JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تم وصف نموذج الفأر لاستئصال الكبد الجزئي 2/3 (66٪) جيدا في الأدبيات ، ولكن نادرا ما تم استخدام عمليات استئصال الكبد الممتدة التي تحاكي متلازمة الحجم الصغير بعد زراعة الكبد. وصفنا إجراء استئصال الكبد الممتد بنسبة 78٪ في نموذج فأر ينتج عنه حوالي 50٪ من الفتك بعد الجراحة في الفئران السليمة.

Abstract

يستخدم استئصال الكبد الجزئي 2/3 في الفئران في الأبحاث لدراسة قدرة الكبد على التجدد واستكشاف نتائج استئصال الكبد في عدد من نماذج المرض. في استئصال الكبد الجزئي الكلاسيكي 2/3 في الفئران ، يتم استئصال اثنين من فصوص الكبد الخمسة ، وهما الفص الأيسر والمتوسط الذي يمثل حوالي 66 ٪ من كتلة الكبد ، في كتلة مع بقاء متوقع بعد الجراحة بنسبة 100 ٪. تعتبر عمليات استئصال الكبد الجزئي الأكثر عدوانية أكثر تحديا من الناحية الفنية ، وبالتالي نادرا ما يتم استخدامها في الفئران. طورت مجموعتنا نموذجا للفأر لتقنية استئصال الكبد الممتد حيث يتم استئصال ثلاثة من فصوص الكبد الخمسة ، بما في ذلك الفصوص العلوية اليسرى والمتوسطة واليمنى ، بشكل منفصل لإزالة ما يقرب من 78٪ من إجمالي كتلة الكبد. هذا الاستئصال الممتد ، في الفئران السليمة ، يترك كبدا متبقيا لا يمكنه دائما الحفاظ على التجدد الكافي وفي الوقت المناسب. الفشل في التجديد يؤدي في نهاية المطاف إلى 50 ٪ الفتك بعد العملية الجراحية في غضون 1 أسبوع بسبب الفشل الكبدي الخاطف. يمثل هذا الإجراء لاستئصال الكبد الممتد بنسبة 78٪ في الفئران نموذجا جراحيا فريدا لدراسة متلازمة الحجم الصغير وتقييم الاستراتيجيات العلاجية لتحسين تجديد الكبد والنتائج في إعداد زراعة الكبد أو استئصال الكبد الممتد للسرطان.

Introduction

نماذج استئصال الكبد الجراحية للفأر والجرذان ، التي تم وصفها لأول مرة في عام 1931 ، هي النماذج التجريبية الأكثر شيوعا المستخدمة لدراسة الأساس الجزيئي لتجديد الكبد. يمكن أن تكون مفيدة أيضا في أبحاث العلوم الانتقالية لاختبار وتطوير استراتيجيات لتحسين النتائج بعد استئصال الكبد الممتد أو زرع ترقيع الكبد دون المستوى الأمثل1،2،3،4. يستلزم استئصال الكبد الجزئي (PH) في الفئران إزالة ما يقرب من 2/3 (66٪) من إجمالي كتلة الكبد (TLM) ، والتي عند إجراؤها على السليمة لها نتائج استثنائية5. الإجراء قصير المدة ، ويمكن استنساخه بسهولة بسبب الاختلاف الطفيف في تشريح كبد الفأر ، وعادة ما يقترب البقاء على قيد الحياة بعد الجراحة من 100٪ 1.

يسمح استئصال الكبد الجزئي 2/3 الذي يشمل استئصال الفص الأيسر (LL) والفص المتوسط (ML) بتجديد الفصوص المتبقية دون عوائق نسبيا بسبب التهاب الفص أو تقييد التدفق الكبدي وتدفقه. بدلا من ذلك ، تؤدي زيادة التدفق الوريدي البابي وبالتالي إجهاد القص على الخلايا البطانية الجيبية الكبدية بعد PH إلى زيادة مستمرة في تنظيم تعبير سينسيز أكسيد النيتريك البطاني (eNOS) وإطلاق أكسيد النيتريك اللاحق (NO) ، مما يساهم في تحضير خلايا الكبد للتكاثر وتجديد الكبد3. تشمل النتائج التي تمت دراستها بشكل شائع بعد 2/3 PH في نماذج المرض مثل مرض الكبد الدهني غير الكحولي أو في خلفيات وراثية محددة خطر الإصابة بفشل الكبد الحاد ، والمقاييس النوعية والكمية لقدرة الكبد على التجدد ، والاستجابات البيولوجية الأخرى للإجهاد أو الإصابة المؤلمة 1,3.

ومع ذلك ، فإن نموذج الفأر الذي يحاكي متلازمة صغيرة الحجم الوظيفية أو التشريحية ، كما يحدث بعد استئصال الكبد الممتد للسرطان أو زرع ترقيع الكبد الهامشي (التنكس الدهني أو الوقت الإقفاري الطويل) أو الجزئي (الانقسام أو من الكبد من متبرع حي) ، لا يزال يتعين ترسيخه. لتلبية هذه الحاجة ، هناك حاجة إلى نماذج لاستئصال الكبد الأكثر شمولا والتي تتجاوز الحفاظ على الحد الأدنى (والوظيفي) من كتلة الكبد لنمذجة متلازمة الكبد الصغيرة الحجم والوفيات المرتفعة المرتبطة بهذه المتلازمة 6,7.

يظهر تشريح كبد الفأر الحد الأدنى من الاختلاف. يتكون كبد الفأر من خمسة فصوص ، يمثل كل منها النسبة المئوية التالية من إجمالي كتلة الكبد: الفص الأيسر (LL ؛ 34.4 ± 1.9٪) ، الفص المتوسط (ML ؛ 26.2 ± 1.9٪) ، الفص العلوي الأيمن (ويسمى أيضا الفص الأيمن العلوي) (RUL ؛ 16.6 ± 1.4٪) ، الفص السفلي الأيمن (ويسمى أيضا أسفل اليمين) (RLL ؛ 14.7 ± 1.4٪) ، والفص المذنب (CL ، 8.1 ± 1.0٪) 1 ، 5. يتم توفير كل فص بواسطة ثالوث بابي ، بما في ذلك فرع من الشريان الكبدي ، وفرع من الوريد البابي ، والقناة الصفراوية5. تاريخيا ، تم وصف العديد من التقنيات لأداء 2/3 PH عن طريق استئصال LL و ML. وتشمل هذه 1) التقنية الكلاسيكية التي تتكون من رباط واحد en كتلة في قاعدة كل من الفصوص المقطوعة. 2) تقنية مشبك مرقئ ، باستخدام مقاطع التيتانيوم المطبقة على قاعدة الفصوص المقطوعة ؛ 3) تقنية الحفاظ على الحمة الموجهة نحو الأوعية ، باستخدام خيوط خارقة بالقرب من المشبك ؛ و 4) تقنية جراحية مجهرية موجهة نحو الأوعية ، حيث يتم ربط الوريد البابي وفروع الشريان الكبدي قبل استئصال الفص1. في حين أن كل تقنية لها نقاط قوة وضعف نسبية ، إلا أن أيا منها لا ينتج عنه فتكأعلى 1،8،9.

في هذه الدراسة ، نقدم طريقة جديدة لتمديد 78٪ PH في الفئران. في هذا النموذج ، تتم إزالة ثلاثة من خمسة فصوص كبدية ، بما في ذلك LL و ML و RUL ، بشكل منفصل باستخدام تقنية الرباط (الشكل 1). ينتج عن هذا الإجراء استئصال حوالي 78٪ (77.2 ± 5.2٪) من إجمالي كتلة الكبد. إن اختيارنا لإزالة LL و ML بشكل منفصل ، وليس "en bloc" كما هو الحال في تقنية PH الكلاسيكية ، يقلل من المضاعفات المرتبطة باستئصال الكتلة لهذين الفصين ، مثل تضيق الوريد الأجوف فوق الكبدي وزيادة خطر نخر الفصوص المتبقية عندما يتم تطبيق الرباط الفردي بالقرب من الوريدالأجوف 1 ، 10،11،12،13،14. هذا أمر بالغ الأهمية قبل الانتقال إلى الخطوة الأخيرة من هذا الإجراء لإزالة RUL. هذا استئصال الكبد الشامل في 8-12 أسبوعا من العمر ، تسبب الفئران C57BL / 6 من النوع البري فتك بنسبة 50٪ في غضون أسبوع واحد من الجراحة بسبب فشل تجديد الكبد مما يسبب فشل الكبدالمدمر 15,16. يلخص نموذج الفأر هذا للفتك الشديد بعد استئصال الكبد الممتد بنسبة 78٪ بشكل مناسب الفيزيولوجيا المرضية لمتلازمة الحجم الصغير الحجم ويمكن من تطوير واختبار استراتيجيات جديدة لتحسين النتائج.

Protocol

تمت الموافقة على الطرق الموضحة في بروتوكول الإجراء هذا من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام (IACUC) في مركز بيث إسرائيل ديكونيس الطبي (BIDMC). تم الانتهاء من جميع التجارب وفقا والامتثال ل IACUC وإرشادات مرفق البحوث الحيوانية BIDMC.

1. إعداد الماوس قبل الجراحة

  1. حلق بطن الفأر من منتصف القص إلى المنطقة فوق العانة باستخدام كليبرز .
  2. تحفيز التخدير العام مع 1-4 ٪ إيزوفلوران في 100 ٪ الأكسجين. عند التخدير ، ضع الفأر مستلقيا في المجال الجراحي مع وسادة تدفئة تحته. قبل إجراء شق ، اضغط بإحكام على إصبع القدم للتأكد من غياب منعكس الدواسة (إذا كان موجودا ، فسوف يستجيب). اضبط مستوى التخدير حسب الحاجة لتحقيق حالة من التخدير العام.
    ملاحظة: معايرة إيزوفلوران حسب الحاجة للحفاظ على التخدير العام الكافي.
  3. يتم تطبيق 1.2 ملغ/ كغ من البوبرينورفين ممتد المفعول تحت الجلد من أجل التسكين التالي للجراحة. ضع الماوس ضعيفا مع تمديد الأطراف الأمامية والساقين الخلفيتين وتأمين الأطراف بشريط. ثم قم بإعداد حقل معقم للجراحة.
    ملاحظة: تأكد من استرخاء الأطراف الأمامية عند تأمينها حتى لا يتم إعاقة التنفس.
  4. تحضير البطن مع مسحات ملحية معقمة دافئة و betadine ، بالتناوب بين كل مسحة 3 مرات. ثنى البطن بطريقة معقمة.

2. استئصال الكبد

  1. قم بعمل شق البطن العمودي في خط الوسط عبر الجلد من عملية الخنجري إلى المنطقة فوق العانة باستخدام مشرط. بعد ذلك ، شق من خلال linea alba بمقص حاد لدخول التجويف البريتوني وتمديد هذا الشق إلى طول شق الجلد.
    ملاحظة: من الآمن أولا شق خط ألبا في المنطقة تحت الكيسية حيث يكون الكبد عميقا في جدار البطن لتجنب إصابة الأمعاء الكامنة.
  2. سحب جدار البطن بشكل جانبي باستخدام المبعدات المناسبة ؛ ثم ، قم بتثبيت عملية الخنجري باستخدام مرقئ واسحب القص بشكل متفوق لفضح الكبد.
  3. سحب الكبد بشكل سفلي لكشف الرباط المنجلي ثم نقل الرباط على طول الكبد باستخدام مقص حاد. اسحب الكبد بشكل متفوق نحو الصدر لكشف الرباط الكبدي المعدي وأربطة الفص داخل الكبد وعبور هذه الهياكل باستخدام مقص دقيق حاد.
    ملاحظة: يجب إجراء التراجع بلطف شديد باستخدام أدوات تطبيق رطبة ذات رؤوس قطنية لأن الكبد ، المغلف بكبسولة Glisson ، هش للغاية وسهل الكدمات والتهتك.
  4. اسحب الفص المتوسط بشكل متفوق مع الحفاظ على الفص الأيسر في موضعه التشريحي الأصلي. لف خياطة حريرية 5-0 حول الجزء العلوي الإنسي من LL. عكس LL بشكل متفوق نحو الصدر لكشف السطح السفلي للفص ، وجمع نهايات الخيط عند قاعدة الفص ، وربط الخيط في القاعدة. تأكد من أن الخيط لا يعيق تدفق الدم في الوريد الأجوف السفلي (IVC) أو الوريد البابي قبل ربط الخيط بربط LL.
    ملاحظة: من الأفضل ربط هذا الخيط بينما ينعكس LL بشكل متفوق نحو الصدر بحيث يكون ثالوث البوابة مكشوفا جيدا أثناء الربط. هذا يسهل استئصال الفص بالقرب من القاعدة دون المساس بالهياكل المجاورة.
  5. قم باستئصال LL بعيدا عن ربطة الخيط باستخدام مقص حاد وتأكد من أن صفعة صغيرة من الأنسجة (~ 2 مم) تفصل الخيط عن حافة الفص المقطوع. تأكيد الارقاء.
  6. عكس الفص المتوسط بشكل متفوق نحو الصدر ، ضع خيطا حريريا 5-0 حول قاعدة ML ، وأعد ML إلى موضعه التشريحي الأصلي. تقريب أطراف الخيط فوق قاعدة الجانب العلوي من ML وتأكد من ربطها عند قاعدة الفص. استئصال ML المربوط ، وترك صفعة صغيرة من الأنسجة المتبقية حول ربطة الخياطة. تأكيد الارقاء.
  7. قم بتعبئة الكبد من اليمين إلى اليسار لفضح الفصين العلوي والسفلي الأيمن وتعكس بعناية هذه الفصوص الإنسي والسفلي. لف خياطة 5-0 فوق الجانب الإنسي العلوي من RUL للتأكد من أن الخيط يحيط بقاعدة RUL ثم يعكس RUL باتجاه الصدر. لف الخيط تحت RUL واربط الأطراف بالقرب من قاعدته ، ثم استئصاله ، تاركا صفعة صغيرة من الأنسجة المتبقية حول ربطة الخياطة.
    ملاحظة: يمكن أن يؤدي ربط القريب جدا عند قاعدة RUL إلى الإضرار بإمدادات الدم إلى RLL ، مما قد يؤدي إلى نقص تروية RLL وموت الفأر في غضون 24 ساعة بعد الجراحة. في المقابل ، فإن الربط البعيد جدا من قاعدة RUL يقلل من كمية استئصال كتلة الكبد ، وبالتالي زيادة معدلات البقاء على قيد الحياة بعد العملية الجراحية بما يتجاوز ما هو متوقع.
  8. أعد الكبد المتبقي إلى وضعه التشريحي أثناء الراحة وتأكد من الإرقاء. إذا لزم الأمر ، اضغط بالشاش على مناطق النزيف الطفيف عند حواف الكبد المقطوعة.
  9. أغلق جدار البطن في خط الوسط (طبقات اللفافة والعضلات) باستخدام خياطة polyglactin 5-0 بطريقة غير منقطعة. أغلق شق الجلد بدبابيس أو 5-0 خيوط حيدة الشعيرات.
  10. توقف عن التخدير وراقب الفأر حتى يستعيد وعيه ويمكنه التنقل بشكل طبيعي.

3. رعاية ما بعد الجراحة

  1. راقب الفأر بعد الجراحة لضمان التعافي المناسب (أي أن الفأر مستيقظ ويقظ ومتنقل داخل القفص) والسيطرة على الألم. افحص الماوس كل 2 ساعة حتى 6 ساعات بعد العملية ، ثم يوميا.
    ملاحظة: من المتوقع أن يتحرك الماوس بشكل أبطأ داخل القفص بعد الجراحة. يجب أن يتعافى الفأر في قفص معزول من الفئران الأخرى ولا يعود إلا إلى شركة الفئران الأخرى عندما يتم استرداده بالكامل.
  2. تطبيق الحقن الملحية العادية الدافئة (0.1-1.0 مل ، تحت الجلد أو داخل الصفاق) إذا أصبح الفأر ناقص حجم الدم من سائل غير محسوس أو فقدان دم مفرط من الجراحة.

النتائج

من المتوقع أن يؤدي استئصال الكبد الممتد الناجح بنسبة 78٪ إلى وفيات بنسبة 50٪ في غضون أسبوع واحد في الفئران البالغة السليمة التي تتراوح أعمارها بين 8-12 أسبوعاو 16. عند إجراء ذلك بشكل صحيح ، من المتوقع الحد الأدنى من فقدان الدم. يمكن التحكم في النزيف المتبقي الذي يستمر عن طريق الضغط ...

Discussion

لإجراء عملية استئصال الكبد الممتدة بنسبة 78٪ بنجاح مما تسبب في فتك بنسبة 50٪ في الفئران ، من الأهمية بمكان أن يتم استئصال كل فص كبد بدقة. لا يمكن تحقيق هذا المستوى من الكفاءة والدقة إلا إذا تم تنفيذ الإجراء بشكل متكرر. يختلف منحنى التدريب بين المشغلين ولكنه يتطلب عادة 3-6 أشهر من الممارسة. إن ا?...

Disclosures

لا يوجد تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من خلال منح NIH R01 DK063275 و HL086741 إلى CF. PB و TA حاصلان على زمالة NRSA من منحة التدريب NHLBI T32 HL007734.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
2 x 2 GauzeCovidien2146Surgery: dissection
5-O Nylon Monofilament SutureOasis50-118-0631Surgery: Skin closure
5-O Silk SutureFine Science Tools18020-50Surgery: liver lobe ligation
5-O Vicryl SutureEthiconNC9335902Surgery: Abdominal wall closure
Addson ForcepsBraintree ScientificFC028Surgery: dissection
Alcohol Swabs (2)BD326895Disinfectant
Buprenorphine Extended Release Formulation ZoopharmN/AAnalgesia
Cordless TrimmerBraintree ScientificCLP-9868-14Shaving
Curved ForcepsBraintree ScientificFC0038Surgery: dissection
HemostatBraintree ScientificFC79-1Surgery: dissection
Isoflurane Inhalant Anesthetic Patterson VeterinaryRXISO-250General Anesthesia
Magnet Fixator (2-slot) (2)Braintree ScientificACD-001Surgery: to hold small retractors
Magnet Fixator (4-slot) Braintree ScientificACD-002Surgery: to hold small retractors
MicroscissorsBraintree ScientificSC-MI 151Surgery: dissection
Operating trayBraintree ScientificACD-0014Surgery: for establishment of surgical field 
Povidone Iodine 10% Swabstick (2)MedlineMDS093901ZZDisinfectant
Scalpel (15-blade)Aspen Surgical Products371615Surgery: dissection
Sharp Scissors (Curved)Braintree ScientificSC-T-406Surgery: dissection
Sharp Scissors (Straight)Braintree ScientificSC-T-405Surgery: dissection
Small Cotton-Tipped ApplicatorsFisher Scientific23-400-118Surgery: dissection
Tissue Forceps (Straight x2)Braintree ScientificFC1001Surgery: dissection
Warming Pad (18" x 26")StrykerTP 700Warming
Warming Pad PumpStrykerTP 700Warming
Wire Handle Retractor (2) Braintree ScientificACD-005Surgery: to facilitate exposure of peritoneal cavity
Xenotec Isoflurane Small Animal Anesthesia SystemBraintree ScientificEZ-108SAGeneral Anesthesia: Contains Isoflurane vaborizer & console, Induction chamber, Regulator/Hose, Facemask (M)

References

  1. Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. Rodent models of partial hepatectomies. Liver Int. 28 (1), 3-11 (2008).
  2. Higgins, G., Anderson, R. Experimental pathology of the liver I. Restoration of the liver of the white rat following partial surgical removal. Arch Pathol. 12, 186-202 (1931).
  3. Koniaris, L. G., McKillop, I. H., Schwartz, S. I., Zimmers, T. A. Liver regeneration. J Am Coll Surg. 197 (4), 634-659 (2003).
  4. Fausto, N., Campbell, J. S., Riehle, K. J. Liver regeneration. Hepatology. 43 (2), S45-S53 (2006).
  5. Inderbitzin, D., et al. Magnetic resonance imaging provides accurate and precise volume determination of the regenerating mouse liver. J Gastrointest Surg. 8 (7), 806-811 (2004).
  6. Clavien, P. A., et al. What is critical for liver surgery and partial liver transplantation: size or quality. Hepatology. 52 (2), 715-729 (2010).
  7. Dahm, F., Georgiev, P., Clavien, P. A. Small-for-size syndrome after partial liver transplantation: definition, mechanisms of disease and clinical implications. Am J Transplant. 5 (11), 2605-2610 (2005).
  8. Hori, T., et al. Simple and reproducible hepatectomy in the mouse using the clip technique. World J Gastroenterol. 18 (22), 2767-2774 (2012).
  9. Kamali, C., et al. Extended liver resection in mice: state of the art and pitfalls-a systematic review. Eur J Med Res. 26 (1), 6 (2021).
  10. Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 3 (7), 1167-1170 (2008).
  11. Borowiak, M., et al. Met provides essential signals for liver regeneration. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (29), 10608-10613 (2004).
  12. Boyce, S., Harrison, D. A detailed methodology of partial hepatectomy in the mouse. Lab Anim (NY). 37 (11), 529-532 (2008).
  13. Greene, A. K., Puder, M. Partial hepatectomy in the mouse: technique and perioperative management. J Invest Surg. 16 (2), 99-102 (2003).
  14. Mitchell, C., Willenbring, H. Erratum: A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 9 (6), 1532 (2014).
  15. Studer, P., et al. Significant lethality following liver resection in A20 heterozygous knockout mice uncovers a key role for A20 in liver regeneration. Cell Death Differ. 22 (12), 2068-2077 (2015).
  16. Longo, C. R., et al. A20 protects mice from lethal radical hepatectomy by promoting hepatocyte proliferation via a p21waf1-dependent mechanism. Hepatology. 42 (1), 156-164 (2005).
  17. Michalopoulos, G. K., DeFrances, M. C. Liver regeneration. Science. 276 (5309), 60-66 (1997).
  18. Diehl, A. M., Rai, R. M. Liver regeneration. 3. Regulation of signal transduction during liver regeneration. FASEB J. 10 (2), 215-227 (1996).
  19. . A comparison of selected organ weights and clinical pathology parameters in male and female CD-1 and CByB6F1 hybrid mice 12-14 weeks in age Available from: https://www.criver.com/sites/default/files/resources/doc_a/AComparisonofSelectedOrganWeightsandClinicalPathologyParametersinMaleandFemaleCD-1andCByB6F1HybridMice12-14WeeksinAge.pdf (2023)
  20. CD-1® IGS mouse. Charles River Laboratories Available from: https://www.criver.com/products-services/find-model/cd-1r-igs-mouse?region=3611 (2023)
  21. C57BL/6J mouse organ weight. The Jackson Laboratory Available from: https://www.jax.org/de/-/media/jaxweb/files/jax-mice-and-services/b6j-data-summary.xlsx (2023)
  22. Inderbitzin, D., et al. Regenerative capacity of individual liver lobes in the microsurgical mouse model. Microsurgery. 26 (6), 465-469 (2006).
  23. Zhou, X., et al. L-carnitine promotes liver regeneration after hepatectomy by enhancing lipid metabolism. J Transl Med. 21 (1), 487 (2023).
  24. Linecker, M., et al. Omega-3 fatty acids protect fatty and lean mouse livers after major hepatectomy. Ann Surg. 266 (2), 324-332 (2017).
  25. Haber, B. A., et al. High levels of glucose-6-phosphatase gene and protein expression reflect an adaptive response in proliferating liver and diabetes. J Clin Invest. 95 (2), 832-841 (1995).
  26. Rickenbacher, A., et al. Arguments against toxic effects of chemotherapy on liver injury and regeneration in an experimental model of partial hepatectomy. Liver Int. 31 (3), 313-321 (2011).
  27. Aravinthan, A. D., et al. The impact of preexisting and post-transplant diabetes mellitus on outcomes following liver transplantation. Transplantation. 103 (12), 2523-2530 (2019).
  28. Gonzalez, H. D., Liu, Z. W., Cashman, S., Fusai, G. K. Small for size syndrome following living donor and split liver transplantation. World J Gastrointest Surg. 2 (12), 389-394 (2010).
  29. Mahmud, N., et al. Risk prediction models for post-operative mortality in patients with cirrhosis. Hepatology. 73 (1), 204-218 (2021).
  30. Kooby, D. A., et al. Impact of steatosis on perioperative outcome following hepatic resection. J Gastrointest Surg. 7 (8), 1034-1044 (2003).
  31. Ma, K., et al. A mesenchymal-epithelial transition factor-agonistic antibody accelerates cirrhotic liver regeneration and improves mouse survival following partial hepatectomy. Liver Transpl. 28 (5), 782-793 (2022).
  32. Hori, T., et al. Simple and sure methodology for massive hepatectomy in the mouse. Ann Gastroenterol. 24 (4), 307-318 (2011).
  33. Ramsey, H. E., et al. A20 protects mice from lethal liver ischemia/reperfusion injury by increasing peroxisome proliferator-activated receptor-alpha expression. Liver Transpl. 15 (11), 1613-1621 (2009).
  34. Arvelo, M. B., et al. A20 protects mice from D-galactosamine/lipopolysaccharide acute toxic lethal hepatitis. Hepatology. 35 (3), 535-543 (2002).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved