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요약

이 프로토콜은 침입 식물의 뿌리에서 Arbuscular mycorrhizal fungi(AMF)의 집락화 속도를 결정하기 위한 간단하고 사용하기 쉬운 접근 방식을 제공합니다.

초록

수목 균근 균류(AMF)는 생태계에 널리 분포된 토양 균류이며 대부분의 육상 식물의 뿌리와 공생 결합(균근)을 형성할 수 있습니다. 식물은 균근 결합을 통해 AMF에 탄소원을 제공하는 반면, AMF 균사는 뿌리에 의한 영양 흡수 범위를 확장하고 식물의 영양 흡수를 촉진할 수 있습니다. AMF에는 다양한 종이 있으며 서로 다른 AMF 종과 다른 식물 간의 공생 관계는 다양합니다. 침입 식물은 뿌리 삼출물을 통해 더 나은 공생 능력으로 AMF 종을 풍부하게 하여 성장을 촉진하여 침입 식물 뿌리에서 군체화를 증가시킬 수 있습니다. 동시에 침입 식물은 AMF와 토착 식물 사이의 공생 관계를 방해하여 성공적인 식물 침입을 위한 메커니즘 중 하나인 지역 식물 군집에 영향을 미칠 수 있습니다. 침입성 식물과 토착 식물의 뿌리에서 AMF의 군집화율은 침입성 식물 침입 과정에서 AMF의 역할을 간접적으로 반영합니다. 이 방법에서는 수집된 식물 뿌리를 직접 처리하거나 나중에 일괄 처리하기 위해 정착액에 저장할 수 있습니다. 뿌리의 탈색, 산성화, 염색 및 염색 처리를 통해 뿌리 시스템에서 AMF의 균사, 포자 및 수목 구조를 명확하게 관찰할 수 있습니다. 이 방법은 침입 식물의 뿌리 시스템에서 AMF의 집락화 속도를 관찰하고 계산하기 위해 기본 실험실에서 완료 할 수 있습니다.

서문

균근균은 자연 생태계에 널리 퍼져 있으며 대부분의 식물의 뿌리와 공생 관계를 형성하여 균근1을 형성합니다. 식물은 균근균의 성장을 지원하기 위해 지방산 및 당과 같은 광합성으로 고정된 탄소 화합물을 제공하는 반면, 곰팡이는 숙주 식물에 인 및 질소와 같은 미네랄 영양소를 공급하여 식물 성장을 촉진하기 때문에 이러한 연관성은 상호 이익이 됩니다2. 식물 뿌리로 형성된 균근 유형에 따라 균근 균류는 외부 균근(ECM) 균류, 에리코이드 균근(ERM) 균류, 난초 균근(ORM) 균류 및 수목 균근(AM) 균의 네 가지 주요 유형으로 나눌 수 있습니다1. 그 중 수목 균근 균류(AMF)는 가장 넓은 분포를 가지며 식물 종의 80% 이상과 균근 연관성을 형성할 수 있습니다 3,4.

AMF는 토양 영양 순환을 강화하고5, 식물 영양 흡수를 개선6하며, 식물 경쟁 및 천이를 조절하는 데 중요한 역할을 합니다. 그들은 침입 식물 종의 침입 과정에서 중요한 역할을합니다 7,8. AMF는 Mucoromycota9 문으로 분류되며 250 종 이상을 포함합니다10. 서로 다른 종의 AMF와 다른 식물 사이의 특정 공생 관계는 다를 수 있습니다. 침입 식물 종은 AMF 다양성을 변화시키고 성장과 군집화 과정에서 경쟁 우위에 기여하는 더 나은 공생 능력으로 AMF 종의 풍부화를 촉진할 수 있는 잠재력을 가지고 있습니다 8,11,12,13. AMF의 역학 및 침입 식물 종과의 상호 작용을 이해하는 것은 식물 침입의 기저에 있는 메커니즘과 생태학적 영향을 이해하는 데 필수적입니다.

AMF 종에 대한 질적 연구에는 일반적으로 두 가지 주요 방법이 포함됩니다. 그 중 하나는 습식 체질-자당 원심분리(wet sieving-sucrose centrifugation)와 같은 방법을 사용하여 토양에서 AMF 포자를 채취한 다음, 포자의 형태에 따라 포자를 분류하고 정량화하는 것과 같은 형태학적 식별이다14. 다른 방법은 AMF 유전자의 보존 영역을 증폭하고 동정을 위해 염기서열분석을 하는 분자 기술을 포함한다15. 그러나 이러한 방법은 종종 광범위한 형태학적 식별 경험이나 더 높은 재정적 자원을 필요로 합니다. 다른 한편으로, AMF 집락화 속도에 대한 정량적 연구는 AMF 종 및 구성의 변화를 결정할 수 없지만 여전히 AMF와 식물 간의 공생 관계에 대한 포괄적인 평가를 제공합니다. 이러한 연구는 접종 실험을 위한 기초 연구와 후속 검증 작업 모두에 필수적입니다.

AMF의 군집화는 공존하는 식물 종7 간의 자원 분포를 결정하는 데 중요한 역할을 합니다. 이는 AMF와 숙주 식물 뿌리 사이의 공생 관계의 확립과 강도를 반영합니다. 같은 서식지에서 침입 식물 종은 종종 토착 식물에 비해 더 높은 군집화 속도를 나타냅니다16, 17. 이러한 AMF의 향상된 군집화는 Ambrosia artemisiifolia18, Solidago canadensis19, Sapium sebiferum20, Ageratina adenophora21, Sphagneticola trilobata22, Flaveria bidentis7과 같은 침입종의 성공적인 침입에 기여합니다. 침입 식물의 뿌리에서 AMF의 군집화 속도를 이해하는 것은 이러한 종의 성공적인 침입의 기저에 있는 토양 미생물 메커니즘을 밝히기 위한 토대를 제공합니다. 침입성 식물 뿌리에서 AMF의 집락화 속도를 조사하는 것은 식물과 미생물 간의 상호 작용이 생태학적으로 미치는 영향을 밝히고 식물 침입을 유발하는 메커니즘에 대한 이해에 기여합니다.

AMF 집락화 속도 측정에는 치근 보존, 정화, 산성화, 염색, 염색 및 현미경 검사와 같은 여러 단계를 포함하는 염색 현미경 기술이 포함됩니다(보충 그림 1). 지난 수십 년 동안 연구자들은 AMF에 대한 다양한 관찰 방법을 탐구하고 다양한 염색 기술을 개발했습니다. 초기 단계에서는 트리판 블루 염색이 널리 사용되었다23,24. 그러나 이 방법은 트리판 블루의 독성으로 인해 한계가 있습니다. 반면, 산성 푹신 염색은 밝은 색상을 제공하고 신뢰할 수 있고 안정적인 염색 결과를 보여주는 일반적으로 사용되는 방법입니다25. 또한 염색 용액을 재사용할 수 있어 비용 효율성이 높아집니다. 군집화율은 격자선 교차법(gridline intersect method)을 사용하여 결정되며, 이는 다른 접근법에 비해 더 객관적인 통계적 결과를 제공한다26. 이 방법은 단순성, 저렴한 비용 및 최소한의 장비 요구 사항이 특징이므로 기본 실험실 환경에서 수행할 수 있습니다. AMF의 집락화 속도를 평가하기 위한 실용적이고 접근 가능한 접근 방식을 제공하고 AMF와 식물 뿌리 사이의 공생 관계에 대한 이해에 기여합니다.

프로토콜

우리는 침입 식물 F. bidentis 1 개와 토착 식물 Setaria viridis 1 개를 사용하여 실험을 수행했습니다. 두 식물 모두 중국 허베이성에 있는 중국농업과학원(CAAS)의 랑팡 과학 연구 파일럿 베이스(Langfang Scientific Research Pilot Base)의 실험 구획에서 재배되었습니다. 각 식물 종은 별도의 구획에 개별적으로 심었으며 각 구획은 2m x 3m이고 구획 사이에는 1m 간격이 있습니다. 식물은 자연적으로 자라도록 남겨두고 약 2개월 후에 뿌리 샘플을 수집했습니다.

1. 뿌리 준비 및 보존

  1. 각 플롯에 대해 유사한 성장 조건을 가진 세 개의 식물을 무작위로 선택합니다. 삽으로 식물 주변의 흙을 풀고 식물을 부드럽게 당겨 빼냅니다. 뿌리에서 흙을 털어낸 후 뿌리 시스템 전체를 잘라 실험실에 가져갑니다. 수집된 뿌리 샘플을 흐르는 물에 철저히 헹구고 동일한 플롯 내에 있는 세 식물의 뿌리를 혼합하여 하나의 복제본을 형성합니다.
    참고: 작동 프로세스에 대한 설명을 용이하게 하기 위해 이 프로토콜은 하나의 생물학적 복제에 대한 지침을 제공합니다. 실험 결과의 신뢰성을 보장하기 위해 실제 작업 중 실험 설계에 따라 최소 3개의 생물학적 복제물에서 샘플을 수집하는 것이 좋습니다.
  2. 여과지를 사용하여 청소된 뿌리에서 과도한 수분을 제거하고 자연 건조시킵니다.
  3. 가위를 사용하여 손상된 뿌리를 다듬고, 손상되지 않은 미세한 뿌리를 자르고, 보관을 위해 보존하거나 다음 단계로 진행합니다. 2일 이내에 다음 단계를 진행할 경우 4°C의 냉장고에 보관하세요. 나중에 사용하기 위해 뿌리 샘플을 보존하려면 포르말린-아세토-알코올 용액(FAA, 38% 포르말린 5mL + 아세트산 5mL + 70% 알코올 90mL)과 같은 고정 용액에 보관하십시오.
    참고: FAA 고정제는 필수가 아닙니다. 샘플 수가 적고 채취 후 짧은 기간 내에 뿌리를 염색하고 계수할 수 있는 경우 FAA 고정 단계를 건너뛰고 뿌리에서 흙을 씻어낸 후 바로 진행합니다. FAA 고정제를 사용할 때는 포름알데히드의 존재로 인해 환기가 잘 되는 곳에서 작업을 수행해야 합니다.

2. 뿌리의 염색

  1. 저장 용액에서 보존 된 뿌리를 제거하고 뿌리를 깨끗하게 헹굽니다. 100mL 비커에 뿌리를 넣고 50% KOH (10g KOH + 물 100mL) 용액 약 10mL를 추가하여 모든 뿌리가 용액에 완전히 잠겼는지 확인합니다. 비커를 90°C에서 30분 동안 가열합니다.
    알림: 뿌리의 성숙도에 따라 가열 시간을 조정하십시오. 이 단계는 뿌리에서 색소를 제거하여 현미경 관찰을 위해 투명하게 만듭니다.
  2. 비커에서 KOH 용액을 붓고 뿌리 샘플을 수돗물 3x-6x로 부드럽게 헹구어 남아 있는 KOH를 제거합니다. 여분의 물을 붓습니다.
    알림: 비커와 사용된 모든 도구는 KOH 잔여물이 KOH 잔여물을 철저히 청소했는지 확인하십시오., 잔여물이 다음 단계에서 불완전한 산성화를 일으켜 산 푹신의 염색 효과에 영향을 미칠 수 있습니다.
  3. 비커에 2% HCl 용액을 추가하여 액체가 뿌리를 완전히 덮도록 합니다. 뿌리를 실온에서 10분 동안 산성 용액에 담가둡니다.
  4. 비이커에서 HCl 용액을 버리고 0.01% 산성 푹신 용액 약 50mL(젖산 874mL, 글리세롤 63mL, 증류수 63mL, 산 푹신 0.1g)를 첨가합니다. 뿌리를 90 ° C에서 20-60 분 동안 염색하십시오. 염색 후 산성 푹신 용액을 회수하여 향후 염색을 위해 재사용 할 수 있습니다.
    메모: 염색 시간은 뿌리의 나이와 상태에 따라 달라질 수 있으며, 더 어리고 부드러운 뿌리는 실온에서 밤새 염색해야 할 수 있습니다.

3. 탈색 및 현미경 검사

  1. 염색된 뿌리를 약 50mL의 젖산(85%) 용액에 넣어 뿌리 세포에서 산 푹신을 제거합니다. 분리 처리로 인해 AMF 조직은 빨간색으로 염색되고 뿌리 세포는 착색되지 않거나 연한 빨간색으로 착색됩니다. 중앙 실린더가 빨간색으로 나타날 수 있습니다.
  2. 200x 현미경으로 뿌리 조직과 곰팡이 조직을 관찰하여 염색을 중단하기 전에 명확한 구별 가능성을 확인합니다. AMF 구조와 뿌리 세포를 명확하게 구별할 수 있을 때 염색 과정을 완료할 수 있었습니다.
    참고: 뿌리 성숙도에 따라 탈염 시간을 조정하십시오. 이 과정에서 현미경으로 관찰할 호박 준비를 위한 몇 가지 뿌리를 선택합니다.
  3. 젖산 용액에서 뿌리를 제거하고 약 50mL의 글리세롤 (99 %) 용액으로 옮깁니다. AMF 구조와 뿌리 세포의 산 푹신은 더 이상 분리되지 않으며 후속 현미경 검사에 사용할 수 있습니다.
  4. 유리 슬라이드에 글리세롤 한 방울을 떨어뜨립니다. 각 반복에 대해 30-50개의 뿌리를 무작위로 선택하고 각 뿌리에서 1cm 길이의 뿌리 세그먼트를 자릅니다. 글리세롤이 있는 유리 슬라이드에 슬라이드의 짧은 면과 평행하게 배열하고 서로 평행하게 놓습니다(보충 그림 1). 각 슬라이드에 10개의 루트 섹션을 배치하여 각 반복에 대해 3-5개의 반복을 생성합니다.
    참고: 이 단계에서는 관찰에 사용되는 루트 세그먼트의 수를 설명하며, 각 반복실험에 대한 기술 반복 실험 수를 나타냅니다. 각 샘플에서 관찰된 뿌리 분절의 수는 식물 종과 뿌리 형태에 따라 합리적으로 배열되어야 합니다. 미세한 뿌리의 경우 샘플당 각각 1cm 길이의 30-50개의 뿌리 세그먼트를 관찰하는 것으로 충분합니다. 그러나 옥수수와 같은 더 큰 뿌리의 경우 관찰 횟수를 적절하게 늘려야 합니다. 통계적 결과의 신뢰성을 보장하기 위해 각 처리에는 최소 3개의 생물학적 복제가 있어야 하며 각 생물학적 복제는 앞서 언급한 방법에 따라 작동해야 합니다.
  5. 커버 슬립으로 덮으십시오. 커버슬립을 놓은 후에는 뿌리가 문지르거나 변형되는 것을 방지하기 위해 샘플을 수평으로 이동하지 마십시오. 이렇게 하면 균사 형태의 정상 상태를 간섭 없이 관찰할 수 있으므로 집락화 속도 계산의 정확성을 유지할 수 있습니다.
  6. 200x 현미경을 사용하여 교차 계수 방법을 사용하여 개략도를 참조하여 집락화 속도를 결정합니다(보충 그림 2).
    1. 현미경의 접안렌즈에 십자선이 있는 마이크로미터를 설치합니다. 시야를 루트의 한쪽 끝으로 이동하고 십자선 중 하나를 루트에 평행하게 정렬합니다. 다른 선이 균사, 수목 또는 소포와 교차하는지 관찰합니다.
    2. 루트 방향을 따라 시야를 다른 쪽 끝으로 이동하고 현미경 스테이지의 좌표를 기반으로 매번 동일한 거리를 이동합니다. 이진 접근 방식(0 또는 1)을 사용하여 각 시야의 교차점을 기록합니다. 다른 십자선이 AMF 균사, 수목 또는 소포와 교차하는 경우 테이블의 해당 셀에 1로 기록됩니다. 그렇지 않으면 0으로 기록됩니다. AMF 구조와의 교차점이 없는 경우 음의 영역에서 1로 기록됩니다. 각 뿌리 세그먼트에 대해 10개의 시야를 관찰하면 슬라이드당 총 100개의 관찰이 얻어져 식물 샘플당 300-500개의 관찰이 생성됩니다.

4. 식민지 형성 비율 계산

  1. 각 슬라이드의 10개 뿌리에서 균사(H), 수목(A), 소포(V) 및 비균근(N)과의 기록된 교차점 수를 기반으로 ( 표 1 참조) 다음과 같이 집락화 속도를 계산합니다.

    균사 집락화 비율 = (AH / T) × 100%
    수목 집락화 비율 = (AA / AT) × 100%
    수포 집락화 비율 = (A, V / A, T) × 100%
    총 집락화 비율 = [(AT - AN) / AT] × 100%

    어디:
    AH: 균사가 있는 교차점 수
    A: arbuscules와의 교차점 수
    AV: 소포가 있는 교차점 수
    AT: 총 교차로 수
    AN: 비균근근이 있는 교차점 수

    이러한 계산은 각 구조(균사, 수목류 및 소포)에 대한 집락화율과 모든 구조에 대한 집락화율의 합계인 전체 집락화율을 제공합니다.
치료슬라이드교차로의 수
마이너스균사수목질소포합계
샘플 1슬라이드 1A, N, 1에이H1ᅡ1에이V1ᅡT1
슬라이드 2에이앤2아 H2ᅡ2에이V2AT2
슬라이드 3A/N3아H3ᅡᅡ3에이V3에이T3
합계아엔에이 H아에이브이에이티

표 1: 수목 균근 균류의 집락화 속도에 대한 통계적 표. 약어:AH = 균사와의 교차 수; A A = arbuscules와의 교차점 수; A V = 소포와의 교차점 수; AT = 총 교차로 수; AN = 비균근근과의 교차점 수.

결과

이 방법을 사용한 침입성 식물 뿌리의 염색 결과는 그림 1에 나와 있습니다. AMF의 구조(균사, 수목, 포자 및 소포)는 빨간색으로 염색되고, 뿌리 피질 세포는 염색 후 연한 빨간색으로 염색되며, 중앙 실린더는 빨간색으로 염색됩니다. 이 염색 결과는 AMF가 주로 식물의 피질에 존재하기 때문에 곰팡이 구조를 구별하기에 충분합니다. 염색 결과에서 수...

토론

침입 식물과 AMF 간의 상호 작용은 복잡하고 다양합니다. 이러한 상호 작용을 연구하는 것은 침입 식물의 성공과 생태학적 영향을 이해하는 데 중요합니다. 그들은 식물의 침입 능력, 토양 생태계의 구조와 기능, 토착 식물의 경쟁력에 영향을 미칠 수 있습니다. 군집화 비율은 침입 식물과 AMF 간의 관계를 연구하는 데 중요한 지표 역할을 합니다. 공생 관계를 수립하고, 침?...

공개

저자는 공개할 것이 없습니다.

감사의 말

이 연구는 중국 국가 핵심 R&D 프로그램(2021YFD1400100, 2021YFC2600400 및 2022YFC2601100)과 중국 국가과학재단(42207162)의 지원을 받았습니다.

자료

NameCompanyCatalog NumberComments
70% AlcoholShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdR433197
Acetic acid solutionShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA116166
Acid fuchsinShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA104917
Formaldehyde solution, FormalinShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdF111941
GlycerolShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdG116203
Hydrochloric acid, HClShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdH399657
Lactic acidShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdL432769
Manual System Microscope BX43Olympus (China) co., Ltd
Potassium hydroxide, KOHShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdP112284

참고문헌

  1. Genre, A., Lanfranco, L., Perotto, S. Unique and common traits in mycorrhizal symbioses. Nat Rev Microbiol. 18 (11), 649-660 (2020).
  2. Shi, J., Wang, X., Wang, E. Mycorrhizal symbiosis in plant growth and stress adaptation: from genes to ecosystems. Annu Rev Plant Biol. 74, 569-607 (2023).
  3. Evelin, H., Devi, T. S., Gupta, S., Kapoor, R. Mitigation of salinity stress in plants by arbuscular mycorrhizal symbiosis: current understanding and new challenges. Front Plant Sci. 10, 470 (2019).
  4. Smith, S. E., Read, D. J. . Mycorrhizal symbiosis. , (2010).
  5. Bender, S. F., Conen, F., Heijden, M. v. d. Mycorrhizal effects on nutrient cycling, nutrient leaching and N2O production in experimental grassland. Soil Biol Biochem. 80, 283-292 (2015).
  6. Shen, K., et al. AM fungi alleviate phosphorus limitation and enhance nutrient competitiveness of invasive plants via mycorrhizal networks in Karst Areas. Front Ecol Evol. 8, 125 (2020).
  7. Zhang, F. J., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi facilitate growth and competitive ability of an exotic species Flaveria bidentis. Soil Biol Biochem. 115, 275-284 (2017).
  8. Zhang, F., et al. AM fungi facilitate the competitive growth of two invasive plant species, Ambrosia artemisiifolia and Bidens pilosa. Mycorrhiza. 28 (8), 703-715 (2018).
  9. Spatafora, J. W., et al. A phylum-level phylogenetic classification of zygomycete fungi based on genome-scale data. Mycologia. 108 (5), 1028-1046 (2016).
  10. Tedersoo, L., et al. High-level classification of the fungi and a tool for evolutionary ecological analyses. Fungal Diversity. 90 (1), 135-159 (2018).
  11. Meinhardt, K. A., Gehring, C. A. Disrupting mycorrhizal mutualisms: a potential mechanism by which exotic tamarisk outcompetes native cottonwoods. Ecol Appl. 22 (2), 532-549 (2012).
  12. Dong, L. J., Ma, L. N., He, W. M. Arbuscular mycorrhizal fungi help explain invasion success of Solidago canadensis. Appl Soil Ecol. 157, 103763 (2021).
  13. Ramana, J. V., Tylianakis, J. M., Ridgway, H. J., Dickie, I. A. Root diameter, host specificity and arbuscular mycorrhizal fungal community composition among native and exotic plant species. New Phytol. 239 (1), 301-310 (2023).
  14. Mertz, S. M., Heithaus, J. J., Bush, R. L. Mass production of axenic spores of the endomycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Trans British Mycol Soc. 72 (1), 167-169 (1979).
  15. Renker, C., Heinrichs, J., Kaldorf, M., Buscot, F. Combining nested PCR and restriction digest of the internal transcribed spacer region to characterize arbuscular mycorrhizal fungi on roots from the field. Mycorrhiza. 13 (4), 191-198 (2003).
  16. Bunn, R. A., Ramsey, P. W., Lekberg, Y. Do native and invasive plants differ in their interactions with arbuscular mycorrhizal fungi? A meta-analysis. J Ecol. 103 (6), 1547-1556 (2015).
  17. Majewska, M. L., Rola, K., Zubek, S. The growth and phosphorus acquisition of invasive plants Rudbeckia laciniata and Solidago gigantea are enhanced by arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza. 27 (2), 83-94 (2017).
  18. Huang, D., Sang, W. G., Zhu, L., Song, Y. Y., Wang, J. P. Effects of nitrogen and carbon addition and arbuscular mycorrhiza on alien invasive plant Ambrosia artemisiifolia. Chinese J Appl Ecol. 21 (12), 3056-3062 (2010).
  19. Zhang, Q., et al. Positive feedback between mycorrhizal fungi and plants influences plant invasion success and resistance to invasion. PLoS ONE. 5 (8), e12380 (2010).
  20. Yang, Q., Li, B., Siemann, E. Positive and negative biotic interactions and invasive Triadica sebifera tolerance to salinity: a cross-continent comparative study. Oikos. 124 (2), 216-224 (2015).
  21. Li, L. Q., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi enhance invasive plant, Ageratina adenophora growth and competition with native plants. Chinese J Ecol. 35 (1), 79-86 (2016).
  22. QI, S. S., et al. Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on the growth and the competition of an invasive plant Wedelia trilobata. Microbiol China. 47 (11), 3801-3810 (2020).
  23. Phillips, J. M., Hayman, D. S. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans British Mycol Soc. 55 (1), 158-161 (1970).
  24. Koske, R. E., Gemma, J. N. A modified procedure for staining roots to detect VA mycorrhizas. Mycol Res. 92 (4), 486-488 (1989).
  25. Kormanik, P. P., Bryan, W. C., Schultz, R. C. Procedures and equipment for staining large numbers of plant root samples for endomycorrhizal assay. Can J Microbiol. 26 (4), 536-538 (1980).
  26. McGonigle, T. P., Miller, M. H., Evans, D. G., Fairchild, G. L., Swan, J. A. A new method which gives an objective measure of colonization of roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol. 115 (3), 495-501 (1990).
  27. Souza, T. . Handbook of Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , (2015).
  28. Chandwani, S., Maiti, S., Amaresan, N. . Microbial Symbionts. , (2023).
  29. Piercey, M. M., Graham, S. W., Currah, R. S. Patterns of genetic variation in Phialocephala fortinii across a broad latitudinal transect in Canada. Mycol Res. 108 (Pt 8), 955-964 (2004).
  30. Jumpponen, A. R. I., Trappe, J. M. Dark septate endophytes: a review of facultative biotrophic root-colonizing fungi. New Phytol. 140 (2), 295-310 (1998).
  31. Du, E., et al. Rhizoglomus intraradices and associated Brevibacterium frigoritolerans enhance the competitive growth of Flaveria bidentis. Plant Soil. 453, 281-295 (2020).
  32. Wang, S. Y., et al. Practical methods for arbuscular mycorrhizal fungal spore density, hyphal density and colonization rate of AMF. Bio-protocol. 101, e2104253 (2022).
  33. Sheng, P., Liu, R., Li, M. Methodological comparison of observation and colonization measurement of arbuscular mycorrhizal fungi. MYCOSYSTEMA. 30 (4), 519-525 (2011).
  34. Grace, C., Stribley, D. P. A safer procedure for routine staining of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Mycol Res. 95 (10), 1160-1162 (1991).
  35. Vierheilig, H., Coughlan, A. P., Wyss, U., Piche, Y. Ink and vinegar, a simple staining technique for arbuscular-mycorrhizal fungi. Appl Environ Microbiol. 64 (12), 5004-5007 (1998).
  36. Vierheilig, H., Schweiger, P., Brundrett, M. An overview of methods for the detection and observation of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Physiol Plant. 125 (4), 393-404 (2005).
  37. Dalpé, Y., Séguin, S. M. Microwave-assisted technology for the clearing and staining of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Mycorrhiza. 23, 333-340 (2013).
  38. Biermann, B., Linderman, R. G. Quantifying vesicular-arbuscular mycorrhizae: a proposed method towards standardization. New Phytol. 87 (1), 63-67 (1981).
  39. Bethlenfalvay, G. J., Pacovsky, R. S., Brown, M. S. Measurement of mycorrhizal infection in soybeans. Soil Sci Soc Am J. 45 (5), 871-875 (1981).

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