Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

مضاعفات الجهاز التنفسي هي السبب الرئيسي للوفاة لدى الأفراد الذين يعانون من إصابة الحبل الشوكي العنقي (cSCI). النماذج الحيوانية ل cSCI ضرورية للتقييمات الميكانيكية والدراسات قبل السريرية. هنا ، نقدم طريقة قابلة للتكرار لتقييم الانتعاش الوظيفي لنشاط عضلة الحجاب الحاجز (DIAm) بعد تشريح العمود الفقري C2 أحادي الجانب (C2SH) في الفئران.

Abstract

بعد cSCI ، يمكن أن يتأثر تنشيط DIAm اعتمادا على مدى الإصابة. تصف هذه المخطوطة نموذج تشريح الأنف C2 أحادي الجانب (C2SH) ل cSCI الذي يعطل نشاط تخطيط كهربية العضل (EMG) للغشاء المماثل (iDIAm) أثناء التنفس في الفئران. لتقييم استرداد التحكم في المحرك DIAm ، يجب أولا تحديد مدى العجز بسبب C2SH بوضوح. من خلال التحقق من الخسارة الأولية الكاملة ل iDIAm EMG أثناء التنفس ، يمكن تصنيف التعافي اللاحق على أنه إما غائب أو موجود ، ويمكن تقدير مدى التعافي باستخدام سعة EMG. بالإضافة إلى ذلك ، من خلال قياس الغياب المستمر لنشاط iDIAm EMG أثناء التنفس بعد فترة الصدمة الشوكية الحادة بعد C2SH ، يمكن التحقق من نجاح C2SH الأولي. يمكن أن يوفر قياس نشاط EMG الحجاب الحاجز المقابل (cDIAm) معلومات حول التأثيرات التعويضية ل C2SH ، والتي تعكس أيضا المرونة العصبية. علاوة على ذلك ، يمكن أن توفر تسجيلات DIAm EMG من المستيقظة معلومات فسيولوجية حيوية حول التحكم الحركي في DIAm بعد C2SH. توضح هذه المقالة طريقة لنموذج C2SH صارم وقابل للتكرار وموثوق به من cSCI في الفئران ، وهو منصة ممتازة لدراسة المرونة العصبية التنفسية ، ونشاط cDIAm التعويضي ، والاستراتيجيات العلاجية والمستحضرات الصيدلانية.

Introduction

هناك أكثر من 300000 فرد يعانون من إصابة الحبل الشوكي (SCI) في الولايات المتحدة ، نصفهم تقريبا يعانون من إصابات عنق الرحم1. تؤدي هذه الإصابات إلى خسارة كبيرة في الرفاهية وتضع ضغوطا مالية على الأفراد وعائلاتهم ونظام الرعاية الصحية. لحسن الحظ ، فإن غالبية اصابات النخاع الشوكي غير مكتملة - مما يوفر إمكانية تعزيز المسارات المستثناة1. قد تسمح هذه المرونة العصبية باستعادة بعض الوظائف على الأقل ، بما في ذلك نشاط DIAm ، وهو أمر مهم للسلوكيات التنفسية وغير التنفسية. وبالتالي ، فإن تعزيز المرونة العصبية هو وسيلة واعدة للبحث لمساعدة الأفراد المصابين باصابات النخاعالشوكي 2.

نماذج القوارض من اصابات النخاع الشوكي لديها القدرة على المساهمة بشكل كبير في اكتشاف العلاجات لتحسين صحة الإنسان. أحد النماذج الكلاسيكية لإصابات النخاع الشوكي المستخدمة لدراسة المرونة العصبية هو الاستئصال أحادي الجانب (التشريح) للحبل الشوكي عند C2 (C2SH) ، مما يترك الجانب المقابل سليما3،4،5،6،7،8،9،10،11،12،13. تم الكشف عن تأثير C2SH على الناتج الحجابي وأهمية المسارات المقابلة التي تم تجنيبها لأول مرة منذ أكثر من مائة عام بواسطة Porter12 ، الذي وضعت مقالته الأساسية الأساس للدراسات الحديثة للمرونة العصبية التنفسية. يقطع نموذج C2SH المدخلات الهابطة من المجموعة التنفسية البطنية المنضدية (rVRG) في النخاع ، والتي تحتوي على خلايا عصبية قبل الحركية مسؤولة عن نقل ناتج توليد إيقاع الجهاز التنفسي14. تنقل هذه الخلايا العصبية الحركية rVRG أيضا محرك عصبي استثاري إلى الخلايا العصبية الحركية الحجيبية (الشكل 1). اتخذ العديد من الباحثين مناهج مختلفة لنموذج C2SH10،11،15،16 ، مما قد يفسر جزئيا بعض التباين في التعافي عبر الدراسات. باختصار ، تختلف الأساليب من حيث تجنيب القطائز الظهرية ، أو إجراء تشريح كامل ، أو إجراء قطع جزئي جانبي لا يقطع تماما المدخلات الهابطة من rVRG المماثل. بشكل عام ، تعد نماذج C2SH مفيدة بشكل خاص لدراسة المرونة العصبية التنفسية بسبب معدلات الاسترداد التلقائي لنشاط تخطيط كهربية العضل (EMG) بمرور الوقت ، والذي يمكن تحسينه من خلال عدة عوامل ، بما في ذلك الإشارات العصبية17،18،19،20،21. ومع ذلك ، يجب أولا تحديد الفقدان الأولي للوظيفة - الذي يعرف بأنه إسكات نشاط eupneic iDIAm EMG - قبل أن يتم تصنيف التعافي بوضوح. لم يتم التحقق من صحة عدم النشاط في وقت C2SH في العديد من الدراسات3،4،6،7،11،22،23.

تقدم التقييمات النسيجية للحبل الشوكي المستأصل فقط دليلا على تلف الموقع المناسب للمسارات البصلية الشوكية المثيرة المماثلة التي تعصب الخلايا العصبية الحركية الحجيبية في الحبل الشوكي ، لكن علم الأنسجة لا يحل محل الأدلة الفسيولوجية (على سبيل المثال ، DIAm EMG). علاوة على ذلك ، يتم إجراء التقييمات النسيجية خارج الجسم الحي في نقاط زمنية نهائية (غالبا بعد عدة أسابيع إلى أشهر من الإصابة) ولا توفر معلومات "في الوقت الفعلي". لاحظ بعض المحققين أن حجم الآفة يتعلق بمقدار العجز الوظيفي أو عدمه5،24،25،26. من المهم ملاحظة أن صحة مثل هذه الادعاءات تعتمد على الأرجح بشكل كبير على كيفية تصنيف "الوظيفة" (أي ما هي المهام الوظيفية وكيف يتم قياسها كميا) ، ويسلط التباين عبر الدراسات الضوء على صعوبة إنتاج آفات متطابقة وظيفيا عبر. في الواقع ، أكد المحققون أن العلاقة بين مدى الإصابة والوظيفة الحركية لعضلات الأطراف (التي تم تحديدها كميا بواسطة درجة Basso و Beattie و Bresnahan (BBB)24) ليست خطية27,28. في الدراسات السابقة ، لم نجد أي علاقة بين مدى C2SH ومدى تعافي نشاط eupneic iDIAm EMG بعد الإصابة10،29،30،31 ، على الرغم من أن باحثين آخرين أبلغوا عن وجود علاقة بين وظيفة التهوية ومدى تجنيب المادة البيضاء5. وبالتالي ، في حالة نموذج C2SH ، فإن اتباع نهج للتحقق الوظيفي من عدم نشاط iDIAm في وقت الجراحة ويفضل أن يكون ذلك في وقت مبكر من تجارب إصابة الحبل الشوكي المزمنة مفيد وضروري.

تؤكد هذه المقالة على استخدام DIAm EMG للتأكيد في الوقت الفعلي للفقدان الأولي ل DIAm EMG أثناء التنفس بعد C2SH بالإضافة إلى التقييمات التأكيدية اللاحقة في 3 أيام (اليوم 3) بعد الإصابة18،21،31،32،33. في العمل السابق مع نموذج C2SH ، تم إجراء عمليات جراحية متكررة لتسجيل DIAm EMG10،13،30،34. ومع ذلك ، فقد استخدم العمل الأحدث أقطاب EMG المزمنة ، والتي تسمح بتسجيل EMG في الفئران المخدرة واليقظة. بالإضافة إلى ذلك ، تقلل الأقطاب الكهربائية المزمنة من خطر استرواح الصدر ولا تتطلب عمليات استئصال البطن المتكررة ، والتي يمكن أن تسبب تثبيط DIAm35,36. على الرغم من استخدام إصدارات من نموذج C2SH من قبل العديد من الباحثين ، إلا أن تأكيد إسكات نشاط iDIAm لم يتم في وقت الجراحة3،4،6،7،11،22،23. بدون مثل هذا التأكيد على عدم النشاط ، من الصعب معرفة أي جزء من الانتعاش اللاحق ينسبه إلى المرونة العصبية للمسارات المماثلة مقابل المسارات المقابلة ، والتي قد يكون لها تأثيرات تفاضلية. هذا اعتبار مهم لأن المحرك العصبي الشهيقي من rVRG إلى الخلايا العصبية الحركية الحجابي هو في المقام الأول مماثل ، مع فقدان حوالي 50 ٪ من مدخلات glutamatergic المثيرة للخلايا العصبية الحركية الحجابي بعد C2SH33. ومع ذلك ، هناك مدخلات استثارية شهيقية متبقية من rVRG المقابل الذي يتحلل أسفل موقع الآفة لتعصيب الخلايا العصبية الحركية الحجيبية المماثلة ويمكن تقويتها عن طريق المرونة العصبية لتعزيز الانتعاش الوظيفي. عن طريق إزالة المدخلات المثيرة المماثلة السائدة للخلايا العصبية الحركية الحجيبة ، يتم فقدان نشاط eupneic iDIAm EMG (على الأقل تحت التخدير) ، بينما يستمر نشاط cDIAm بل ويعزز. وبالتالي فإن فقدان نشاط iDIAm EMG أثناء التنفس هو مقياس لنجاح C2SH (الشكل 2).

يوجد مستوى معين من نشاط iDIAm EMG في وقت مبكر من 1-4 أيام بعد C2SH في المستيقظة23,37. بالإضافة إلى ذلك ، في المخية ، يكون نشاط iDIAm موجودا في غضون دقائق إلى ساعات بعد تشريح عنق الرحم العلوي ويتم قمعه عن طريق التخدير38. بالإضافة إلى ذلك ، يتم التحقق من نجاح C2SH من خلال تأكيد عدم وجود نشاط iDIAm EMG أثناء التنفس (eupnea) في الفئران المخدرة في اليوم 3 بعد الإصابة. أكدت دراسات التصوير البؤري فقدان المدخلات المشبكية glutamatergic على الخلايا العصبية الحركية الحجابي خلال هذه المرحلة الأولية من الإصابة37. في اليوم 3 بعد الإصابة ، إذا كان هناك أي نشاط eupneic iDIAm EMG المتبقي ، يتم تفسير ذلك على أنه دليل على الإزالة غير الكاملة لمحرك الشهيق الهابط المماثل من rVRG. تنقسم هذه المقالة إلى ثلاثة أقسام: (1) تسجيلات DIAm EMG المزمنة ، (2) C2SH ، و (3) الحصول على بيانات EMG في المستيقظة والمخدرة. يصف هذا البروتوكول نموذج C2SH صارم وقابل للتكرار وموثوق به من cSCI في الفئران ، وهو منصة ممتازة لدراسة المرونة العصبية التنفسية ، ونشاط cDIAm التعويضي ، والاستراتيجيات العلاجية والمستحضرات الصيدلانية.

Protocol

تمت الموافقة على هذا البروتوكول من قبل لجنة Mayo Clinic المؤسسية لرعاية واستخدامها (رقم البروتوكول: A00003105-17-R23). كانت في الدراسة الحالية مزيجا من ذكور وإناث فئران Sprague-Dawley التي يبلغ عمرها حوالي 3 أشهر وتزن ما بين 200 جم إلى 350 جم. يتم سرد تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في الدراسة في جدول المواد.

1. زرع القطب الكهربائي

  1. تحضير الأقطاب الكهربائية
    1. تأكد من توفر المعدات المذكورة: (1) سلك متعدد الخيوط ، من الفولاذ المقاوم للصدأ ، (2) مشرط بشفرة # 11 ، (3) مقص ، 4) مجهر تشريح ، (5) مسطرة ، (6) ملقط ، (7) 25 جم إبر ، (8) كماشة (واحدة على الأقل مع منطقة العقص).
    2. يوضح الشكل 3 تفاصيل عملية صنع الأقطاب الكهربائية. كرر هذه العملية مرتين على الأقل لأقطاب التسجيل التفاضلية المقترنة.
    3. أولا ، قم بقياس وقطع 18 سم من سلك الفولاذ المقاوم للصدأ.
    4. اربط عقدة علوية أساسية على بعد 4 سم من أحد طرفي السلك ، كما هو موضح في الشكل 3 ؛ سيكون هذا بمثابة مرساة عندما يتم زرع الجانب القصير من السلك وخياطته في DIAm.
    5. باستخدام مشرط ومنظار تشريح جراحي ، قم بتجريد 2 مم بعناية من العزل بجوار العقدة الموجودة على الجانب الأقصر من السلك. احرص بشدة على عدم قطع خيوط السلك متعدد الجديلة.
      ملاحظة: يعمل هذا الجزء غير المعزول كسطح موصل للقطب الكهربائي. بشكل عام ، تبدأ جودة الإشارة في التدهور إذا تم قطع ثلاثة خيوط أو أكثر عن غير قصد ، وإذا كان الأمر كذلك ، يتم استبدال القطب.
    6. بعد ذلك ، قم بتجريد ~ 5 مم من نهاية الجانب القصير من السلك ، والذي يتم إدخاله بعد ذلك في تجويف إبرة 25 G لعمل أداة تشبه خيط الخياطة سيتم استخدامها لزرع القطب في DIAm.
      ملاحظة: يمكن أيضا استخدام إبر قياس أعلى (على سبيل المثال ، حتى 28 جم) حسب التفضيل الشخصي. نظرا للقطر الأرق للإبر ذات المقياس الأعلى ، قد ينخفض خطر الإصابة باسترواح الصدر. ومع ذلك ، قد يكون من الصعب أيضا إدخال الأسلاك متعددة الخيوط في التجويف الأصغر للإبرة.
    7. لتحقيق ذلك ، قم بإزالة إبرة 25 G من عبوتها ، وباستخدام كلا الزردية ، ثني الإبرة بعناية عند ~ 1 سم من الطرف المشطوف الحاد من جانب إلى آخر حتى تنكسر.
      ملاحظة: يجب عدم التسرع في هذه العملية. خلاف ذلك ، يمكن أن تتسبب قوى القص في إغلاق تجويف الإبرة ، مما يتطلب تكرار العملية.
    8. أدخل الطرف المجرد من السلك في تجويف الإبرة المكسورة التي يبلغ طولها 1 سم ، مع التأكد من أن الإبرة تقع مباشرة بجوار الجزء المعزول المتبقي من السلك.
    9. تأكد من عدم وجود جزء غير معزول بين الإبرة والجانب الأقصر المتبقي من السلك ، قم بتجعيد الإبرة لتوصيلها بالسلك.
    10. بعد ذلك ، استخدم الزردية لثني الإبرة المرفقة بعناية لإعطائها انحناءا مشابها لإبرة الخياطة الجراحية القياسية.
    11. أخيرا ، قم بإزالة ~ 5 مم من نهاية الجانب الطويل من السلك (الشكل 3). بعد خياطة الأقطاب الكهربائية في DIAm ، سيتم نفق الجانب الطويل من السلك للوصول الخارجي للسماح بتسجيلات DIAm EMG.
    12. كرر العملية لعمل قطب كهربائي ثان للتسجيلات التفاضلية.
  2. وضع قطب EMG الحجاب الحاجز
    1. قبل الجراحة ، قم بتعقيم أو تعقيم جميع المعدات الجراحية ، بما في ذلك (1) مقصات شعر الصغيرة ، (2) مشرط بشفرة # 11 ، (3) مقص جراحي ، (4) ملقط ، و (5) حامل إبرة دقيقة.
    2. الحصول على قفص نظيف وتوفير الطعام والماء والفراش والإثراء البيئي. توضع جانبا على وسادة التدفئة. سيتم استخدام هذا القفص لإيواء بعد الجراحة.
    3. تعقيم المجال الجراحي بمطهر مناسب وارتداء معدات الحماية الشخصية (الدعك والقبعات والقناع والقفازات الجراحية). ضع الأقطاب الكهربائية المعدة مسبقا في بركة من 70٪ من كحول الأيزوبروبيل.
    4. ضع وسادة تدفئة في منطقة الجراحة للحفاظ على درجة حرارة جسم الجرذ أثناء التخدير والجراحة. قم بتغطية وسادة التدفئة بمنشفة جراحية معقمة.
    5. وزن الفئران وحساب جرعة التخدير المناسبة بناء على إرشادات رعاية واستخدامها المؤسسية.
    6. تخدير الجرذ بالحقن العضلي للأطراف الخلفية من الكيتامين (80 ملغم/كغم) والزيلازين (10 ملغم/كغم) أو أي مخدر مناسب آخر (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا). حقن البوبرينورفين ممتد المفعول (1 ملغ/كغ) والكاربروفين (5 ملغ/كغ) قبل الجراحة. تابع بمجرد أن لا يستجيب لقرصة إصبع القدم.
    7. استخدم كليبرز لحلق الجرذ من عملية الخنجري إلى منتصف الطريق تقريبا إلى الأطراف الخلفية. أيضا ، حلق الجزء الخلفي من الفئران حيث سيتم إخراج الأقطاب الكهربائية بعيدا عن متناول (عادة حول شفرات الكتف). نظف الشعر الزائد بقطعة من الشاش.
    8. تحضير الجلد للشق عن طريق تنظيفه بشاش معقم مغموس في غلوكونات الكلوروهيكسيدين (4٪ من الوزن من حيث الحجم).
    9. ضع في وضع ضعيف على وسادة التدفئة المعقمة. بدءا من عملية الخنجري ، استخدم المشرط وشفرة # 11 نظيفة لعمل شق روستوذيلي 4-5 سم. هذا يجب أن يكشف طبقات عضلات البطن الأساسية.
    10. قم بعمل شق آخر (3-4 سم) على طول خط الوسط في طبقات العضلات لكشف محتويات البطن. احرص على عدم اختراق أعضاء البطن.
    11. تأكد من أن السطح البطني (أي السفلي) ل DIAm مرئي ، على الرغم من أن الكبد سيحجب الجانب الأيمن للحيوان.
    12. باستخدام مقبض مشرط أو أداة حادة أخرى ، ادفع الكبد والأعضاء الأخرى لأسفل لكشف الجانب البطني من DIAm.
    13. تحضير القطب للاستخدام عن طريق إزالته من بركة الكحول الأيزوبروبيل وغسله بمحلول ملحي معقم. بعد ذلك ، باستخدام حامل إبرة دقيقة ، قم بتوجيه أحد الأقطاب الكهربائية المعدة مسبقا بشكل عمودي على ألياف العضلات في المنطقة المتوسطة الضلعية من DIAm. تنتشر ألياف العضلات شعاعيا عبر DIAm.
      ملاحظة: DIAm رفيع (~ 2 مم) ويجب عدم ثقبه. بدلا من ذلك ، الهدف هو تضمين الجزء غير المعزول من سلك القطب (الشكل 3) داخل DIAm.
    14. استخدم المجهر الجراحي لإدخال سلك خياطة القطب الكهربائي بعناية (نهاية الإبرة) في DIAm. اسمح لانحناء الإبرة بتوجيه القطب إلى داخل ثم خارج سطح البطن في DIAm ، مما يضمن أن الجزء غير المعزول بالكامل من السلك سيتم تضمينه بالكامل في العضلات.
    15. اسحب الإبرة بعناية حتى تثبت العقدة الموجودة في السلك نفسها في DIAm. تأكد من أن الجزء غير المعزول (2 مم) من سلك القطب يقع بالكامل داخل DIAm ، مع وجود عقدة عند النقطة التي دخلت فيها الإبرة لأول مرة إلى DIAm.
    16. بعد ذلك ، اقطع الإبرة من سلك القطب وتخلص منها في حاوية حادة.
    17. باستخدام ملقطين ، اربط عقدة عند النقطة التي خرجت فيها إبرة الخيط (3-0) من DIAm. للقيام بذلك ، اربط حلقة في الجانب القصير من السلك ، وحرك الحلقة لأسفل إلى سطح البطن في DIAm ، وشد الحلقة بعناية في عقدة. يجب الآن تثبيت القطب (الجزء غير المعزول) عند نقطة الدخول والخروج.
    18. قطع الجزء الزائد من الجانب الأقصر من السلك.
    19. اتبع الخطوات 1.2.14-1.2.18 لخياطة قطب كهربائي آخر على نفس الجانب من DIAm ، ~ 3 مم بعيدا عن الأول.
    20. إجراء زرع زوج القطب في الحجاب الحاجز المعاكس بنفس الطريقة.
    21. بعد ذلك ، تأكد من أن الجانب الأطول من أسلاك القطب الكهربائي كلها خارج تجويف البطن وابدأ في خياطة (3-0) طبقات العضلات لإغلاق البطن. لكل زوج من الأقطاب الكهربائية ، قم بعمل حلقة وتثبيتها.
      ملاحظة: تأكد من ترك 2-3 سم من الأسلاك داخل تجويف البطن للسماح للفأر بالتمدد دون التسبب في توتر على DIAm.
    22. نظف الدم الزائد بالمحلول الملحي ثم خيط (3-0) طبقة العضلات بنمط مستمر لإغلاق الصفاق.
    23. نفق قسطرة 16 G من الجلد الظهري الإنسي للفأر إلى جلد البطن المفتوح واسحب زوجا من أسلاك القطب إلى الجزء الخلفي من الفأر.
    24. كرر العملية باستخدام قسطرة ثانية على الجانب الآخر واسحب الزوج الثاني من أسلاك القطب من خلاله.
    25. خياطة جلد البطن مع خياطة 3-0 في نمط خياطة متقطعة.
    26. بعد ذلك ، لكل زوج ، اربط أسلاك القطب في عقدة وخيطها في مكانها.
    27. تزويد بحقن محلول ملحي تحت الجلد (~ 1 مل لكل 50 غرام من الكتلة الحيوانية). ضع في قفص نظيف فوق وسادة التدفئة للتعافي.
      ملاحظة: يمكن أن يسبب فتح البطن تثبيط نشاط DIAm35،36. انتظر 72 ساعة على الأقل قبل التحليل الكمي لأي قياسات EMG.

2. تشريح العمود الفقري العنقي

  1. تحضير منطقة جراحية معقمة كما كان من قبل.
  2. قبل الجراحة ، الأوتوكلاف أو تعقيم جميع المعدات الجراحية. المعدات المطلوبة: (1) مقصات شعر الصغيرة ، (2) مشرط بشفرة # 11 ، (3) مقص جراحي ، (4) ملقط ، (5) رونجور ، (6) مبعدات ، (7) سكين تشريح بزاوية.
  3. بعد حوالي 72 ساعة من زرع قطب DIAm EMG ، قم بوزن الجرذ وحساب جرعة التخدير المناسبة بناء على إرشادات رعاية واستخدامها المؤسسية.
  4. قبل تخدير الجرذ ، ضع الجرذ في قفص على غرار بومان ، وسجل DIAm EMG الثنائي كما هو موضح في الخطوة 3.2.
  5. تخدير الجرذ بحقن الكيتامين داخل الصفاق (80 مجم / كجم) والزيلازين (10 مجم / كجم) أو أي مخدر مناسب آخر وفقا لبروتوكول اللجنة المؤسسية المحلية لرعاية واستخدام. حقن البوبرينورفين ممتد المفعول (1 ملغ/كغ) تحت الجلد قبل الجراحة وكاربروفين (5 ملغ/كغ) داخل الصفاق.
  6. تابع بمجرد أن لا يستجيب لقرصة إصبع القدم. تحقق من عمق التخدير بقرصة إصبع القدم كل 15 دقيقة تقريبا.
  7. قبل بدء الجراحة ، ضع الجرذ في وضعية الانبطاح وسجل EMG في الجرذ المخدر كما هو موضح في الخطوة 3.3.
    ملاحظة: تأكد من إجراء جميع التسجيلات مع الجرذ في نفس الموضع.
  8. حلق الشعر من الرقبة على مستوى الأذن تقريبا وصولا إلى لوح الكتف وقم بإزالته بشاش مبلل.
  9. تنظيف الجلد مع غلوكونات الكلوروهيكسيدين (4 ٪ من الوزن من حيث الحجم) وتغطية بأغطية جراحية معقمة (باستثناء الظهرية العليا).
  10. باستخدام مشرط ، قم بعمل شق ذيلي روسترو 4 سم. تراجع الجلد وقطع عضلة الأخرم شبه المنحرف. ثم تشريح العضلات المعينية لفضح عضلات العمود الفقري.
    ملاحظة: العضلة شبه المنحرفة هي العضلة شبه المنحرفة الوسطى ، وتعمل أليافها العضلية بالتوازي تقريبا مع العمود الفقري. تنكشف العضلة المعينية في المستوى أسفل الأخرم شبه المنحرف وتعمل أليافها العضلية قطريا.
  11. سحب عضلات العمود الفقري من C1 إلى C3.
    ملاحظة: تعمل عضلات العمود الفقري بجوار العمود الفقري مباشرة.
  12. قم بإجراء استئصال الصفيحة الفقرية بعناية في C2 باستخدام rongeur أثناء النظر من خلال المجهر الجراحي لضمان عدم تلف الشرايين أو الأعصاب الرئيسية.
  13. قطع وسحب الأم الجافية في C2.
  14. قم بتوصيل أسلاك القطب المكشوفة من ظهر الجرذ إلى مكبر الصوت أثناء إجراء تشريح العمود الفقري. راجع الخطوة 3 للحصول على مزيد من التفاصيل.
  15. أثناء مراقبة DIAm EMG ، أدخل سكين التشريح بزاوية أسفل النقطة التي يدخل فيها الجذر الظهري إلى الحبل الشوكي ويقسم على طول الطريق إلى نقطة منتصف السطح البطني بالطريقة الموضحة في الشكل 2A.
    ملاحظة: في حالة استخدام وسادة حرارية إلكترونية ، قد يكون من الضروري إيقاف تشغيلها أثناء مراقبة EMG لتجنب الضوضاء.
  16. في غضون ثوان بعد هذا التقسيم ، تأكد من توقف نشاط EUPNEIC DIAm EMG المماثل للإصابة وأن الزيادة التعويضية في نشاط cDIAm EMG واضحة (الشكل 2C).
  17. إذا استمر نشاط eupneic iDIAm EMG ، فقم بإجراء قطع آخر بسكين التشريح ، كما هو موضح في الشكل 2C. ومع ذلك ، لا تقطع خط الوسط. من المرجح أن يؤدي القطع إلى الجانب المقابل إلى موت.
  18. خياطة العضلات ثم الجلد بخيوط معقمة (3-0).
  19. للحفاظ على الترطيب ، حقن تحت الجلد 1 مل من المياه المالحة لكل 50 غرام من الكتلة الحيوانية ووضع في قفص نظيف مع وسادة التدفئة للتعافي. راقب أثناء تعافيه من الجراحة.
  20. بعد حوالي 72 ساعة (اليوم الثالث بعدC 2SH) ، سجل نشاط EMG في الفئران المستيقظة وفقا لخطوة البروتوكول 3.2. احرص على عدم إتلاف الغرز الموجودة على ظهر الفئران.
  21. بعد ذلك ، قم بتخدير الجرذ مرة أخرى (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) ، باستخدام جرعة أخف من المخدر مما هو مطلوب لطائرة جراحية (بين 1/3 إلى 1/2 من الجرعة العادية). يمكن إعطاء جرعات إضافية طالما أن الفئران تظهر منعكسا سليما للقرنية وتستجيب لقرصة إصبع القدم.
  22. راقب نشاط DIAm EMG باتباع الخطوة 3 من البروتوكول.
    ملاحظة: ضع الجرذ في نفس الموضع المستخدم في التقييم الأولي لنشاط iDIAm EMG.
  23. إذا كان نشاط eupneic iDIAm EMG (أي النشاط في المرحلة مع نشاط cDIAm EMG الشهيقي) غائبا في اليوم 3 ، استنتج أن C2SH الأولي كان ناجحا وقم بتضمين نفس لمزيد من التحليلات.

3. الحصول على البيانات وتحليلها

  1. الإعدادات العامة واستخراج البيانات
    1. اضبط مرشحات تمرير النطاق لمضخم الصوت الأولي على 100 هرتز (ترددات عالية) و 1000 هرتز (ترددات منخفضة).
      ملاحظة: تعمل إعدادات المرشح هذه على التخلص من عناصر الحركة ، وتقليل الضوضاء بشكل ملحوظ بمقدار 60 هرتز وتلوث ECG (الذي يتمتع بقوة الذروة عند ~ 75 هرتز) مع الاحتفاظ بالغالبية العظمى من محتوى التردد لإشارة DIAm EMG العضلية. استنادا إلى نظرية Nyquist ، قم بالرقمنة بتردد أخذ عينات يبلغ 2000 هرتز لتجنب التعرج والسماح بالدقة الكافية لملاحظة نشاط الوحدة الحركية في مركب EMG. في حالة إجراء تحليلات متخصصة لمحتوى التردد لمدى التردد دون 100 هرتز ، من المهم ضبط إعدادات مرشح المضخم الأولي لضمان عدم تصفية الترددات ذات الأهمية.
    2. مراقبة قناتين (الحجاب الحاجز الأيسر والأيمن EMG) في برنامج التصور على جهاز كمبيوتر وحفظ البيانات بتنسيق مناسب لمزيد من التحليلات.
    3. اجمع ما لا يقل عن 1-2 دقيقة من تسجيلات eupneic للحصول على بيانات كافية للتحليلات.
    4. تأكد من جمع البيانات في ثلاث نقاط زمنية أو أكثر:
      1. قبل C2SH ، قم بإنشاء تسجيل أساسي للالتهاب الطبيعي في ظروف اليقظة والتخدير.
      2. أثناء جراحة C2SH لإنشاء إسكات نشاط eupneic iDIAm EMG في حالات التخدير.
      3. في اليوم 3 بعد C2SH لتأكيد أن غياب نشاط eupneic iDIAm EMG مستمر وإنشاء نقطة أولية لمدى العجز في المستيقظة التي لا تتأثر بصدمة العمود الفقري 2,39 أو إعطاء مثبطات الجهاز التنفسي مثل البوبرينورفين.
    5. قم بتحليل تسجيلات DIAm EMG باستخدام أي برنامج يسمح بإجراء العمليات الحسابية على الإشارات الرقمية (على سبيل المثال ، Matlab و Python و R). العملية الأساسية هي كما يلي:
      1. قم بتحميل ملفات EMG الخام. اعتمادا على إعدادات التصفية ، قد يكون من الضروري حساب إزاحة التيار المستمر في الإشارة.
        ملاحظة: الحل السهل هو طرح متوسط إشارة EMG الخام من نفسها.
      2. احسب مربع الجذر المتوسط لإشارة EMG بنافذة متحركة تبلغ 50 مللي ثانية. يمكن القيام بذلك عن طريق تحريك نافذة حساب 50 مللي ثانية للأمام بنقطة عينة واحدة في كل مرة حتى يتم الوصول إلى نهاية الإشارة.
        ملاحظة: توفر تحليلات أحداث DIAm EMG الفردية أكبر قدر من القوة الإحصائية وتسمح بتجميع النشاط الوبنى وغير الوبنيكي. وبالتالي ، فإن اكتشاف بداية وإزاحة الأنفاس الفردية في DIAm EMG أمر بالغ الأهمية ، كما هو موضح في تقرير سابق40.
    6. قم بإجراء تصفية نشاط eupneic من خلال تصور الرسوم البيانية لمعدل التنفس الفوري ومدة الانفجار ، كما هو موضح في تقرير سابق41.
  2. تسجيلات مستيقظة.
    1. قم بإجراء تسجيلات مستيقظة عن طريق وضع الفئران في قفص القوارض على غرار بومان. يمكن أن يستوعب قفص أسطواني على طراز بومان الفئران البالغة حتى 750 جم.
    2. قم بفك قضبان معدنية على جانب واحد من القفص على غرار بومان وأقنع الجرذ برفق بالداخل. المسمار قضبان معدنية مرة أخرى ، محاصرة الفئران في القفص أسطواني.
      ملاحظة: تأقلم الفئران مع القفص لمدة 30 دقيقة على الأقل قبل الشروع في التسجيل. إذا كان ذلك ممكنا ، فمن الأفضل تأقلم الفئران مع قفص على غرار بومان لعدة أيام قبل أي قياسات. من الممارسات الجيدة تقديم المكافآت أثناء وجود الفئران في القفص خلال مرحلة التأقلم هذه.
    3. لتقليل المحفزات البصرية الخارجية ، استخدم منشفة ورقية أو أي شيء مشابه لعمل خيمة حول مقدمة القفص حيث يوجد رأس الفأر. بالإضافة إلى ذلك ، قلل من الضوضاء العالية وتأكد من الراحة الجسدية للفئران في جميع النقاط.
      ملاحظة: تشمل العلامات الواضحة لعدم الراحة التململ والتنفس السريع والنضال ضد القفص. إذا لوحظت أي من هذه العلامات ، فقد يكون من الضروري إعادة الجرذ إلى قفص المنزل ومحاولة التسجيلات عندما يكون الجرذ أكثر هدوءا.
    4. بالنسبة للفئران الصغيرة (<300 جم) ، أدخل مواد الحشو (على سبيل المثال ، منشفة ورقية ، كرات قطنية) في مساحات إضافية في القفص لثني الفئران عن الدوران 180 درجة.
    5. بعد تأقلم الجرذ ، قم بتوصيل الأسلاك التي تخرج من ظهر الفئران بعناية بمضخم أولي ، والذي يغذي الإشارات التناظرية في محول تناظري إلى رقمي ، واتبع الإجراءات الموضحة في الخطوة 3.1.
  3. تسجيلات التخدير
    1. ضع الفئران في نفس الوضع في كل مرة ، ويفضل أن تكون عرضة لتقليد وضع الفئران المستيقظ عن كثب.
    2. قم بتوصيل الأسلاك الخارجة من ظهر الفئران بمضخم أولي ، والذي يغذي الإشارات التناظرية في محول تناظري إلى رقمي ، واتبع الإجراءات الموضحة في الخطوة 3.1.
  4. استعادة
    1. ضع الفئران داخل قفص فئران فارغ ونظيف بدون فراش للتعافي.
    2. ضع القفص على وسادة التدفئة.
    3. راقب الجرذ على فترات منتظمة (<15 دقيقة) لأول 3 ساعات أو حتى يبدأ الجرذ في التحرك. راقب على فترات أقل انتظاما (30 دقيقة) حتى يستيقظ مرة أخرى.
    4. بعد أن يكون الجرذ متنقلا ، ضعه في قفص نظيف مع فراش ، والحصول على الطعام والماء ، وإثراء البيئة.
    5. استمر في مراقبة الفئران مرة واحدة على الأقل يوميا طوال فترة التجربة. انتبه بشكل خاص للتغيرات في الوزن / القدرة على التغذية وكذلك سلامة مواقع الشق والغرز.

النتائج

يقلل النهج المقدم في هذه المقالة من التباين بين المشغلين من خلال وضع معايير واضحة لتقييم DIAm EMG في نموذج الفئران من C2SH. أولا ، يجب ملاحظة توقف نشاط eupneic iDIAm EMG مباشرة بعد C2SH ، كما هو موضح في الشكل 2. إذا لم يكن الأمر كذلك ، يمكن إجراء عملية نقل ثانوية حتى يختفي نشاط eupne...

Discussion

C2 تشريح العمود الفقري
يؤكد الإجراء الموصوف في هذه المقالة على تقييمات نشاط DIAm EMG التي تعمل بمثابة التحقق من صحة آفة العمود الفقري C2 التي تعبر السكة القطنية الجانبية والبطنية مع تجنيب القطارات الظهرية (الشكل 2 أ). النهج الجراحي المقترح له فائدتان رئيسي...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.

Acknowledgements

يقر المؤلفون بمصدر تمويل المعاهد الوطنية للصحة (المعاهد الوطنية للصحة R01HL146114).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
25 G NeedleCardinal Health1188825100Covidien Monoject Hypdermic Standard Needles: 25 G x 1" (0.508 mm x 2.5 cm) A
3-0 Vicryl Violet BraidedEthiconJ774D3-0 Suture
Adson-Brown ForcepsFine Science Tools11627-12Tip Shape: Straight, Tips: Shark Teeth, Tip Width: 1.4mm, Tip Dimensions: 2 x 1.4 m, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12 cm
Bowman Style CageBraintree ScientificPOR-530Weight range: 250 up to 750 g; Maximum length: 9" (228 mm); Basic unit is constructed of .5" (123 mm) jeweled acrylic.
Castroviejo Needle HolderFine Science Tools12565-14Tip Shape: Straight, Tip Width: 1.5 mm, Clamping Length: 10 mm, Lock: Yes, Scissors: No, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14 cm, Serrated:
Yes, Feature: Tungsten Carbide
Clip Lead 1m TP ShieldedBiopac Systems, IncLEAD110SShielded lead wires for EMG
Data Acquisition SoftwareLabChartLabChart 7.3.8Data recording, visualization, and analysis software for multi-channel recordings and real-time assessments
Data Analysis Software - Matlab 2023bMathworks, Inc.Version 23.2General purpose programming language for post hoc analysis
Dissecting KnifeFine Science Tools10056-12Cutting Edge: 4 mm, Thickness: 0.5 mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12.5 cm, Blade Shape: Angled 30°
Dumont #3 ForcepsFine Science Tools11293-00Style: #3, Tip Shape: Straight, Tips: Standard, Tip Dimensions: 0.17 x 0.1 mm, Length: 12 cm, Alloy / Material: Dumostar
Electromyogram AmplifierBiopac Systems, IncEMG100CEMG amplifier
Friedman RongeurFine Science Tools16000-14Tip Shape: Curved, Cup Size: 2.5mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 13cm, Joint Action: Single
Friedman-Pearson RongeursFine Science Tools16021-14Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14cm, Joint Action: Single, Cup Size: 1mm, Tip Shape: Curved
Isolated Power Supply ModuleBiopac Systems, IncIPS100COperates 100-series amplifier modules indepdent of the Biopac Systems, Inc.'s MP series Data Acquisition System
Kelly HemostatsFine Science Tools13019-14Tips: Serrated, Tip Width: 1.5mm, Clamping Length: 22mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14cm, Tip Shape: Curved
Knife CuretteV. MuellerVM101-4414Tip: Sharp, Tip Diameter: 2 mm
Micro Dissecting ScissorsBiomedical Research Instruments, Inc.11-2420Length: 4", Angle: Straight, Blade Length: 23 mm
Multistranded stainless steel wireCooner Wire, Inc.AS 631AWG 40; Overall diameter: 0.011 mm (with insulation), 0.008 mm (without insulation).
PowerLab 8/35ADInstrumentsPL3508Data acquisition system
Scalpel Blade #11Fine Science Tools10011-00Blade Shape: Angled, Cutting Edge: 20 mm, Thickness: 0.4 mm, Alloy / Material: Carbon Steel
Scalpel Handle #3Fine Science Tools10003-12Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12 cm
Sprague Dawley RatInotivOrder code: 002Sprague Dawley outbred rats (female and male)
Surgical MicroscopeOlympusSZ61Surgical microscope 
Suture Cutting ScissorsGeorge Tiemann & Co.110-1250SBAlloy / Material: Stainless Steel, Tip Shape: Straight, Tips: Sharp/Blunt, Length: 4.5"
Vannas Spring ScissorsFine Science Tools15000-08Tips: Sharp, Cutting Edge: 2.5 mm, Tip Diameter: 0.05 mm, Length: 8 cm, Alloy / Material: Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight
Weitlaner RetractorCodman50-5647Prongs: 2 x 3 Blunt, Length: 4.5"

References

  1. Center, N. S. C. I. S. Spinal cord injury model systems 2022 annual report - complete public version. Center, N. S. C. I. S. , (2023).
  2. Punjani, N., Deska-Gauthier, D., Hachem, L. D., Abramian, M., Fehlings, M. G. Neuroplasticity and regeneration after spinal cord injury. N Am Spine Soc J. 15, 100235 (2023).
  3. El-Bohy, A. A., Goshgarian, H. G. The use of single phrenic axon recordings to assess diaphragm recovery after cervical spinal cord injury. Exp Neurol. 156 (1), 172-179 (1999).
  4. Fuller, D. D., et al. Modest spontaneous recovery of ventilation following chronic high cervical hemisection in rats. Exp Neurol. 211 (1), 97-106 (2008).
  5. Fuller, D. D., et al. Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery. Respir Physiol Neurobiol. 165 (2-3), 245-253 (2009).
  6. Golder, F. J., et al. Respiratory motor recovery after unilateral spinal cord injury: Eliminating crossed phrenic activity decreases tidal volume and increases contralateral respiratory motor output. J Neurosci. 23 (6), 2494-2501 (2003).
  7. Golder, F. J., Reier, P. J., Davenport, P. W., Bolser, D. C. Cervical spinal cord injury alters the pattern of breathing in anesthetized rats. J Appl Physiol. 91 (6), 2451-2458 (2001).
  8. Goshgarian, H. G. The role of cervical afferent nerve fiber inhibition of the crossed phrenic phenomenon. Exp Neurol. 72 (1), 211-225 (1981).
  9. Keomani, E., et al. A murine model of cervical spinal cord injury to study post-lesional respiratory neuroplasticity. J Vis Exp. (87), e51235 (2014).
  10. Miyata, H., Zhan, W. Z., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Myoneural interactions affect diaphragm muscle adaptations to inactivity. J Appl Physiol. 79 (5), 1640-1649 (1995).
  11. Moreno, D. E., Yu, X. J., Goshgarian, H. G. Identification of the axon pathways which mediate functional recovery of a paralyzed hemidiaphragm following spinal cord hemisection in the adult rat. Exp Neurol. 116 (3), 219-228 (1992).
  12. Porter, W. T. The path of the respiratory impulse from the bulb to the phrenic nuclei. J Physiol. 17 (6), 455-485 (1895).
  13. Zhan, W. Z., Miyata, H., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Metabolic and phenotypic adaptations of diaphragm muscle fibers with inactivation. J Appl Physiol. 82 (4), 1145-1153 (1997).
  14. Smith, J. C., Ellenberger, H. H., Ballanyi, K., Richter, D. W., Feldman, J. L. Pre-botzinger complex: A brainstem region that may generate respiratory rhythm in mammals. Science. 254 (5032), 726-729 (1991).
  15. Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis. J Neurotrauma. 23 (7), 1137-1146 (2006).
  16. Warren, P. M., et al. Rapid and robust restoration of breathing long after spinal cord injury. Nat Commun. 9 (1), 4843 (2018).
  17. Fogarty, M. J., Dasgupta, D., Khurram, O. U., Sieck, G. C. Chemogenetic inhibition of TrkB signalling reduces phrenic motor neuron survival and size. Mol Cell Neurosci. 125, 103847 (2023).
  18. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Targeted delivery of TrkB receptor to phrenic motoneurons enhances functional recovery of rhythmic phrenic activity after cervical spinal hemisection. PLoS One. 8 (5), e64755 (2013).
  19. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Localized delivery of brain-derived neurotrophic factor-expressing mesenchymal stem cells enhances functional recovery following cervical spinal cord injury. J Neurotrauma. 32 (3), 185-193 (2015).
  20. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Stowe, J. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. TrkB kinase activity is critical for recovery of respiratory function after cervical spinal cord hemisection. Exp Neurol. 261, 190-195 (2014).
  21. Sieck, G. C., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B. Acute intrathecal BDNF enhances functional recovery after cervical spinal cord injury in rats. J Neurophysiol. 125 (6), 2158-2165 (2021).
  22. Fuller, D. D., Golder, F. J., Olson, E. B., Mitchell, G. S. Recovery of phrenic activity and ventilation after cervical spinal hemisection in rats. J Appl Physiol. 100 (3), 800-806 (2006).
  23. Bezdudnaya, T., Hormigo, K. M., Marchenko, V., Lane, M. A. Spontaneous respiratory plasticity following unilateral high cervical spinal cord injury in behaving rats. Exp Neurol. 305, 56-65 (2018).
  24. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. J Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  25. Cloud, B. A., et al. Hemisection spinal cord injury in rat: The value of intraoperative somatosensory evoked potential monitoring. J Neurosci Methods. 211 (2), 179-184 (2012).
  26. Hurd, C., Weishaupt, N., Fouad, K. Anatomical correlates of recovery in single pellet reaching in spinal cord injured rats. Exp Neurol. 247, 605-614 (2013).
  27. Fouad, K., Hurd, C., Magnuson, D. S. Functional testing in animal models of spinal cord injury: Not as straight forward as one would think. Front Integr Neurosci. 7, 85 (2013).
  28. Fouad, K., Popovich, P. G., Kopp, M. A., Schwab, J. M. The neuroanatomical-functional paradox in spinal cord injury. Nat Rev Neurol. 17 (1), 53-62 (2021).
  29. Fogarty, M. J., et al. Novel regenerative drug, SPG302 promotes functional recovery of diaphragm muscle activity after cervical spinal cord injury. J Physiol. 601 (12), 2513-2532 (2023).
  30. Prakash, Y. S., Miyata, H., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Inactivity-induced remodeling of neuromuscular junctions in rat diaphragmatic muscle. Muscle Nerve. 22 (3), 307-319 (1999).
  31. Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Role of neurotrophins in recovery of phrenic motor function following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169 (2), 218-225 (2009).
  32. Brown, A. D., et al. Mitochondrial adaptations to inactivity in diaphragm muscle fibers. J Appl Physiol. 133 (1), 191-204 (2022).
  33. Rana, S., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Disproportionate loss of excitatory inputs to smaller phrenic motor neurons following cervical spinal hemisection. J Physiol. 598 (20), 4693-4711 (2020).
  34. Mantilla, C. B., Rowley, K. L., Zhan, W. Z., Fahim, M. A., Sieck, G. C. Synaptic vesicle pools at diaphragm neuromuscular junctions vary with motoneuron soma, not axon terminal, inactivity. Neuroscience. 146 (1), 178-189 (2007).
  35. Ford, G. T., Whitelaw, W. A., Rosenal, T. W., Cruse, P. J., Guenter, C. A. Diaphragm function after upper abdominal surgery in humans. Am Rev Respir Dis. 127 (4), 431-436 (1983).
  36. Road, J. D., Burgess, K. R., Whitelaw, W. A., Ford, G. T. Diaphragm function and respiratory response after upper abdominal surgery in dogs. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 57 (2), 576-582 (1984).
  37. Rana, S., Sunshine, M. D., Greer, J. J., Fuller, D. D. Ampakines stimulate diaphragm activity after spinal cord injury. J Neurotrauma. 38 (24), 3467-3482 (2021).
  38. Ghali, M. G., Marchenko, V. Dynamic changes in phrenic motor output following high cervical hemisection in the decerebrate rat. Exp Neurol. 271, 379-389 (2015).
  39. Ditunno, J. F., Little, J. W., Tessler, A., Burns, A. S. Spinal shock revisited: A four-phase model. Spinal Cord. 42 (7), 383-395 (2004).
  40. Khurram, O. U., Gransee, H. M., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Automated evaluation of respiratory signals to provide insight into respiratory drive. Respir Physiol Neurobiol. 300, 103872 (2022).
  41. Khurram, O. U., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Neuromotor control of spontaneous quiet breathing in awake rats evaluated by assessments of diaphragm emg stationarity. J Neurophysiol. 130 (5), 1344-1357 (2023).
  42. Rana, S., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Cervical spinal hemisection alters phrenic motor neuron glutamatergic mRNA receptor expression. Exp Neurol. 353, 114030 (2022).
  43. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Zhan, W. Z., Seven, Y. B., Sieck, G. C. Prolonged c2 spinal hemisection-induced inactivity reduces diaphragm muscle specific force with modest, selective atrophy of type IIx and/or IIb fibers. J Appl Physiol. 114 (3), 380-386 (2013).
  44. Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. (122), e55599 (2017).
  45. Navarrete-Opazo, A., Mitchell, G. S. Recruitment and plasticity in diaphragm, intercostal, and abdominal muscles in unanesthetized rats. J Appl Physiol. 117 (2), 180-188 (2014).
  46. Redfern, M., Hughes, R., Chaffin, D. High-pass filtering to remove electrocardiographic interference from torso emg recordings. Clin Biomech. 8 (1), 44-48 (1993).
  47. Seven, Y. B., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Non-stationarity and power spectral shifts in emg activity reflect motor unit recruitment in rat diaphragm muscle. Respir Physiol Neurobiol. 185 (2), 400-409 (2013).
  48. Christensen, H., Sogaard, K., Jensen, B. R., Finsen, L., Sjogaard, G. Intramuscular and surface emg power spectrum from dynamic and static contractions. J Electromyogr Kinesiol. 5 (1), 27-36 (1995).
  49. Belman, M. J., Sieck, G. C. The ventilatory muscles. Fatigue, endurance and training. Chest. 82 (6), 761-766 (1982).
  50. Belman, M. J., Sieck, G. C., Mazar, A. Aminophylline and its influence on ventilatory endurance in humans. Am Rev Respir Dis. 131 (2), 226-229 (1985).
  51. Levine, S., Gillen, J., Weiser, P., Gillen, M., Kwatny, E. Description and validation of an ecg removal procedure for emgdi power spectrum analysis. J Appl Physiol. 60 (3), 1073-1081 (1986).
  52. Schweitzer, T. W., Fitzgerald, J. W., Bowden, J. A., Lynne-Davies, P. Spectral analysis of human inspiratory diaphragmatic electromyograms. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (1), 152-165 (1979).
  53. Sharp, J. T. The respiratory muscles in emphysema. Clin Chest Med. 4 (3), 421-432 (1983).
  54. Sinderby, C., Spahija, J., Beck, J. Changes in respiratory effort sensation over time are linked to the frequency content of diaphragm electrical activity. Am J Respir Crit Care Med. 163 (4), 905-910 (2001).
  55. Dougherty, B. J., et al. Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 183 (3), 186-192 (2012).
  56. Lane, M. A., et al. Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat. Exp Neurol. 235 (1), 197-210 (2012).
  57. Burns, D. P., Murphy, K. H., Lucking, E. F., O'halloran, K. D. Inspiratory pressure-generating capacity is preserved during ventilatory and non-ventilatory behaviours in young dystrophic mdx mice despite profound diaphragm muscle weakness. J Physiol. 597 (3), 831-848 (2019).
  58. Dow, D. E., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. EMG-based detection of inspiration in the rat diaphragm muscle. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2006, 1204-1207 (2006).
  59. Rana, S., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Diaphragm electromyographic activity following unilateral midcervical contusion injury in rats. J Neurophysiol. 117 (2), 545-555 (2017).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 208 eupneic

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved