JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

סיבוכים נשימתיים הם סיבת המוות המובילה בקרב אנשים עם פגיעה בחוט השדרה הצווארי (cSCI). מודלים של cSCI בבעלי חיים חיוניים להערכות מכניסטיות ולמחקרים פרה-קליניים. כאן, אנו מציגים שיטה ניתנת לשחזור להערכת התאוששות תפקודית של פעילות שריר הסרעפת (DIAm) לאחר חצי עמוד השדרה C2 חד צדדי (C2SH) בחולדות.

Abstract

בעקבות cSCI, הפעלת ה-DIAm יכולה להיות מושפעת בהתאם להיקף הפגיעה. כתב היד הנוכחי מתאר מודל חד צדדישל C2 hemisection (C2SH) של cSCI המשבש את הפעילות האלקטרומיוגרפית (EMG) של דיאפרגמה איפסילטרלית (iDIAm) במהלך נשימה בחולדות. כדי להעריך את התאוששות השליטה במנוע DIAM, יש לקבוע תחילה בבירור את מידת הגירעון עקב C2SH. על ידי אימות אובדן ראשוני מלא של iDIAm EMG במהלך הנשימה, ניתן לסווג את ההתאוששות שלאחר מכן כנעדרת או נוכחת, וניתן להעריך את מידת ההתאוששות באמצעות משרעת EMG. בנוסף, על ידי מדידת היעדרותה המתמשכת של פעילות iDIAm EMG במהלך הנשימה לאחר תקופת ההלם החריף בעמוד השדרה לאחר C2SH, ניתן לאמת את ההצלחה של C2SH הראשוני. מדידת פעילות EMG של דיאפרגמה נגדית (cDIAm) יכולה לספק מידע על ההשפעות המפצות של C2SH, אשר משקף גם גמישות מוחית. יתר על כן, רישומי EMG של DIAm מבעלי חיים ערים יכולים לספק מידע פיזיולוגי חיוני על השליטה המוטורית של ה- DIAm לאחר C2SH. מאמר זה מתאר שיטה למודלC2SH קפדני, ניתן לשחזור ואמין של cSCI בחולדות, המהווה פלטפורמה מצוינת לחקר נוירופלסטיות נשימתית, פעילות cDIAm מפצה ואסטרטגיות טיפוליות ותרופות.

Introduction

ישנם יותר מ -300,000 אנשים עם פגיעה בחוט השדרה (SCI) בארצות הברית, כמחציתם סובלים מפגיעות צוואר הרחם1. פציעות אלה גורמות לאובדן משמעותי של רווחה ומטילות עומס כלכלי על יחידים, משפחותיהם ומערכת הבריאות. למרבה המזל, רוב ה-SCIs אינם שלמים – מה שמספק את הפוטנציאל לחיזוק מסלולים 1 שנחסכו. גמישות מוחית זו עשויה לאפשר התאוששות של לפחות חלק מהתפקודים, כולל פעילות DIAM, החשובה להתנהגויות הנשמה ולא הנשמה. לכן, קידום גמישות מוחית הוא אפיק מחקר מבטיח כדי לעזור לאנשים עם SCI2.

למודלים של מכרסמים של SCI יש פוטנציאל לתרום באופן משמעותי לגילוי טיפולים לשיפור בריאות האדם. אחד המודלים הקלאסיים של SCI המשמש לחקר גמישות מוחית הוא טרנסקציה חד-צדדית (המיסקציה) של חוט השדרה ב-C2 (C2SH), אשר מותירה את הצד הנגדי שלם 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. ההשפעה של C2SH על התפוקה הפרנית והחשיבות של מסלולים נגדיים שנחסכו נחשפה לראשונה לפני יותר ממאה שנה על ידי פורטר12, שמאמרו המכונן הניח את הבסיס למחקרים מודרניים של נוירופלסטיות נשימתית. מודל C2SH קוטע קלטים יורדים מקבוצת הנשימה הגחונית הרוסטרלית (rVRG) במדולה, המכילה נוירונים קדם-מוטוריים האחראים על העברת התפוקה של דור קצב הנשימה14. תאי העצב הקדם-מוטוריים האלה מסוג rVRG גם מעבירים דחף עצבי מעורר לתאי עצב מוטוריים פרניים (איור 1). מספר חוקרים נקטו גישות שונות למודל C2SH 10,11,15,16, מה שעשוי להסביר חלקית חלק מהשונות בהתאוששות בין מחקרים. בקצרה, הגישות משתנות במונחים של חסכון בפוניקולי הגבי, ביצוע המיסקציה מלאה, או ביצוע טרנסקציה חלקית צידית שאינה קוטעת לחלוטין קלט יורד מה- rVRG האיפסילטרלי. באופן כללי, מודלים של C2SH שימושיים במיוחד לחקר נוירופלסטיות נשימתית בשל שיעורי ההתאוששות הספונטנית של פעילות אלקטרומיוגרפית iDIAm (EMG) לאורך זמן, אשר ניתן לשפר על ידי מספר גורמים, כולל איתות נוירוטרופי 17,18,19,20,21. עם זאת, אובדן תפקוד ראשוני - המוגדר כהשתקה של פעילות iDIAm EMG - חייב להיות מוגדר תחילה לפני שניתן יהיה לסווג בבירור את ההתאוששות. תיקוף זה של חוסר פעילות בזמן C2SH לא נעשה במספר מחקרים 3,4,6,7,11,22,23.

הערכות היסטולוגיות של חוט השדרה הנכרת מספקות רק עדות לנזק למיקום המתאים של מסלולים בולבוספינליים מעוררים איפסילטרליים המעצבבים נוירונים מוטוריים פרניים בחוט השדרה, אך היסטולוגיה אינה תחליף לראיות פיזיולוגיות (למשל, DIAm EMG). יתר על כן, הערכות היסטולוגיות מבוצעות ב- ex vivo בנקודות זמן סופניות (לעתים קרובות מספר שבועות עד חודשים לאחר הפציעה)ולכן אינן מספקות מידע "בזמן אמת". חלק מהחוקרים ציינו כי עוצמת הנגע מתייחסת לכמות הגירעון התפקודי או היעדרו 5,24,25,26. חשוב לציין כי תקפותן של טענות כאלה תלויה ככל הנראה באופן שבו מסווגים "פונקציות" (כלומר, מהן המשימות התפקודיות וכיצד מכמתים אותן), והשונות בין מחקרים מדגישה את הקושי לייצר נגעים זהים מבחינה תפקודית בין בעלי חיים. ואכן, החוקרים הדגישו כי הקשר בין מידת הפגיעה לבין תפקוד שרירי הגפיים (שכומת על ידי ציון24 של באסו, ביטי וברסנהאן (BBB) אינו ליניארי27,28. במחקרים קודמים, לא מצאנו קשר בין היקף C2SH לבין מידת ההתאוששות של פעילות iDIAm EMG לאחר פציעה 10,29,30,31, אם כי חוקרים אחרים דיווחו על קשר בין תפקוד ההנשמה לבין מידת החומר הלבן חוסך5. לכן, במקרה של מודל C2SH, גישה לתיקוף תפקודי של חוסר פעילות iDIAm בזמן הניתוח ורצוי בשלב מוקדם של ניסויי פגיעה כרונית בחוט השדרה היא מועילה והכרחית.

המאמר הנוכחי מדגיש את השימוש ב- DIAm EMG לאישור בזמן אמת של האובדן הראשוני של DIAm EMG במהלך הנשימה לאחר C2SH וכן הערכות מאשרות לאחר מכן לאחר 3 ימים (יום 3) לאחר הפציעה 18,21,31,32,33. בעבודה קודמת עם מודל C2SH, בוצעו לפרוטומיות חוזרות ונשנות להקלטת DIAm EMG 10,13,30,34. עם זאת, עבודות עדכניות יותר השתמשו באלקטרודות EMG כרוניות, המאפשרות רישום של EMG בחולדות מורדמות וערות. בנוסף, אלקטרודות כרוניות מפחיתות את הסיכון לדלקת ריאות ואינן דורשות לפרוטומיות חוזרות, מה שעלול לגרום לעיכוב שלDIAm 35,36. למרות שגרסאות של מודל C2SH שימשו חוקרים רבים, אישור להשתקת פעילות iDIAm לא נעשה בזמן הניתוח 3,4,6,7,11,22,23. ללא אישור כזה של חוסר פעילות, קשה לדעת איזה חלק של התאוששות לאחר מכן לייחס את הנוירופלסטיות של מסלולים ipsilateral לעומת contralateral, אשר עשויים להיות השפעות דיפרנציאליות. זהו שיקול חשוב מכיוון שהדחף העצבי השראתי מה-rVRG למוטונוירונים פרניים הוא בעיקר איפסילטרלי, עם אובדן של כ-50% מהקלט הגלוטמטרגי המעורר לנוירונים מוטוריים פרניים לאחר C2SH33. עם זאת, נותרו קלטים מעוררי השראה מה-rVRG הנגדי שיורד מתחת לאתר הנגע כדי לעצב נוירונים מוטוריים פרניים איפסילטרליים וניתן לחזק אותם באמצעות גמישות מוחית כדי לקדם התאוששות תפקודית. על ידי הסרת הקלט המעורר האיפסילטרלי הדומיננטי לנוירונים מוטוריים פרניים, פעילות iDIAm EMG eupneic אובדת (לפחות תחת הרדמה), בעוד הפעילות של cDIAm ממשיכה ואף משופרת. אובדן פעילות iDIAm EMG במהלך הנשימה הוא אפוא מדד להצלחת C2SH (איור 2).

רמה מסוימת של פעילות iDIAm EMG קיימת כבר 1-4 ימים לאחר C2SH בבעלי חיים ערים23,37. בנוסף, בבעלי חיים חסרי מוח, פעילות iDIAm קיימת בתוך דקות עד שעות לאחר חצי צוואר הרחם העליון ומדוכאת על ידי הרדמה38. בנוסף, ההצלחה של C2SH מאומתת על ידי אישור היעדר פעילות iDIAm EMG במהלך נשימה (eupnea) בחולדות מורדמות ביום 3 לאחר הפציעה. מחקרי הדמיה קונפוקלית אישרו את אובדן הקלט הסינפטי הגלוטמטרגי על נוירונים מוטוריים פרניים בשלב ראשוני זה של הפציעה37. ביום 3 לאחר הפציעה, אם יש פעילות שיורית של iDIAm EMG, הדבר מתפרש כראיה להסרה חלקית של כונן השראתי יורד איפסילטרלי מה-rVRG. המאמר הנוכחי מחולק לשלושה חלקים: (1) רישומי EMG כרוניים של DIAm, (2) C2SH ו-(3) קליטת נתוני EMG בבעלי חיים ערים ומורדמים. פרוטוקול זה מתאר מודלC2SH קפדני, ניתן לשחזור ואמין של cSCI בחולדות, שהוא פלטפורמה מצוינת לחקר נוירופלסטיות נשימתית, פעילות cDIAm מפצה ואסטרטגיות טיפוליות ותרופות.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

פרוטוקול זה אושר על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של מאיו קליניק (מספר פרוטוקול: A00003105-17-R23). החיות במחקר הנוכחי היו תערובת של חולדות Sprague-Dawley זכרים ונקבות בני כשלושה חודשים ומשקלם נע בין 200 גרם ל-350 גרם. פרטי הריאגנטים והציוד ששימש במחקר מפורטים בטבלת החומרים.

1. השתלת אלקטרודה

  1. הכנת האלקטרודות
    1. ודא שהציוד שהוזכר זמין: (1) חוט נירוסטה רב גדילי, (2) אזמל עם להב #11, (3) מספריים, 4) מיקרוסקופ דיסקציה, (5) סרגל, (6) מלקחיים, (7) 25 גרם מחטים, (8) 2 צבת (לפחות אחת עם אזור כיווץ).
    2. פרטים על תהליך ייצור האלקטרודות מוצגים באיור 3. חזור על תהליך זה לפחות פעמיים עבור אלקטרודות הקלטה דיפרנציאליות זוגיות.
    3. ראשית, למדוד ולחתוך 18 ס"מ של חוט נירוסטה.
    4. קשרו קשר ידני בסיסי בגובה 4 ס"מ מקצה אחד של החוט, כפי שמוצג באיור 3; זה ישמש כעוגן כאשר הצד הקצר של החוט מושתל ונתפר לתוך DIAm.
    5. בעזרת אזמל והיקף דיסקציה כירורגי, הפשיטו בזהירות 2 מ"מ בידוד צמוד לקשר בצד הקצר יותר של החוט. היזהר מאוד לא לחתוך קווצות של חוט multistranded.
      הערה: חלק לא מבודד זה משמש כמשטח המוליך של האלקטרודה. בדרך כלל, איכות האות מתחילה להיפגע אם שלושה גדילים או יותר נחתכים בשוגג, ואם כן, האלקטרודה מוחלפת.
    6. לאחר מכן, רצו ~ 5 מ"מ מקצה הצד הקצר של החוט, אשר מוכנס לאחר מכן לתוך לומן של מחט 25 G כדי ליצור כלי דמוי חוט תפר שישמש להשתלת האלקטרודה לתוך DIAm.
      הערה: ניתן להשתמש גם במחטי מד גבוהות יותר (למשל, עד 28 גרם) בהתאם להעדפה אישית. בשל הקוטר הדק יותר של מחטים בעלות מד גבוה יותר, הסיכון לדלקת ריאות עשוי להיות מופחת. עם זאת, זה עשוי להיות גם קשה יותר להכניס את החוטים multistranded לתוך לומן קטן יותר של המחט.
    7. כדי להשיג זאת, הסר מחט 25 גרם מאריזתה, ובאמצעות שתי הצבת, כופף בזהירות את המחט ב~ 1 ס"מ מהקצה המשופע החד מצד לצד עד שהיא נשברת.
      הערה: אין למהר בתהליך זה; אחרת, כוחות הגזירה יכולים לגרום לומן של המחט להיסגר, מה שמחייב את התהליך לחזור על עצמו.
    8. הכנס את הקצה המופשט של החוט לתוך לומן של המחט השבורה 1 ס"מ, להבטיח כי המחט מונחת מיד בסמוך לחלק המבודד הנותר של החוט.
    9. כדי לוודא שאין חלק לא מבודד בין המחט לבין הצד הקצר הנותר של החוט, כווצו את המחט כדי לחבר אותה לחוט.
    10. לאחר מכן, השתמש בשתי הצבת כדי לכופף בזהירות את המחט המחוברת כדי לתת לה עקמומיות דומה לזו של מחט תפירה כירורגית סטנדרטית.
    11. לבסוף, הפשיטו ~5 מ"מ מקצה הצד הארוך של החוט (איור 3). לאחר תפירת האלקטרודות לתוך ה-DIAm, הצד הארוך של החוט ינותב לגישה חיצונית כדי לאפשר הקלטות EMG של DIAm.
    12. חזור על התהליך כדי ליצור אלקטרודה שנייה להקלטות דיפרנציאליות.
  2. מיקום אלקטרודות EMG בסרעפת
    1. לפני הניתוח, לעקר או autoclave כל ציוד כירורגי, כולל (1) קוצץ שיער בעלי חיים קטנים, (2) אזמל עם להב #11, (3) מספריים כירורגיים, (4) מלקחיים, ו (5) מחזיק מיקרו מחט.
    2. רכשו כלוב נקי וספקו מזון, מים, מצעים והעשרה סביבתית. מניחים בצד על כרית חימום. כלוב זה ישמש למגורי בעל החיים לאחר הניתוח.
    3. יש לעקר את שדה הניתוח בחומר חיטוי מתאים וללבוש ציוד מגן אישי (קרצוף, כובעים, מסכה וכפפות כירורגיות). מניחים את האלקטרודות שהוכנו בעבר בבריכה של 70% אלכוהול איזופרופיל.
    4. הניחו כרית חימום באזור הניתוח כדי לשמור על חום הגוף של החולדה במהלך ההרדמה והניתוח. כסו את כרית החימום במגבת כירורגית מעוקרת.
    5. שקלו את החולדה וחשבו את מינון ההרדמה המתאים בהתבסס על הנחיות מוסדיות לטיפול ושימוש בבעלי חיים.
    6. יש להרדים את החולדה באמצעות הזרקה תוך-שרירית של קטמין (80 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (10 מ"ג/ק"ג) או חומר הרדמה מתאים אחר (בהתאם לפרוטוקולים שאושרו במוסד). יש להזריק בופרנורפין בשחרור מורחב (1 מ"ג/ק"ג) וקרפרופן (5 מ"ג/ק"ג) לפני הניתוח. המשך ברגע שהחיה כבר לא מגיבה לצביטת בוהן.
    7. השתמשו בקוצצים כדי לגלח את החולדה מתהליך הקסיפואיד עד בערך באמצע הדרך לגפיים האחוריות. כמו כן, גלחו את גב החולדה במקום שבו אלקטרודות יוחצנו מעבר להישג ידה של החיה (בדרך כלל סביב השכמות). נקו את עודפי השיער בעזרת חתיכת גזה.
    8. הכינו את העור לחתך על ידי ניקויו בגזה סטרילית טבולה בגלוקונאט כלורוהקסידין (4% משקל לפי נפח).
    9. הניחו את בעל החיים במצב שכיבה על כרית החימום המעוקרת. החל מתהליך הקסיפואיד, השתמש באזמל ובלהב #11 נקי כדי לבצע חתך רוסטרוקאודלי של 4-5 ס"מ. זה אמור לחשוף את שכבות שרירי הבטן הבסיסיות.
    10. בצע חתך נוסף (3-4 ס"מ) לאורך קו האמצע בשכבות השרירים כדי לחשוף את תוכן הבטן. היזהר לא לחתוך דרך לתוך איברי הבטן.
    11. ודא כי פני השטח הבטניים (כלומר, נחותים) של DIAm גלוי, למרות הצד הימני של החיה יהיה מוסתר על ידי הכבד.
    12. באמצעות ידית אזמל או מכשיר קהה אחר, לדחוף למטה את הכבד ואיברים אחרים כדי לחשוף את הצד הבטני של DIAm.
    13. הכן את האלקטרודה לשימוש על ידי הוצאתה מבריכת אלכוהול איזופרופיל ושטיפתה במי מלח סטריליים. לאחר מכן, באמצעות מחזיק מיקרו-מחט, לכוון את אחת האלקטרודות שהוכנו בעבר בניצב לסיבי שריר באזור אמצע קוסטלי של DIAm. סיבי שריר מפוזרים רדיאלית על פני DIAm.
      הערה: הקוטר דק (~2 מ"מ) ואין לנקב אותו. במקום זאת, המטרה היא להטמיע את החלק הלא מבודד של חוט האלקטרודה (איור 3) בתוך ה-DIAm.
    14. השתמש במיקרוסקופ הכירורגי כדי להחדיר בזהירות את חוט תפר האלקטרודה (קצה המחט) לתוך ה- DIAm. אפשר לעקמומיות המחט להנחות את האלקטרודה לתוך משטח הבטן של ה- DIAM ולאחר מכן החוצה ממנו, וודא שכל החלק הלא מבודד של החוט יוטמע במלואו בשריר.
    15. משכו בזהירות את המחט עד שהקשר בחוט יעגן את עצמו בקוטר. ודא שהחלק הלא מבודד (2 מ"מ) של חוט האלקטרודה נמצא לחלוטין בתוך ה- DIAm, עם קשר בנקודה שבה המחט נכנסה לראשונה ל- DIAm.
    16. לאחר מכן, לחתוך את המחט מן חוט האלקטרודה להיפטר ממנו במיכל חדים.
    17. באמצעות שתי מלקחיות, קושרים קשר בנקודה בה מחט התפר (3-0) יצאה מהקוטר. כדי לעשות זאת, לקשור לולאה בצד הקצר של החוט, להחליק את הלולאה למטה אל משטח הבטן של DIAm, בזהירות להדק את הלולאה לתוך קשר. האלקטרודה (חלק לא מבודד) צריכה להיות מעוגנת כעת הן בנקודת הכניסה והן בנקודת היציאה שלה.
    18. חותכים את החלק העודף של הצד הקצר יותר של החוט.
    19. בצע את השלבים 1.2.14-1.2.18 כדי לתפור אלקטרודה אחרת באותו צד של הקוטר, ~ 3 מ"מ מהראשון.
    20. בצע השתלת זוג אלקטרודות בהמידיאפרגמה הנגדית באותו אופן.
    21. לאחר מכן, יש לוודא שהצד הארוך יותר של חוטי האלקטרודה נמצא כולו מחוץ לחלל הבטן ולהתחיל לתפור (3-0) את שכבות השריר כדי לסגור את הבטן. עבור כל זוג אלקטרודות, לעשות לולאה לעגן אותו.
      הערה: ודא כי 2-3 ס"מ של חוט נשאר בתוך חלל הבטן כדי לאפשר לחולדה להימתח מבלי לגרום למתח על DIAm.
    22. נקו את עודפי הדם עם מי מלח ולאחר מכן תפרו (3-0) את שכבת השריר בתבנית רציפה כדי לסגור את הצפק.
    23. העלו קטטר 16G מהעור הגבי המדיאלי של החולדה אל עור הבטן הפתוח ומשכו זוג חוטי אלקטרודות אל גב החולדה.
    24. חזור על התהליך עם קטטר שני בצד השני ומשוך את זוג חוטי האלקטרודה השני דרכו.
    25. תפרו את עור הבטן בתפר 3-0 בתבנית תפר קטוע.
    26. לאחר מכן, עבור כל זוג, לקשור את חוטי האלקטרודה לתוך קשר ולתפור אותם במקום.
    27. לספק את החיה עם הזרקת מלח תת עורית (~ 1 מ"ל לכל 50 גרם של מסת החי). שים את החיה בכלוב נקי מעל כרית חימום כדי להתאושש.
      הערה: לפרוטומיה עלולה לגרום לעיכוב פעילותDIAm 35,36. יש להמתין לפחות 72 שעות לפני ניתוח כמותי של מדידות EMG כלשהן.

2. המיסקציה בעמוד השדרה הצווארי

  1. הכינו את אזור הניתוח הסטרילי כמו קודם.
  2. לפני הניתוח, autoclave או לעקר את כל ציוד כירורגי. ציוד נדרש: (1) קוצצי שיער של בעלי חיים קטנים, (2) אזמל עם להב #11, (3) מספריים כירורגיים, (4) מלקחיים, (5) רונגורים, (6) שולפים, (7) סכין ניתוח זוויתית.
  3. כ-72 שעות לאחר השתלת אלקטרודת DIAm EMG, יש לשקול את החולדה ולחשב את מינון ההרדמה המתאים בהתבסס על הנחיות מוסדיות לטיפול ושימוש בבעלי חיים.
  4. לפני הרדמת החולדה, הכניסו את החולדה לכלוב בסגנון באומן, ורשמו EMG DIAm דו-צדדי כמתואר בשלב 3.2.
  5. יש להרדים את החולדה באמצעות הזרקה תוך-צפקית של קטמין (80 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (10 מ"ג/ק"ג) או חומר הרדמה מתאים אחר בהתאם לפרוטוקול הוועדה המוסדית המקומית לטיפול ושימוש בבעלי חיים. יש להזריק קדם-ניתוחית בופרנורפין בשחרור מורחב (1 מ"ג/ק"ג) באופן תת-עורי וקרפרופן (5 מ"ג/ק"ג) באופן תוך-צפקי.
  6. המשך ברגע שהחיה כבר לא מגיבה לצביטת בוהן. בדוק את עומק ההרדמה עם צביטת בוהן בערך כל 15 דקות.
  7. לפני תחילת הניתוח, הניחו את החולדה במצב נוטה ורשמו EMG בחולדה המורדמת כמתואר בשלב 3.3.
    הערה: ודאו שכל ההקלטות מבוצעות עם החולדה באותה תנוחה.
  8. יש לגלח את השיער מהצוואר בערך בגובה האוזן ועד עצם השכמה ולהסיר אותו עם גזה רטובה.
  9. נקו את העור עם כלורוהקסידין גלוקונאט (4% משקל לפי נפח) וכסו את בעל החיים בכיסויים כירורגיים סטריליים (למעט הדורסום העליון).
  10. בעזרת אזמל, לבצע חתך rostro-caudal 4 ס"מ. הסירו את העור וחתכו את שריר האקרומיוטרפזיוס. לאחר מכן לנתח את שריר rhomboid כדי לחשוף את שרירי עמוד השדרה.
    הערה: האקרומיוטרפזיוס הוא שריר הטרפז האמצעי, וסיבי השריר שלו פועלים בערך במקביל לעמוד השדרה. שריר הרומבואיד חשוף במישור שמתחת לאקרומיוטרפזיוס וסיבי השריר שלו פועלים באלכסון.
  11. הסירו את שרירי עמוד השדרה מ-C1 ל-C3.
    הערה: שרירי עמוד השדרה פועלים בסמוך לעמוד השדרה.
  12. בזהירות לבצע laminectomy ב C2 באמצעות rongeur תוך הסתכלות דרך מיקרוסקופ כירורגי כדי להבטיח כי לא עורקים ראשיים או עצבים ניזוקו.
  13. חותכים ומחזירים את הדורה מאטר ב-C2.
  14. חבר חוטי אלקטרודה חשופים מגבה של החולדה למגבר תוך ביצוע המיסקציה בעמוד השדרה. עיין בשלב 3 לקבלת פרטים נוספים.
  15. תוך כדי ניטור DIAm EMG, הכניסו את סכין החיתוך הזוויתית ממש מתחת לנקודה שבה השורש הגבי נכנס לחוט השדרה ולחלק עד לנקודת האמצע של משטח הגחון באופן שמוצג באיור 2A.
    הערה: אם אתה משתמש בכרית חום אלקטרונית, ייתכן שיהיה צורך לכבות אותה בעת ניטור EMG כדי למנוע רעש.
  16. תוך שניות לאחר חתך זה, ודא שפעילות ה- EMG של DIAm eupneic המלווה את הפציעה נפסקת וניכרת עלייה מפצה בפעילות ה- cDIAm EMG (איור 2C).
  17. אם פעילות eDIAm EMG נמשכת, בצעו חתך נוסף עם סכין הניתוח, כפי שמודגש באיור 2C. עם זאת, אין לחתוך את קו האמצע; חיתוך לצד הנגדי יוביל קרוב לוודאי למוות של החיה.
  18. תפרו את השרירים ולאחר מכן את העור בתפרים סטריליים (3-0).
  19. כדי לשמור על הידרציה, תת עורית להזריק 1 מ"ל של מלוחים לכל 50 גרם של מסת בעלי חיים ומניחים את החיה בכלוב נקי עם כרית חימום להתאוששות. עקוב אחר בעל החיים בזמן שהוא מתאושש מהניתוח.
  20. כ-72 שעות לאחר מכן (יום 3 לאחר C2SH), רשמו את פעילות ה-EMG בחולדות ערות בהתאם לשלב 3.2 של הפרוטוקול. היזהרו שלא לפגוע בתפרים בגב החולדה.
  21. לאחר מכן, הרדימו את החולדה פעם נוספת (בהתאם לפרוטוקולים שאושרו במוסד), תוך שימוש במינון קל יותר של חומר הרדמה מהנדרש במטוס כירורגי (בין 1/3 ל-1/2 מהמינון הרגיל). ניתן לתת מנות נוספות כל עוד החולדות מציגות רפלקס קרנית שלם ומגיבות לצביטה בבוהן.
  22. עקוב אחר פעילות DIAm EMG לאחר שלב 3 של הפרוטוקול.
    הערה: מקם את החולדה באותו מיקום כמו זה המשמש להערכה הראשונית של פעילות iDIAm EMG.
  23. אם פעילות eDIAm EMG (כלומר, פעילות בפאזה עם פעילות cDIAm EMG השראתי) נעדרת ביום 3, יש להסיק כי C2SH הראשוני היה מוצלח ולכלול את אותו בעל חיים לניתוחים נוספים.

3. איסוף וניתוח נתונים

  1. הגדרות כלליות וחילוץ נתונים
    1. הגדר מסנני פס פס של קדם-המגבר ל- 100 הרץ (מעבר גבוה) ו- 1000 הרץ (מעבר נמוך).
      הערה: הגדרות מסנן אלה מבטלות תוצרי תנועה, ומפחיתות במידה ניכרת רעש של 60 הרץ וזיהום אק"ג (בעל עוצמת שיא של ~75 הרץ) תוך שמירה על הרוב המכריע של תכולת התדר של אות ה- EMG התוך שרירי DIAm. בהתבסס על תיאוריית נייקוויסט, דיגיטציה בתדירות דגימה של 2000 הרץ כדי למנוע החלקה ולאפשר רזולוציה נאותה לציין את פעילות היחידה המוטורית במתחם EMG. בעת ביצוע ניתוחי תוכן תדרים מיוחדים של תחום התדרים מתחת ל-100 הרץ, חשוב להגדיר את הגדרות מסנן קדם-המגבר כדי להבטיח שהתדרים המעניינים אינם מסוננים.
    2. נטר שני ערוצים (EMG של חצי הסרעפת השמאלית והימנית) בתוכנת הדמיה במחשב ושמור את הנתונים בפורמט מתאים לניתוחים נוספים.
    3. אסוף לפחות 1-2 דקות של הקלטות אופניות כדי לקבל מספיק נתונים לניתוחים.
    4. ודא שהנתונים נאספים בשלוש נקודות זמן או יותר:
      1. לפני C2SH, לבסס רישום eupneic בסיסי בתנאי ערות והרדמה.
      2. במהלך ניתוח C2SH לביסוס השתקה של פעילות iDIAm EMG במצבים מורדמים.
      3. ביום 3 לאחר C2SH כדי לאשר כי היעדר פעילות eDIAm EMG eupneic נמשך ולבסס נקודה ראשונית של מידת הגירעון בבעלי חיים ערים שאינו מושפע מהלם בעמוד השדרה 2,39 או מתן של תרופות מדכאות נשימה כמו buprenorphine.
    5. נתח את הקלטות DIAm EMG באמצעות כל תוכנה המאפשרת לבצע חישובים על אותות דיגיטליים (למשל, Matlab, Python, R). התהליך הבסיסי הוא כדלקמן:
      1. טען את קבצי ה- EMG הגולמיים. בהתאם להגדרות הסינון, ייתכן שיהיה צורך לקחת בחשבון היסט DC באות.
        הערה: תיקון קל הוא להחסיר את הממוצע של אות EMG גולמי מעצמו.
      2. חשב את ריבוע ממוצע השורש של אות EMG עם חלון נע של 50 ms. ניתן לעשות זאת על ידי הזזת חלון חישוב של 50 אלפיות השנייה קדימה בנקודת דגימה אחת בכל פעם עד להגעה לסוף האות.
        הערה: ניתוחים של אירועי DIAm EMG בודדים מספקים את הכוח הסטטיסטי הרב ביותר ומאפשרים קיבוץ של פעילות אופנית ולא אופנית. לפיכך, זיהוי של התחלה וקיזוז של נשימות בודדות ב- EMG DIAm הוא בעל חשיבות עליונה, כפי שהודגש בדו"ח קודם40.
    6. בצע סינון של פעילות אאופנית על ידי הדמיה של ההיסטוגרמות של קצב הנשימה המיידי ומשך הפרץ, כפי שמוצג בדוח קודם41.
  2. הקלטות ערות.
    1. בצעו הקלטות ערות על ידי הנחת חולדות בכלוב מכרסמים בסגנון באומן. כלוב גלילי בסגנון באומן יכול להכיל חולדות בוגרות עד 750 גרם.
    2. שחררו את מוטות המתכת בצד אחד של הכלוב בסגנון באומן ושידלו בעדינות את החולדה פנימה. הבריגו מוטות מתכת בחזרה, ולוכדים את החולדה בכלוב הגלילי.
      הערה: הכניסו את החולדות לכלוב למשך 30 דקות לפחות לפני שהמשיכו בהקלטה. במידת האפשר, עדיף להרגיל חולדות לכלוב בסגנון באומן במשך מספר ימים לפני כל מדידה. מומלץ לספק פינוקים בזמן שהחולדות נמצאות בכלוב בשלב ההתאקלמות הזה.
    3. כדי למזער גירויים חזותיים חיצוניים, השתמשו במגבת נייר או בחפץ דומה כדי ליצור אוהל סביב חזית הכלוב שבו נמצא ראש החולדה. בנוסף, צמצמו רעשים חזקים והבטיחו את הנוחות הפיזית של החולדה בכל נקודה.
      הערה: סימנים ברורים של אי נוחות כוללים עצבנות, נשימה מהירה ומאבק נגד הכלוב. אם אחד מהסימנים הללו נצפה, ייתכן שיהיה צורך להחזיר את החולדה לכלוב הביתי ולנסות להקליט כאשר החולדה רגועה יותר.
    4. עבור חולדות קטנות יותר (<300 גרם), הכניסו חומרי מילוי (למשל, מגבת נייר, כדורי צמר גפן) לחללים נוספים בכלוב כדי להרתיע את החולדה מלהסתובב ב-180 מעלות.
    5. לאחר התאקלמות החולדה, חברו בזהירות את החוטים היוצאים מגבי החולדה לקדם-מגבר, המזין את האותות האנלוגיים לממיר אנלוגי-לדיגיטלי, ועקבו אחר ההליכים המתוארים בשלב 3.1.
  3. הקלטות מורדמות
    1. הניחו חולדות באותה תנוחה בכל פעם, רצוי שנוטות לחקות יותר את תנוחת החולדה הערה.
    2. חבר את החוטים היוצאים מדורסום החולדה לקדם-מגבר, המזין את האותות האנלוגיים לממיר אנלוגי-לדיגיטלי, ופעל לפי ההליכים המתוארים בשלב 3.1.
  4. שיקום בעלי חיים
    1. הניחו חולדות בתוך כלוב חולדות ריק ונקי ללא מצעים להתאוששות.
    2. הניחו את הכלוב על כרית חימום.
    3. עקבו אחר החולדה בפרקי זמן קבועים (<15 דקות) במשך 3 השעות הראשונות או עד שהחולדה מתחילה לנוע. יש לפקח במרווחי זמן פחות קבועים (30 דקות) עד שבעל החיים יהיה ער שוב.
    4. לאחר שהחולדות אמבולטוריות, הניחו אותן בכלוב נקי עם מצעים, גישה למזון ומים והעשרה סביבתית.
    5. המשיכו לעקוב אחר החולדה לפחות פעם ביום לאורך כל מהלך הניסוי. שימו לב במיוחד לשינויים במשקל/יכולת ההזנה וכן לתקינות אתרי החתכים והתפרים.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

הגישה המוצגת במאמר זה ממזערת את השונות הבין-אופרטורית על ידי קביעת קריטריונים ברורים להערכת EMG DIAm במודל חולדה של C2SH. ראשית, יש לראות את הפסקת פעילות iDIAm EMG מיד לאחר C2SH, כפי שמוצג באיור 2. אם לא, ניתן לבצע טרנסקציה משנית עד להיעלמות פעילות iDIAm eupneic. שנית, ביום 3 לאחר C

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

C2 המיסקציה בעמוד השדרה
ההליך המתואר במאמר זה מדגיש הערכות של פעילות DIAm EMG המשמשות כתיקוף של נגע בעמוד השדרה C2 אשר חוצה את הפוניקולי הצידי והגחוני תוך חסכון בפוניקולי הגבי (איור 2A). לגישה הניתוחית המוצעת שני יתרונות עיקריים. ראשית, הוא חוסך את הפוניקול?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

למחברים אין ניגודי עניינים להצהיר.

Acknowledgements

המחברים מכירים במקור המימון של ה-NIH (NIH R01HL146114).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
25 G NeedleCardinal Health1188825100Covidien Monoject Hypdermic Standard Needles: 25 G x 1" (0.508 mm x 2.5 cm) A
3-0 Vicryl Violet BraidedEthiconJ774D3-0 Suture
Adson-Brown ForcepsFine Science Tools11627-12Tip Shape: Straight, Tips: Shark Teeth, Tip Width: 1.4mm, Tip Dimensions: 2 x 1.4 m, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12 cm
Bowman Style CageBraintree ScientificPOR-530Weight range: 250 up to 750 g; Maximum length: 9" (228 mm); Basic unit is constructed of .5" (123 mm) jeweled acrylic.
Castroviejo Needle HolderFine Science Tools12565-14Tip Shape: Straight, Tip Width: 1.5 mm, Clamping Length: 10 mm, Lock: Yes, Scissors: No, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14 cm, Serrated:
Yes, Feature: Tungsten Carbide
Clip Lead 1m TP ShieldedBiopac Systems, IncLEAD110SShielded lead wires for EMG
Data Acquisition SoftwareLabChartLabChart 7.3.8Data recording, visualization, and analysis software for multi-channel recordings and real-time assessments
Data Analysis Software - Matlab 2023bMathworks, Inc.Version 23.2General purpose programming language for post hoc analysis
Dissecting KnifeFine Science Tools10056-12Cutting Edge: 4 mm, Thickness: 0.5 mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12.5 cm, Blade Shape: Angled 30°
Dumont #3 ForcepsFine Science Tools11293-00Style: #3, Tip Shape: Straight, Tips: Standard, Tip Dimensions: 0.17 x 0.1 mm, Length: 12 cm, Alloy / Material: Dumostar
Electromyogram AmplifierBiopac Systems, IncEMG100CEMG amplifier
Friedman RongeurFine Science Tools16000-14Tip Shape: Curved, Cup Size: 2.5mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 13cm, Joint Action: Single
Friedman-Pearson RongeursFine Science Tools16021-14Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14cm, Joint Action: Single, Cup Size: 1mm, Tip Shape: Curved
Isolated Power Supply ModuleBiopac Systems, IncIPS100COperates 100-series amplifier modules indepdent of the Biopac Systems, Inc.'s MP series Data Acquisition System
Kelly HemostatsFine Science Tools13019-14Tips: Serrated, Tip Width: 1.5mm, Clamping Length: 22mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14cm, Tip Shape: Curved
Knife CuretteV. MuellerVM101-4414Tip: Sharp, Tip Diameter: 2 mm
Micro Dissecting ScissorsBiomedical Research Instruments, Inc.11-2420Length: 4", Angle: Straight, Blade Length: 23 mm
Multistranded stainless steel wireCooner Wire, Inc.AS 631AWG 40; Overall diameter: 0.011 mm (with insulation), 0.008 mm (without insulation).
PowerLab 8/35ADInstrumentsPL3508Data acquisition system
Scalpel Blade #11Fine Science Tools10011-00Blade Shape: Angled, Cutting Edge: 20 mm, Thickness: 0.4 mm, Alloy / Material: Carbon Steel
Scalpel Handle #3Fine Science Tools10003-12Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12 cm
Sprague Dawley RatInotivOrder code: 002Sprague Dawley outbred rats (female and male)
Surgical MicroscopeOlympusSZ61Surgical microscope 
Suture Cutting ScissorsGeorge Tiemann & Co.110-1250SBAlloy / Material: Stainless Steel, Tip Shape: Straight, Tips: Sharp/Blunt, Length: 4.5"
Vannas Spring ScissorsFine Science Tools15000-08Tips: Sharp, Cutting Edge: 2.5 mm, Tip Diameter: 0.05 mm, Length: 8 cm, Alloy / Material: Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight
Weitlaner RetractorCodman50-5647Prongs: 2 x 3 Blunt, Length: 4.5"

References

  1. Center, N. S. C. I. S. Spinal cord injury model systems 2022 annual report - complete public version. Center, N. S. C. I. S. , University of Alabama at Birmingham. (2023).
  2. Punjani, N., Deska-Gauthier, D., Hachem, L. D., Abramian, M., Fehlings, M. G. Neuroplasticity and regeneration after spinal cord injury. N Am Spine Soc J. 15, 100235(2023).
  3. El-Bohy, A. A., Goshgarian, H. G. The use of single phrenic axon recordings to assess diaphragm recovery after cervical spinal cord injury. Exp Neurol. 156 (1), 172-179 (1999).
  4. Fuller, D. D., et al. Modest spontaneous recovery of ventilation following chronic high cervical hemisection in rats. Exp Neurol. 211 (1), 97-106 (2008).
  5. Fuller, D. D., et al. Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery. Respir Physiol Neurobiol. 165 (2-3), 245-253 (2009).
  6. Golder, F. J., et al. Respiratory motor recovery after unilateral spinal cord injury: Eliminating crossed phrenic activity decreases tidal volume and increases contralateral respiratory motor output. J Neurosci. 23 (6), 2494-2501 (2003).
  7. Golder, F. J., Reier, P. J., Davenport, P. W., Bolser, D. C. Cervical spinal cord injury alters the pattern of breathing in anesthetized rats. J Appl Physiol. 91 (6), 2451-2458 (2001).
  8. Goshgarian, H. G. The role of cervical afferent nerve fiber inhibition of the crossed phrenic phenomenon. Exp Neurol. 72 (1), 211-225 (1981).
  9. Keomani, E., et al. A murine model of cervical spinal cord injury to study post-lesional respiratory neuroplasticity. J Vis Exp. (87), e51235(2014).
  10. Miyata, H., Zhan, W. Z., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Myoneural interactions affect diaphragm muscle adaptations to inactivity. J Appl Physiol. 79 (5), 1640-1649 (1995).
  11. Moreno, D. E., Yu, X. J., Goshgarian, H. G. Identification of the axon pathways which mediate functional recovery of a paralyzed hemidiaphragm following spinal cord hemisection in the adult rat. Exp Neurol. 116 (3), 219-228 (1992).
  12. Porter, W. T. The path of the respiratory impulse from the bulb to the phrenic nuclei. J Physiol. 17 (6), 455-485 (1895).
  13. Zhan, W. Z., Miyata, H., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Metabolic and phenotypic adaptations of diaphragm muscle fibers with inactivation. J Appl Physiol. 82 (4), 1145-1153 (1997).
  14. Smith, J. C., Ellenberger, H. H., Ballanyi, K., Richter, D. W., Feldman, J. L. Pre-botzinger complex: A brainstem region that may generate respiratory rhythm in mammals. Science. 254 (5032), 726-729 (1991).
  15. Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis. J Neurotrauma. 23 (7), 1137-1146 (2006).
  16. Warren, P. M., et al. Rapid and robust restoration of breathing long after spinal cord injury. Nat Commun. 9 (1), 4843(2018).
  17. Fogarty, M. J., Dasgupta, D., Khurram, O. U., Sieck, G. C. Chemogenetic inhibition of TrkB signalling reduces phrenic motor neuron survival and size. Mol Cell Neurosci. 125, 103847(2023).
  18. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Targeted delivery of TrkB receptor to phrenic motoneurons enhances functional recovery of rhythmic phrenic activity after cervical spinal hemisection. PLoS One. 8 (5), e64755(2013).
  19. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Localized delivery of brain-derived neurotrophic factor-expressing mesenchymal stem cells enhances functional recovery following cervical spinal cord injury. J Neurotrauma. 32 (3), 185-193 (2015).
  20. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Stowe, J. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. TrkB kinase activity is critical for recovery of respiratory function after cervical spinal cord hemisection. Exp Neurol. 261, 190-195 (2014).
  21. Sieck, G. C., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B. Acute intrathecal BDNF enhances functional recovery after cervical spinal cord injury in rats. J Neurophysiol. 125 (6), 2158-2165 (2021).
  22. Fuller, D. D., Golder, F. J., Olson, E. B., Mitchell, G. S. Recovery of phrenic activity and ventilation after cervical spinal hemisection in rats. J Appl Physiol. 100 (3), 800-806 (2006).
  23. Bezdudnaya, T., Hormigo, K. M., Marchenko, V., Lane, M. A. Spontaneous respiratory plasticity following unilateral high cervical spinal cord injury in behaving rats. Exp Neurol. 305, 56-65 (2018).
  24. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. J Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  25. Cloud, B. A., et al. Hemisection spinal cord injury in rat: The value of intraoperative somatosensory evoked potential monitoring. J Neurosci Methods. 211 (2), 179-184 (2012).
  26. Hurd, C., Weishaupt, N., Fouad, K. Anatomical correlates of recovery in single pellet reaching in spinal cord injured rats. Exp Neurol. 247, 605-614 (2013).
  27. Fouad, K., Hurd, C., Magnuson, D. S. Functional testing in animal models of spinal cord injury: Not as straight forward as one would think. Front Integr Neurosci. 7, 85(2013).
  28. Fouad, K., Popovich, P. G., Kopp, M. A., Schwab, J. M. The neuroanatomical-functional paradox in spinal cord injury. Nat Rev Neurol. 17 (1), 53-62 (2021).
  29. Fogarty, M. J., et al. Novel regenerative drug, SPG302 promotes functional recovery of diaphragm muscle activity after cervical spinal cord injury. J Physiol. 601 (12), 2513-2532 (2023).
  30. Prakash, Y. S., Miyata, H., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Inactivity-induced remodeling of neuromuscular junctions in rat diaphragmatic muscle. Muscle Nerve. 22 (3), 307-319 (1999).
  31. Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Role of neurotrophins in recovery of phrenic motor function following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169 (2), 218-225 (2009).
  32. Brown, A. D., et al. Mitochondrial adaptations to inactivity in diaphragm muscle fibers. J Appl Physiol. 133 (1), 191-204 (2022).
  33. Rana, S., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Disproportionate loss of excitatory inputs to smaller phrenic motor neurons following cervical spinal hemisection. J Physiol. 598 (20), 4693-4711 (2020).
  34. Mantilla, C. B., Rowley, K. L., Zhan, W. Z., Fahim, M. A., Sieck, G. C. Synaptic vesicle pools at diaphragm neuromuscular junctions vary with motoneuron soma, not axon terminal, inactivity. Neuroscience. 146 (1), 178-189 (2007).
  35. Ford, G. T., Whitelaw, W. A., Rosenal, T. W., Cruse, P. J., Guenter, C. A. Diaphragm function after upper abdominal surgery in humans. Am Rev Respir Dis. 127 (4), 431-436 (1983).
  36. Road, J. D., Burgess, K. R., Whitelaw, W. A., Ford, G. T. Diaphragm function and respiratory response after upper abdominal surgery in dogs. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 57 (2), 576-582 (1984).
  37. Rana, S., Sunshine, M. D., Greer, J. J., Fuller, D. D. Ampakines stimulate diaphragm activity after spinal cord injury. J Neurotrauma. 38 (24), 3467-3482 (2021).
  38. Ghali, M. G., Marchenko, V. Dynamic changes in phrenic motor output following high cervical hemisection in the decerebrate rat. Exp Neurol. 271, 379-389 (2015).
  39. Ditunno, J. F., Little, J. W., Tessler, A., Burns, A. S. Spinal shock revisited: A four-phase model. Spinal Cord. 42 (7), 383-395 (2004).
  40. Khurram, O. U., Gransee, H. M., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Automated evaluation of respiratory signals to provide insight into respiratory drive. Respir Physiol Neurobiol. 300, 103872(2022).
  41. Khurram, O. U., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Neuromotor control of spontaneous quiet breathing in awake rats evaluated by assessments of diaphragm emg stationarity. J Neurophysiol. 130 (5), 1344-1357 (2023).
  42. Rana, S., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Cervical spinal hemisection alters phrenic motor neuron glutamatergic mRNA receptor expression. Exp Neurol. 353, 114030(2022).
  43. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Zhan, W. Z., Seven, Y. B., Sieck, G. C. Prolonged c2 spinal hemisection-induced inactivity reduces diaphragm muscle specific force with modest, selective atrophy of type IIx and/or IIb fibers. J Appl Physiol. 114 (3), 380-386 (2013).
  44. Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. (122), e55599(2017).
  45. Navarrete-Opazo, A., Mitchell, G. S. Recruitment and plasticity in diaphragm, intercostal, and abdominal muscles in unanesthetized rats. J Appl Physiol. 117 (2), 180-188 (2014).
  46. Redfern, M., Hughes, R., Chaffin, D. High-pass filtering to remove electrocardiographic interference from torso emg recordings. Clin Biomech. 8 (1), Bristol, Avon. 44-48 (1993).
  47. Seven, Y. B., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Non-stationarity and power spectral shifts in emg activity reflect motor unit recruitment in rat diaphragm muscle. Respir Physiol Neurobiol. 185 (2), 400-409 (2013).
  48. Christensen, H., Sogaard, K., Jensen, B. R., Finsen, L., Sjogaard, G. Intramuscular and surface emg power spectrum from dynamic and static contractions. J Electromyogr Kinesiol. 5 (1), 27-36 (1995).
  49. Belman, M. J., Sieck, G. C. The ventilatory muscles. Fatigue, endurance and training. Chest. 82 (6), 761-766 (1982).
  50. Belman, M. J., Sieck, G. C., Mazar, A. Aminophylline and its influence on ventilatory endurance in humans. Am Rev Respir Dis. 131 (2), 226-229 (1985).
  51. Levine, S., Gillen, J., Weiser, P., Gillen, M., Kwatny, E. Description and validation of an ecg removal procedure for emgdi power spectrum analysis. J Appl Physiol. 60 (3), 1073-1081 (1986).
  52. Schweitzer, T. W., Fitzgerald, J. W., Bowden, J. A., Lynne-Davies, P. Spectral analysis of human inspiratory diaphragmatic electromyograms. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (1), 152-165 (1979).
  53. Sharp, J. T. The respiratory muscles in emphysema. Clin Chest Med. 4 (3), 421-432 (1983).
  54. Sinderby, C., Spahija, J., Beck, J. Changes in respiratory effort sensation over time are linked to the frequency content of diaphragm electrical activity. Am J Respir Crit Care Med. 163 (4), 905-910 (2001).
  55. Dougherty, B. J., et al. Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 183 (3), 186-192 (2012).
  56. Lane, M. A., et al. Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat. Exp Neurol. 235 (1), 197-210 (2012).
  57. Burns, D. P., Murphy, K. H., Lucking, E. F., O'halloran, K. D. Inspiratory pressure-generating capacity is preserved during ventilatory and non-ventilatory behaviours in young dystrophic mdx mice despite profound diaphragm muscle weakness. J Physiol. 597 (3), 831-848 (2019).
  58. Dow, D. E., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. EMG-based detection of inspiration in the rat diaphragm muscle. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2006, 1204-1207 (2006).
  59. Rana, S., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Diaphragm electromyographic activity following unilateral midcervical contusion injury in rats. J Neurophysiol. 117 (2), 545-555 (2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE208

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved