2), 216-224 (2015).
  21. Li, L. Q., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi enhance invasive plant, Ageratina adenophora growth and competition with native plants. Chinese J Ecol. 35 (1), 79-86 (2016).
  22. QI, S. S., et al. Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on the growth and the competition of an invasive plant Wedelia trilobata. Microbiol China. 47 (11), 3801-3810 (2020).
  23. Phillips, J. M., Hayman, D. S. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans British Mycol Soc. 55 (1), 158-161 (1970).
  24. Koske, R. E., Gemma, J. N. A modified procedure for staining roots to detect VA mycorrhizas. Mycol Res. 92 (4), 486-488 (1989).
  25. Kormanik, P. P., Bryan, W. C., Schultz, R. C. Procedures and equipment for staining large numbers of plant root samples for endomycorrhizal assay. Can J Microbiol. 26 (4), 536-538 (1980).
  26. McGonigle, T. P., Miller, M. H., Evans, D. G., Fairchild, G. L., Swan, J. A. A new method which gives an objective measure of colonization of roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol. 115 (3), 495-501 (1990).
  27. Souza, T. Handbook of Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Springer International Publishing. Switzerland. (2015).
  28. Chandwani, S., Maiti, S., Amaresan, N. Microbial Symbionts. , Academic Press. (2023).
  29. Piercey, M. M., Graham, S. W., Currah, R. S. Patterns of genetic variation in Phialocephala fortinii across a broad latitudinal transect in Canada. Mycol Res. 108 (Pt 8), 955-964 (2004).
  30. Jumpponen, A. R. I., Trappe, J. M. Dark septate endophytes: a review of facultative biotrophic root-colonizing fungi. New Phytol. 140 (2), 295-310 (1998).
  31. Du, E., et al. Rhizoglomus intraradices and associated Brevibacterium frigoritolerans enhance the competitive growth of Flaveria bidentis. Plant Soil. 453, 281-295 (2020).
  32. Wang, S. Y., et al. Practical methods for arbuscular mycorrhizal fungal spore density, hyphal density and colonization rate of AMF. Bio-protocol. 101, e2104253(2022).
  33. Sheng, P., Liu, R., Li, M. Methodological comparison of observation and colonization measurement of arbuscular mycorrhizal fungi. MYCOSYSTEMA. 30 (4), 519-525 (2011).
  34. Grace, C., Stribley, D. P. A safer procedure for routine staining of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Mycol Res. 95 (10), 1160-1162 (1991).
  35. Vierheilig, H., Coughlan, A. P., Wyss, U., Piche, Y. Ink and vinegar, a simple staining technique for arbuscular-mycorrhizal fungi. Appl Environ Microbiol. 64 (12), 5004-5007 (1998).
  36. Vierheilig, H., Schweiger, P., Brundrett, M. An overview of methods for the detection and observation of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Physiol Plant. 125 (4), 393-404 (2005).
  37. Dalpé, Y., Séguin, S. M. Microwave-assisted technology for the clearing and staining of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Mycorrhiza. 23, 333-340 (2013).
  38. Biermann, B., Linderman, R. G. Quantifying vesicular-arbuscular mycorrhizae: a proposed method towards standardization. New Phytol. 87 (1), 63-67 (1981).
  39. Bethlenfalvay, G. J., Pacovsky, R. S., Brown, M. S. Measurement of mycorrhizal infection in soybeans. Soil Sci Soc Am J. 45 (5), 871-875 (1981).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены