JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu protokol, istilacı bitkilerin köklerindeki Arbusküler mikorizal mantarların (AMF) kolonizasyon oranını belirlemek için basit ve kullanımı kolay bir yaklaşım sağlar.

Özet

Arbusküler mikorizal mantarlar (AMF), ekosistemlerde yaygın olarak dağılmış toprak mantarlarıdır ve çoğu karasal bitkinin kökleri ile simbiyotik ilişkiler (mikorizalar) oluşturabilir. Bitkiler, mikorizal ilişkiler yoluyla AMF'ye karbon kaynakları sağlarken, AMF hifleri kökler tarafından besin emilim aralığını genişletebilir ve bitki besin alımını teşvik edebilir. AMF'nin birçok farklı türü vardır ve farklı AMF türleri ile farklı bitkiler arasındaki simbiyotik ilişkiler farklılık gösterir. İstilacı bitkiler, AMF türlerini kök eksüdaları yoluyla daha iyi simbiyotik yeteneklerle zenginleştirebilir, büyümelerini teşvik edebilir ve böylece istilacı bitki köklerinde kolonizasyonlarını artırabilir. Aynı zamanda, istilacı bitkiler, AMF ile yerli bitkiler arasındaki simbiyotik ilişkiyi de bozabilir ve başarılı bitki istilası mekanizmalarından biri olan yerel bitki topluluğunu etkileyebilir. AMF'nin istilacı ve yerli bitkilerin köklerindeki kolonizasyon oranı, dolaylı olarak AMF'nin istilacı bitki istilası sürecindeki rolünü yansıtmaktadır. Bu yöntemde, toplanan bitki kökleri doğrudan işlenebilir veya daha sonra toplu işlem için bir fiksatif olarak saklanabilir. Köklerin renk giderme, asitleştirme, boyama ve leke giderme işlemi sayesinde, kök sistemindeki AMF'nin hifleri, sporları ve arbusküler yapıları açıkça gözlemlenebilir. Bu yöntem, istilacı bitkilerin kök sistemlerinde AMF'nin kolonizasyon oranını gözlemlemek ve hesaplamak için temel bir laboratuvarda tamamlanabilir.

Giriş

Mikorizal mantarlar doğal ekosistemlerde yaygındır ve çoğu bitkinin kökleri ile simbiyotik ilişkiler kurarak mikoriza1 oluşturur. Bitkiler, mikorizal mantarların büyümesini desteklemek için yağ asitleri ve şekerler gibi fotosentetik olarak sabit karbon bileşikleri sağladığından, mantarlar ise konukçu bitkilere fosfor ve nitrojen gibi mineral besinler sağlayarak karşılık verdiğinden, bu ilişkiler karşılıklı olarak faydalıdır ve böylece bitki büyümesini teşvik eder2. Mikorizal mantarlar, bitki kökleri ile oluşturdukları mikorizal tiplerine göre dört ana türe ayrılabilir: ektomikorizal (ECM) mantarlar, erikoid mikorizal (ERM) mantarlar, orkide mikorizal (ORM) mantarları ve arbusküler mikorizal () mantarlar1. Bunlar arasında, arbusküler mikorizal mantarlar (AMF) en geniş dağılıma sahiptir ve bitki türlerinin %80'inden fazlası ile mikorizal ilişkiler oluşturabilir 3,4.

AMF, toprak besin döngüsünün5 arttırılmasında, bitki besin alımınıniyileştirilmesinde 6 ve bitki rekabetinin ve ardıllığının düzenlenmesinde çok önemli bir rol oynamaktadır. İstilacı bitki türlerinin istilası sürecinde önemli bir rol oynarlar 7,8. Mucoromycota9 filumu altında sınıflandırılan AMF, 250'den fazla türü kapsar10. Farklı AMF türleri ve farklı bitkiler arasındaki spesifik simbiyotik ilişkiler değişebilir. İstilacı bitki türleri, AMF çeşitliliğini değiştirme ve büyüme ve kolonizasyon sırasında rekabet avantajlarına katkıda bulunan daha iyi simbiyotik yeteneklerle AMF türlerinin zenginleşmesini teşvik etme potansiyeline sahiptir 8,11,12,13. AMF'nin dinamiklerini ve istilacı bitki türleriyle etkileşimlerini anlamak, bitki istilalarının altında yatan mekanizmaları ve bunların ekolojik etkilerini anlamak için çok önemlidir.

AMF türlerinin kalitatif çalışmaları tipik olarak iki ana yöntemi içerir. Bunlardan biri, ıslak eleme-sükroz santrifüjleme gibi yöntemler kullanılarak topraktan AMF sporlarının toplanması ve ardından sporların morfolojilerine göre sınıflandırılması ve miktarının belirlenmesi gibi morfolojik tanımlamadır14. Diğer yöntem, AMF genlerinin korunmuş bölgelerinin amplifiye edilmesi ve bunların tanımlanması için dizilenmesi olan moleküler teknikleri içerir15. Bununla birlikte, bu yöntemler genellikle kapsamlı morfolojik tanımlama deneyimi veya daha yüksek finansal kaynaklar gerektirir. Öte yandan, AMF kolonizasyon oranlarının kantitatif çalışmaları, AMF türleri ve bileşimindeki değişiklikleri belirleyemese de, AMF ve bitkiler arasındaki simbiyotik ilişkinin kapsamlı bir değerlendirmesini sağlamaya devam etmektedir. Bu tür çalışmalar, hem temel araştırmalarda hem de aşılama deneyleri için müteakip doğrulama çalışmalarında vazgeçilmezdir.

AMF'nin kolonizasyonu, bir arada bulunan bitki türleri arasındaki kaynak dağılımının belirlenmesinde çok önemli bir rol oynar7. AMF ve konukçu bitki kökleri arasındaki simbiyotik ilişkinin kurulmasını ve gücünü yansıtır. Aynı habitatta, istilacı bitki türleri genellikle yerli bitkilere kıyasla daha yüksek kolonizasyon oranları sergiler 16,17. AMF'nin bu gelişmiş kolonizasyonu, Ambrosia artemisiifolia18, Solidago canadensis19, Sapium sebiferum20, Ageratina adenophora21, Sphagneticola trilobata22 ve Flaveria bidentis7 gibi istilacı türlerin başarılı bir şekilde istilasına katkıda bulunur. İstilacı bitkilerin köklerinde AMF'nin kolonizasyon oranını anlamak, bu türlerin başarılı bir şekilde istilasının altında yatan toprak mikrobiyal mekanizmalarını çözmek için bir temel sağlar. İstilacı bitki köklerinde AMF'nin kolonizasyon oranını araştırmak, bitki-mikrop etkileşimlerinin ekolojik etkilerine ışık tutar ve bitki istilalarını yönlendiren mekanizmaları anlamamıza katkıda bulunur.

AMF kolonizasyon hızının belirlenmesi, birkaç adımı içeren bir boyama mikroskobu tekniğini içerir: kök koruma, arıtma, asitleştirme, boyama, lekelenme ve mikroskobik inceleme (Ek Şekil 1). Geçtiğimiz on yıllar boyunca, araştırmacılar AMF için çeşitli gözlem yöntemlerini araştırdılar ve çeşitli boyama teknikleri geliştirdiler. Erken evrelerde, Tripan mavisi boyaması yaygın olarak kullanılmıştır23,24. Bununla birlikte, bu yöntemin Tripan mavisinin toksisitesi nedeniyle sınırlamaları vardır. Asit fuksin boyama ise parlak renkler sağlayan, güvenilir ve stabil boyama sonuçları gösteren yaygın olarak kullanılan bir yöntemdir25. Ek olarak, boyama solüsyonu yeniden kullanılabilir ve bu da onu daha uygun maliyetli hale getirir. Kolonizasyon oranı, diğer yaklaşımlara kıyasla daha objektif istatistiksel sonuçlar sağlayan ızgara çizgisi kesişimi yöntemi kullanılarak belirlenir26. Bu yöntem, basitliği, düşük maliyeti ve minimum ekipman gereksinimleri ile karakterize edilir ve bu da temel laboratuvar ortamlarında gerçekleştirilmesini mümkün kılar. AMF'nin kolonizasyon oranını değerlendirmek için pratik ve erişilebilir bir yaklaşım sunar ve AMF ile bitki kökleri arasındaki simbiyotik ilişkileri anlamamıza katkıda bulunur.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokol

Bir istilacı bitki F. bidentis ve bir yerli bitki Setaria viridis kullanarak deneyler yaptık. Her iki bitki de Çin'in Hebei kentindeki Çin Tarım Bilimleri Akademisi'nin (CAAS) Langfang Bilimsel Araştırma Pilot Üssü'ndeki deneysel arazilerde yetiştirildi. Her bitki türü, her bir parsel 2 m x 3 m ölçülerinde ve parseller arasında 1 metre boşluk olacak şekilde ayrı parsellere ayrı ayrı dikildi. Bitkiler doğal olarak büyümeye bırakıldı ve yaklaşık iki ay sonra kök örnekleri toplandı.

1. Kök hazırlama ve koruma

  1. Her arsa için, benzer büyüme koşullarına sahip rastgele üç bitki seçin. Bitkilerin etrafındaki toprağı bir kürekle gevşetin ve bitkileri yavaşça dışarı çekin. Toprağı köklerden silkeledikten sonra, tüm kök sistemini kesin ve bunu laboratuvara getirin. Toplanan kök örneklerini akan su altında iyice kızartın ve aynı arsa içindeki üç bitkinin köklerini tek bir kopya oluşturmak için karıştırın.
    NOT: Operasyonel sürecin açıklamasını kolaylaştırmak için, bu protokol bir biyolojik kopya için talimatlar sağlar. Deney sonuçlarının güvenilirliğini sağlamak için, gerçek işlemler sırasında deney tasarımına göre en az üç biyolojik kopyadan numune toplanması önerilir.
  2. Temizlenmiş köklerdeki fazla nemi almak için bir filtre kağıdı kullanın ve kurumaya bırakın.
  3. Hasarlı kökleri budamak, sağlam ince kökleri kesmek ve bunları saklamak için saklamak veya bir sonraki adıma geçmek için makas kullanın. 2 gün içinde bir sonraki adıma geçiyorsanız, bunları 4 °C'de buzdolabında saklayın. Kök örneklerini daha sonra kullanmak üzere korumak için, bunları Formalin-Aseto-Alkol çözeltisi (FAA, 5 mL %38 formalin + 5 mL asetik asit + 90 mL %70 alkol) gibi fiksatif bir solüsyonda saklayın.
    NOT: FAA fiksatifi zorunlu DEĞİLDİR. Yalnızca az sayıda numune varsa ve toplandıktan kısa bir süre sonra kökleri lekeleyebilir ve sayabilirse, FAA fiksatif adımını atlayın ve toprağı köklerden yıkadıktan hemen sonra devam edin. FAA fiksatifi kullanırken, formaldehit varlığı nedeniyle işlemin iyi havalandırılan bir alanda yapıldığından emin olun.

2. Köklerin boyanması

  1. Korunmuş kökleri saklama solüsyonundan çıkarın ve kökleri durulayın. Kökleri 100 mL'lik bir behere yerleştirin ve yaklaşık 50 mL %10 KOH (10 g KOH + 100 mL su) solüsyonu ekleyin, tüm köklerin solüsyona tamamen daldırıldığından emin olun. Beheri 90 °C'de 30 dakika ısıtın.
    NOT: Isıtma süresini köklerin olgunluğuna göre ayarlayın. Bu adım, pigmentleri köklerden uzaklaştırarak mikroskobik gözlem için şeffaf hale getirir.
  2. KOH solüsyonunu beherden dökün ve kalan KOH'yi çıkarmak için kök numunesini 3x-6x musluk suyuyla nazikçe durulayın. Fazla suyu boşaltın.
    NOT: Beherin ve kullanılan tüm aletlerin KOH kalıntısından iyice temizlendiğinden emin olun, çünkü herhangi bir kalıntı bir sonraki adımda eksik asitleşmeye neden olabilir ve böylece asit fuksinin boyama etkinliğini etkileyebilir.
  3. Behere %2'lik bir HCl çözeltisi ekleyin ve sıvının kökleri tamamen kapladığından emin olun. Köklerin asidik çözeltide oda sıcaklığında 10 dakika bekletilmesine izin verin.
  4. HCl çözeltisini beherden atın ve yaklaşık 50 mL %0.01 asit fuksin çözeltisi (874 mL laktik asit, 63 mL gliserol, 63 mL damıtılmış su, 0.1 g asit fuksin) ekleyin. Kökleri 90 °C'de 20-60 dakika boyayın. Boyamadan sonra, asit fuksin çözeltisi geri kazanılabilir ve gelecekteki boyama için yeniden kullanılabilir.
    NOT: Lekelenme süresi, köklerin yaşına ve durumuna bağlı olarak değişebilir, daha genç ve hassas kökler potansiyel olarak oda sıcaklığında gece boyunca boyama gerektirir.

3. Leke çıkarma ve mikroskopi

  1. Asit fuksinini kök hücrelerden çıkarmak için lekeli kökleri yaklaşık 50 mL laktik asit (% 85) çözeltisine yerleştirin. Ayırma işlemi, AMF dokularının kırmızıya boyanmasına neden olurken, kök hücreleri renksiz veya açık kırmızı renkte kalır. Merkezi silindir kırmızı görünebilir.
  2. Leke çıkarmayı durdurmadan önce net bir ayırt edilebilirlik sağlamak için kök dokularını ve mantar dokularını 200x mikroskop altında gözlemleyin. AMF yapısı ve kök hücreleri net bir şekilde ayırt edilebildiğinde, leke giderme işlemi tamamlanabilir.
    NOT: Leke çıkarma süresini kök olgunluğuna göre ayarlayın. İşlem sırasında, mikroskop altında gözlemlemek için kabak hazırlığı için bazı kökler seçin.
  3. Kökleri laktik asit çözeltisinden çıkarın ve yaklaşık 50 mL gliserol (% 99) çözeltisine aktarın. AMF yapısındaki ve kök hücrelerindeki asit fuksin artık ayrılmayacak ve sonraki mikroskobik inceleme için kullanılabilir.
  4. Bir cam slayt üzerine bir damla gliserol yerleştirin. Her çoğaltma için rastgele 30-50 kök seçin, her kökten 1 cm uzunluğunda kök segmentleri kesin. Bunları, slaytın kısa kenarına paralel olarak gliserollü cam slaytlar üzerine yerleştirin ve birbirine paralel olarak yerleştirin (Ek Şekil 1). Her slayta 10 kök bölüm yerleştirin ve her çoğaltma için 3 ila 5 yineleme elde edin.
    NOT: Bu adım, her bir çoğaltma için teknik çoğaltma sayısına atıfta bulunarak, gözlem için kullanılan kök segmentlerinin sayısını açıklar. Her numune için gözlemlenen kök segmentlerinin sayısı, bitki türüne ve kök morfolojisine göre makul bir şekilde düzenlenmelidir. İnce kökler için, numune başına her biri 1 cm uzunluğunda 30-50 kök segmentinin gözlemlenmesi yeterlidir. Bununla birlikte, mısır kökleri gibi daha büyük kökler için gözlem sayısını uygun şekilde artırmak gerekir. İstatistiksel sonuçların güvenilirliğini sağlamak için, her tedavinin en az 3 biyolojik kopyaya sahip olması ve her biyolojik kopyanın yukarıda belirtilen yöntem izlenerek çalıştırılması gerekmektedir.
  5. Bir lamel ile örtün. Lameli yerleştirdikten sonra, köklerin herhangi bir sürtünmesini veya deformasyonunu önlemek için numuneleri yatay olarak kaydırmaktan kaçının. Bu, hifal morfolojinin normal durumunun parazit olmadan gözlemlenebilmesini sağlar, böylece kolonizasyon oranı hesaplamalarının doğruluğunu korur.
  6. 200x mikroskop kullanarak, şematik diyagrama göre kolonizasyon oranını belirlemek için çapraz sayma yöntemini kullanın (Ek Şekil 2).
    1. Mikroskobun göz merceğine artı işaretli bir mikrometre takın. Görüş alanını kökün bir ucuna taşıyın ve artı işaretlerinden birini köke paralel olarak hizalayın. Diğer çizginin hifler, arbusküller veya veziküllerle geçip geçmediğini gözlemleyin.
    2. Mikroskop aşamasının koordinatlarına göre her seferinde aynı mesafeyi hareket ettirerek görüş alanını kök yönü boyunca diğer uca hareket ettirin. İkili bir yaklaşım (0 veya 1) kullanarak her görüş alanındaki kesişimleri kaydedin. Diğer artı işareti AMF hifleri, arbusküller veya veziküller ile kesişirse, tablonun ilgili hücresinde 1 olarak kaydedilir. Aksi takdirde 0 olarak kaydedilir. AMF yapılarından herhangi biri ile kesişme yok ise negatif alanda 1 olarak kaydedilir. Her kök segmenti için 10 görüş alanını gözlemleyin, slayt başına toplam 100 gözlem elde edilir, bu da bitki örneği başına 300 ila 500 gözlem ile sonuçlanır.

4. Kolonizasyon oranı hesaplaması

  1. Her slaydın 10 kökünde ( Tablo 1'de gösterildiği gibi) hif (H), arbusküller (A) ve veziküller (V) ve mikorizal olmayan (N) ile kaydedilen kesişme sayılarına dayanarak, kolonizasyon oranlarını aşağıdaki gibi hesaplayın:

    Hif kolonizasyon oranı = (AH/ TT) ×% 100
    Arbusküler kolonizasyon oranı = (A A / A T) × %100
    Veziküler kolonizasyon oranı = (AV / A T) ×% 100
    Toplam kolonizasyon oranı = [(A T - AN) / AT] × %100

    Nerede:
    AH: Hif ile kesişme sayısı
    AA: Arbuscules ile kesişme sayısı
    AV: Veziküllerle kesişme sayısı
    AT: Toplam kavşak sayısı
    AN: Mikorizal olmayan köklere sahip kesişme sayısı

    Bu hesaplamalar, her bir yapı (hifler, arbusküller ve veziküller) için kolonizasyon oranlarını ve tüm yapılar için kolonizasyon oranlarının toplamı olan genel kolonizasyon oranını sağlar.
MuameleKaydırakKavşak sayısı
NegatifHiflerArbusküllerVeziküllerToplam
Örnek 1Slayt 1AN 1AH1AA 1BirV1AT1
Slayt 2AN2AH2AA 2AV2BirT2
Slayt 3AN3AH3AA3BirV3BirT3
ToplamANBirHAABirVBirT

Tablo 1: Arbusküler mikorizal mantarların kolonizasyon oranlarının istatistiksel tablosu. Kısaltmalar: AH = Hif ile kesişme sayısı; AA = Arbuscules ile kesişme sayısı; AV = Veziküllerle kesişme sayısı; AT = Toplam kesişme sayısı; A, N, = Mikorizal olmayan köklere sahip kesişme sayısı.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Sonuçlar

Bu yöntem kullanılarak yapılan istilacı bitki köklerinin boyama sonuçları Şekil 1'de gösterilmiştir. AMF'nin yapıları (hifler, arbusküller, sporlar ve veziküller) kırmızıya boyanır, kök korteks hücreleri lekelendikten sonra açık kırmızıya boyanır ve merkezi silindir kırmızıya boyanır. Bu boyama sonucu, AMF esas olarak bitkinin korteksinde bulunduğundan, mantar yapılarını ayırt etmek için yeterlidir. Boyama sonucundan, arbu...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Tartışmalar

İstilacı bitkiler ve AMF arasındaki etkileşimler karmaşık ve çeşitlidir. Bu etkileşimleri incelemek, istilacı bitkilerin başarısını ve ekolojik etkilerini anlamak için çok önemlidir. Bitkilerin istilacı yeteneklerini, toprak ekosistemlerinin yapısını ve işlevini ve yerli bitkilerin rekabet gücünü etkileyebilirler. Kolonizasyon oranı, istilacı bitkiler ve AMF arasındaki ilişkiyi incelemek için önemli bir gösterge görevi görür. Simbiyotik ilişkiler kurma...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu çalışma, Çin Ulusal Anahtar Ar-Ge Programı (2021YFD1400100, 2021YFC2600400 ve 2022YFC2601100) ve Çin Ulusal Bilim Vakfı (42207162) tarafından finanse edilmiştir.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
70% AlcoholShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdR433197
Acetic acid solutionShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA116166
Acid fuchsinShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA104917
Formaldehyde solution, FormalinShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdF111941
GlycerolShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdG116203
Hydrochloric acid, HClShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdH399657
Lactic acidShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdL432769
Manual System Microscope BX43Olympus (China) co., Ltd
Potassium hydroxide, KOHShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdP112284

Referanslar

  1. Genre, A., Lanfranco, L., Perotto, S. Unique and common traits in mycorrhizal symbioses. Nat Rev Microbiol. 18 (11), 649-660 (2020).
  2. Shi, J., Wang, X., Wang, E. Mycorrhizal symbiosis in plant growth and stress adaptation: from genes to ecosystems. Annu Rev Plant Biol. 74, 569-607 (2023).
  3. Evelin, H., Devi, T. S., Gupta, S., Kapoor, R. Mitigation of salinity stress in plants by arbuscular mycorrhizal symbiosis: current understanding and new challenges. Front Plant Sci. 10, 470(2019).
  4. Smith, S. E., Read, D. J. Mycorrhizal symbiosis. , Academic press. (2010).
  5. Bender, S. F., Conen, F., Heijden, M. vd Mycorrhizal effects on nutrient cycling, nutrient leaching and N2O production in experimental grassland. Soil Biol Biochem. 80, 283-292 (2015).
  6. Shen, K., et al. AM fungi alleviate phosphorus limitation and enhance nutrient competitiveness of invasive plants via mycorrhizal networks in Karst Areas. Front Ecol Evol. 8, 125(2020).
  7. Zhang, F. J., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi facilitate growth and competitive ability of an exotic species Flaveria bidentis. Soil Biol Biochem. 115, 275-284 (2017).
  8. Zhang, F., et al. AM fungi facilitate the competitive growth of two invasive plant species, Ambrosia artemisiifolia and Bidens pilosa. Mycorrhiza. 28 (8), 703-715 (2018).
  9. Spatafora, J. W., et al. A phylum-level phylogenetic classification of zygomycete fungi based on genome-scale data. Mycologia. 108 (5), 1028-1046 (2016).
  10. Tedersoo, L., et al. High-level classification of the fungi and a tool for evolutionary ecological analyses. Fungal Diversity. 90 (1), 135-159 (2018).
  11. Meinhardt, K. A., Gehring, C. A. Disrupting mycorrhizal mutualisms: a potential mechanism by which exotic tamarisk outcompetes native cottonwoods. Ecol Appl. 22 (2), 532-549 (2012).
  12. Dong, L. J., Ma, L. N., He, W. M. Arbuscular mycorrhizal fungi help explain invasion success of Solidago canadensis. Appl Soil Ecol. 157, 103763(2021).
  13. Ramana, J. V., Tylianakis, J. M., Ridgway, H. J., Dickie, I. A. Root diameter, host specificity and arbuscular mycorrhizal fungal community composition among native and exotic plant species. New Phytol. 239 (1), 301-310 (2023).
  14. Mertz, S. M., Heithaus, J. J., Bush, R. L. Mass production of axenic spores of the endomycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Trans British Mycol Soc. 72 (1), 167-169 (1979).
  15. Renker, C., Heinrichs, J., Kaldorf, M., Buscot, F. Combining nested PCR and restriction digest of the internal transcribed spacer region to characterize arbuscular mycorrhizal fungi on roots from the field. Mycorrhiza. 13 (4), 191-198 (2003).
  16. Bunn, R. A., Ramsey, P. W., Lekberg, Y. Do native and invasive plants differ in their interactions with arbuscular mycorrhizal fungi? A meta-analysis. J Ecol. 103 (6), 1547-1556 (2015).
  17. Majewska, M. L., Rola, K., Zubek, S. The growth and phosphorus acquisition of invasive plants Rudbeckia laciniata and Solidago gigantea are enhanced by arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza. 27 (2), 83-94 (2017).
  18. Huang, D., Sang, W. G., Zhu, L., Song, Y. Y., Wang, J. P. Effects of nitrogen and carbon addition and arbuscular mycorrhiza on alien invasive plant Ambrosia artemisiifolia. Chinese J Appl Ecol. 21 (12), 3056-3062 (2010).
  19. Zhang, Q., et al. Positive feedback between mycorrhizal fungi and plants influences plant invasion success and resistance to invasion. PLoS ONE. 5 (8), e12380(2010).
  20. Yang, Q., Li, B., Siemann, E. Positive and negative biotic interactions and invasive Triadica sebifera tolerance to salinity: a cross-continent comparative study. Oikos. 124 (2), 216-224 (2015).
  21. Li, L. Q., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi enhance invasive plant, Ageratina adenophora growth and competition with native plants. Chinese J Ecol. 35 (1), 79-86 (2016).
  22. QI, S. S., et al. Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on the growth and the competition of an invasive plant Wedelia trilobata. Microbiol China. 47 (11), 3801-3810 (2020).
  23. Phillips, J. M., Hayman, D. S. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans British Mycol Soc. 55 (1), 158-161 (1970).
  24. Koske, R. E., Gemma, J. N. A modified procedure for staining roots to detect VA mycorrhizas. Mycol Res. 92 (4), 486-488 (1989).
  25. Kormanik, P. P., Bryan, W. C., Schultz, R. C. Procedures and equipment for staining large numbers of plant root samples for endomycorrhizal assay. Can J Microbiol. 26 (4), 536-538 (1980).
  26. McGonigle, T. P., Miller, M. H., Evans, D. G., Fairchild, G. L., Swan, J. A. A new method which gives an objective measure of colonization of roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol. 115 (3), 495-501 (1990).
  27. Souza, T. Handbook of Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Springer International Publishing. Switzerland. (2015).
  28. Chandwani, S., Maiti, S., Amaresan, N. Microbial Symbionts. , Academic Press. (2023).
  29. Piercey, M. M., Graham, S. W., Currah, R. S. Patterns of genetic variation in Phialocephala fortinii across a broad latitudinal transect in Canada. Mycol Res. 108 (Pt 8), 955-964 (2004).
  30. Jumpponen, A. R. I., Trappe, J. M. Dark septate endophytes: a review of facultative biotrophic root-colonizing fungi. New Phytol. 140 (2), 295-310 (1998).
  31. Du, E., et al. Rhizoglomus intraradices and associated Brevibacterium frigoritolerans enhance the competitive growth of Flaveria bidentis. Plant Soil. 453, 281-295 (2020).
  32. Wang, S. Y., et al. Practical methods for arbuscular mycorrhizal fungal spore density, hyphal density and colonization rate of AMF. Bio-protocol. 101, e2104253(2022).
  33. Sheng, P., Liu, R., Li, M. Methodological comparison of observation and colonization measurement of arbuscular mycorrhizal fungi. MYCOSYSTEMA. 30 (4), 519-525 (2011).
  34. Grace, C., Stribley, D. P. A safer procedure for routine staining of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Mycol Res. 95 (10), 1160-1162 (1991).
  35. Vierheilig, H., Coughlan, A. P., Wyss, U., Piche, Y. Ink and vinegar, a simple staining technique for arbuscular-mycorrhizal fungi. Appl Environ Microbiol. 64 (12), 5004-5007 (1998).
  36. Vierheilig, H., Schweiger, P., Brundrett, M. An overview of methods for the detection and observation of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Physiol Plant. 125 (4), 393-404 (2005).
  37. Dalpé, Y., Séguin, S. M. Microwave-assisted technology for the clearing and staining of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Mycorrhiza. 23, 333-340 (2013).
  38. Biermann, B., Linderman, R. G. Quantifying vesicular-arbuscular mycorrhizae: a proposed method towards standardization. New Phytol. 87 (1), 63-67 (1981).
  39. Bethlenfalvay, G. J., Pacovsky, R. S., Brown, M. S. Measurement of mycorrhizal infection in soybeans. Soil Sci Soc Am J. 45 (5), 871-875 (1981).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Arbusk ler Mikorizal MantarlarAMFKolonizasyon H zstilac Yabanc BitkilerMikorizal li kilerBesin EmilimiSimbiyotik li kilerK k Eks dalarBitki stilasHiflerSporlarArbusk ler Yap larLaboratuvar Y ntemiYerli Bitkiler

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır