Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Solunum komplikasyonları, servikal omurilik yaralanması (cSCI) olan bireylerde önde gelen ölüm nedenidir. cSCI'nin hayvan modelleri, mekanik değerlendirmeler ve klinik öncesi çalışmalar için gereklidir. Burada, sıçanlarda tek taraflı C2 spinal hemiseksiyon (C2SH) sonrası diyafram kası (DIAm) aktivitesinin fonksiyonel iyileşmesini değerlendirmek için tekrarlanabilir bir yöntem sunuyoruz.

Özet

cSCI'yi takiben, yaralanmanın boyutuna bağlı olarak DIAm'ın aktivasyonu etkilenebilir. Bu makale, sıçanlarda solunum sırasında öpneik ipsilateral diyafram (iDIAm) elektromiyografik (EMG) aktivitesini bozan tek taraflı birC2 hemiseksiyon (C2SH) cSCI modelini tanımlamaktadır. DIAm motor kontrolünün geri kazanılmasını değerlendirmek için, öncelikle C2SH'ye bağlı açığın derecesi açıkça belirlenmelidir. Solunum sırasında iDIAm EMG'nin tam bir başlangıç kaybını doğrulayarak, sonraki iyileşme yok veya mevcut olarak sınıflandırılabilir ve iyileşmenin derecesi EMG genliği kullanılarak tahmin edilebilir. Ek olarak, C2SH'yi takip eden akut spinal şok döneminden sonra solunum sırasında iDIAm EMG aktivitesinin devam eden yokluğunu ölçerek, ilk C2SH'nin başarısı doğrulanabilir. Kontralateral diyafram (cDIAm) EMG aktivitesinin ölçülmesi, nöroplastisiteyi de yansıtan C2SH'nin telafi edici etkileri hakkında bilgi sağlayabilir. Ayrıca, uyanık hayvanlardan alınan DIAm EMG kayıtları, C2SH sonrası DIAm'ın motor kontrolü hakkında hayati fizyolojik bilgiler sağlayabilir. Bu makale, solunumsal nöroplastisite, telafi edici cDIAm aktivitesi ve terapötik stratejiler ve farmasötikleri incelemek için mükemmel bir platform olan sıçanlarda titiz, tekrarlanabilir ve güvenilir birC2SH cSCI modeli için bir yöntemi açıklamaktadır.

Giriş

Amerika Birleşik Devletleri'nde omurilik yaralanması (SCI) olan 300.000'den fazla kişi vardır ve bunların yaklaşık yarısı servikal yaralanmalara sahiptir1. Bu yaralanmalar önemli ölçüde refah kaybına neden olur ve bireyler, aileleri ve sağlık sistemi üzerinde mali bir yük oluşturur. Neyse ki, SCI'lerin çoğu eksiktir ve korunan yolların güçlendirilmesi için potansiyel sağlar1. Bu nöroplastisite, ventilasyon ve ventilasyon dışı davranışlar için önemli olan DIAm aktivitesi de dahil olmak üzere en azından bazı fonksiyonların geri kazanılmasına izin verebilir. Bu nedenle, nöroplastisiteyi teşvik etmek, SCI2'li bireylere yardımcı olmak için umut verici bir araştırma yoludur.

SCI'nin kemirgen modelleri, insan sağlığını iyileştirmeye yönelik tedavilerin keşfine önemli ölçüde katkıda bulunma potansiyeline sahiptir. Nöroplastisiteyi incelemek için kullanılan klasik SCI modellerinden biri,C2'de (C2SH) omuriliğin tek taraflı bir transeksiyonudur (hemisection), bu da karşı tarafı 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13 olarak bırakır. C2SH'nin frenik çıktı üzerindeki etkisi ve korunmuş kontralateral yolların önemi ilk olarak yüz yıldan fazla bir süre önce, ufuk açıcı makalesi günümüz solunum nöroplastisitesi çalışmalarının temelini atan Porter12 tarafından ortaya çıkarıldı. C2SH modeli, solunum ritmi üretimi14'ün çıktısını iletmekten sorumlu premotor nöronları içeren medulladaki rostral ventral solunum grubundan (rVRG) azalan girişleri keser. Bu rVRG premotor nöronlar ayrıca frenik motor nöronlara uyarıcı nöral sürücü iletir (Şekil 1). Birkaç araştırmacı, C2SH modeli 10,11,15,16'ya farklı yaklaşımlar benimsemiştir, bu da çalışmalar arasında iyileşmedeki değişkenliğin bir kısmını kısmen açıklayabilir. Kısaca yaklaşımlar, dorsal füniküllerin korunması, tam hemiseksiyon yapılması veya ipsilateral rVRG'den inen girdileri tamamen kesmeyen lateral parsiyel transeksiyon yapılması açısından farklılık gösterir. Genel olarak, C2SH modelleri, nörotrofik sinyalleme 17,18,19,20,21 dahil olmak üzere çeşitli faktörlerle iyileştirilebilen, eupneik iDIAm elektromiyografik (EMG) aktivitesinin zaman içinde spontan iyileşme oranları nedeniyle solunum nöroplastisitesini incelemek için özellikle yararlıdır. Bununla birlikte, eupneik iDIAm EMG aktivitesinin susturulması olarak tanımlanan ilk fonksiyon kaybı, iyileşmenin açıkça sınıflandırılabilmesi için önce kurulmalıdır. C2SHsırasında hareketsizliğin bu doğrulanması, birkaç çalışmadayapılmamıştır 3,4,6,7,11,22,23.

Eksize edilen omuriliğin histolojik değerlendirmeleri, yalnızca omurilikteki frenik motor nöronları innerve eden ipsilateral uyarıcı bulbospinal yolların uygun yerinde hasara dair kanıt sağlar, ancak histoloji fizyolojik kanıtların (örneğin, DIAm EMG) yerini almaz. Ayrıca, histolojik değerlendirmeler in ex vivo olarak terminal zaman noktalarında (genellikle yaralanmadan birkaç hafta ila aylar sonra) gerçekleştirilir ve bunlar "gerçek zamanlı" bilgi sağlamaz. Bazı araştırmacılar, lezyonun büyüklüğünün fonksiyonel eksiklik veya eksikliği ile ilgili olduğunu belirtmişlerdir 5,24,25,26. Bu tür iddiaların geçerliliğinin büyük olasılıkla "işlevin" nasıl sınıflandırıldığına (yani, işlevsel görevlerin ne olduğuna ve nasıl nicelleştirildiğine) bağlı olduğunu ve çalışmalar arasındaki değişkenliğin, hayvanlar arasında işlevsel olarak aynı lezyonların üretilmesinin zorluğunu vurguladığını belirtmek önemlidir. Gerçekten de, araştırmacılar, yaralanmanın derecesi ile ekstremite kas lokomotor fonksiyonu arasındaki ilişkinin (Basso, Beattie ve Bresnahan (BBB) skoru24 ile ölçülür) doğrusal olmadığını vurgulamışlardır 27,28. Önceki çalışmalarda,C2SH'nin kapsamı ile yaralanma sonrası eupneik iDIAm EMG aktivitesinin iyileşme derecesi arasında bir ilişki bulamadık 10,29,30,31, ancak diğer araştırmacılar ventilasyon fonksiyonu ile beyaz cevher koruma derecesi arasında bir ilişki olduğunu bildirmişlerdir 5. Bu nedenle, C2SH modeli söz konusu olduğunda, ameliyat sırasında ve tercihen kronik omurilik yaralanması deneylerinin erken döneminde iDIAm inaktivitesinin fonksiyonel olarak doğrulanması için bir yaklaşım hem yararlı hem de gereklidir.

Bu makale,C2SH'den sonra solunum sırasında ilk DIAm EMG kaybının gerçek zamanlı doğrulanması için DIAm EMG'nin kullanımının yanı sıra yaralanmadan 3 gün sonra (3. gün) 18,21,31,32,33 sonraki doğrulayıcı değerlendirmelerin altını çizmektedir. C2SH modeli ile daha önceki çalışmalarda, DIAm EMG 10,13,30,34'ü kaydetmek için tekrarlanan laparotomiler yapıldı. Bununla birlikte, daha yeni çalışmalar, anestezi uygulanmış ve uyanık sıçanlarda EMG'nin kaydedilmesine izin veren kronik EMG elektrotlarını kullanmıştır. Ek olarak, kronik elektrotlar pnömotoraks riskini azaltır ve tekrarlanan laparotomiler gerektirmez, bu da DIAm35,36'nın inhibisyonuna neden olabilir. C2SH modelinin versiyonları birçok araştırmacı tarafından kullanılmış olmasına rağmen, ameliyat sırasında iDIAm aktivitesinin susturulmasının doğrulanmasıyapılmamıştır 3,4,6,7,11,22,23. Böyle bir hareketsizlik teyidi olmadan, sonraki iyileşmenin ne kadarının, farklı etkilere sahip olabilecek ipsilateral ve kontralateral yolların nöroplastisitesine atfedileceğini bilmek zordur. Bu önemli bir husustur, çünkü rVRG'den frenik motonöronlara inspiratuar nöral sürücü esas olarak ipsilateraldir veC2SH33'ten sonra frenik motor nöronlara giden uyarıcı glutamaterjik girdilerin yaklaşık% 50'si kaybedilir. Bununla birlikte, kontralateral rVRG'den, ipsilateral frenik motor nöronları innerve etmek için lezyon bölgesinin altına decussate yapan ve fonksiyonel iyileşmeyi teşvik etmek için nöroplastisite yoluyla güçlendirilebilen kalan inspiratuar uyarıcı girdiler vardır. Frenik motor nöronlara baskın ipsilateral uyarıcı girdiyi çıkararak, eupneik iDIAm EMG aktivitesi kaybolur (en azından anestezi altında), cDIAm'ın aktivitesi devam eder ve hatta artar. Solunum sırasında iDIAm EMG aktivitesinin kaybı bu nedenle başarılı bir C2SH'nin bir ölçüsüdür (Şekil 2).

Uyanık hayvanlardaC2SH'yi takiben 1-4 gün gibi erken bir sürede bir miktar iDIAm EMG aktivitesi mevcuttur23,37. Ek olarak, derebrat hayvanlarda, üst servikal hemiseksiyondan dakikalar ila saatler sonra iDIAm aktivitesi mevcuttur ve anestezi ile baskılanır38. Ek olarak, C2SH'nin başarısı, yaralanma sonrası 3. günde anestezi uygulanmış sıçanlarda solunum sırasında (eupnea) iDIAm EMG aktivitesinin olmadığını doğrulayarak doğrulanır. Konfokal görüntüleme çalışmaları, yaralanmanın bu ilk aşaması sırasında frenik motor nöronlar üzerindeki glutamaterjik sinaptik girdilerin kaybını doğruladı37. Yaralanmadan sonraki 3. günde, herhangi bir rezidüel eupneik iDIAm EMG aktivitesi varsa, bu, rVRG'den ipsilateral inleyen inspiratuar sürücünün eksik çıkarılmasının kanıtı olarak yorumlanır. Bu makale üç bölüme ayrılmıştır: (1) kronik DIAm EMG kayıtları, (2) C2SH ve (3) uyanık ve anestezi uygulanmış hayvanlarda EMG verilerinin toplanması. Bu protokol, solunumsal nöroplastisite, telafi edici cDIAm aktivitesi ve terapötik stratejiler ve farmasötikleri incelemek için mükemmel bir platform olan sıçanlarda titiz, tekrarlanabilir ve güvenilir birC2SH cSCI modelini tanımlar.

Protokol

Bu protokol Mayo Clinic Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylanmıştır (Protokol No: A00003105-17-R23). Bu çalışmadaki hayvanlar, yaklaşık 3 aylık ve 200 g ila 350 g ağırlığında erkek ve dişi Sprague-Dawley sıçanlarının bir karışımıydı. Çalışmada kullanılan reaktiflerin ve ekipmanların detayları Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

1. Elektrot implantasyonu

  1. Elektrotların hazırlanması
    1. Belirtilen ekipmanın mevcut olduğundan emin olun: (1) Çok telli, paslanmaz çelik tel, (2) #11 bıçaklı neşter, (3) makas, 4) diseksiyon mikroskobu, (5) cetvel, (6) forseps, (7) 25 g iğne, (8) 2 pense (en az biri kıvırma bölgeli).
    2. Elektrot yapma işleminin detayları Şekil 3'te gösterilmektedir. Eşleştirilmiş diferansiyel kayıt elektrotları için bu işlemi en az iki kez tekrarlayın.
    3. İlk olarak, paslanmaz çelik telin 18 cm'sini ölçün ve kesin.
    4. Şekil 4'te gösterildiği gibi, telin bir ucundan 3 cm'de temel bir el üstü düğüm atın; bu, telin kısa tarafı implante edildiğinde ve DIAm'a dikildiğinde bir ankraj görevi görecektir.
    5. Bir neşter ve cerrahi diseksiyon kapsamı kullanarak, telin kısa tarafındaki düğümün hemen yanındaki 2 mm'lik yalıtımı dikkatlice soyun. Çok telli telin tellerini kesmemeye çok dikkat edin.
      NOT: Bu yalıtılmamış kısım, elektrotun iletken yüzeyi olarak işlev görür. Genel olarak, üç veya daha fazla tel yanlışlıkla kesilirse sinyal kalitesi düşmeye başlar ve eğer öyleyse elektrot değiştirilir.
    6. Daha sonra, telin kısa kenarının ucundan ~ 5 mm sıyırın, bu daha sonra elektrodu DIAm'a implante etmek için kullanılacak sütür ipliği benzeri bir alet yapmak için 25 G'lik bir iğnenin lümenine yerleştirilir.
      NOT: Kişisel tercihe bağlı olarak daha yüksek ölçülü iğneler (örn. 28 G'ye kadar) da kullanılabilir. Daha yüksek ölçülü iğnelerin daha ince çapı nedeniyle, pnömotoraks riski potansiyel olarak azaltılabilir. Bununla birlikte, çok telli telleri iğnenin daha küçük lümenine yerleştirmek de daha zor olabilir.
    7. Bunu başarmak için, 25 G'lik bir iğneyi ambalajından çıkarın ve her iki penseyi kullanarak iğneyi keskin eğimli uçtan ~1 cm uzakta kırılana kadar bir yandan diğer yana dikkatlice bükün.
      NOT: Bu işlem aceleye getirilmemelidir; Aksi takdirde, kesme kuvvetleri iğnenin lümeninin kapanmasına neden olarak işlemin tekrarlanmasını gerektirebilir.
    8. Telin soyulmuş ucunu, kopmuş 1 cm'lik iğnenin lümenine sokun ve iğnenin telin kalan yalıtılmış kısmına hemen bitişik durduğundan emin olun.
    9. İğne ile telin kalan kısa kenarı arasında yalıtılmamış kısım olmadığından emin olarak, iğneyi tele takmak için kıvırın.
    10. Ardından, standart bir cerrahi dikiş iğnesininkine benzer bir eğrilik elde etmek için ekli iğneyi dikkatlice bükmek için iki pense kullanın.
    11. Son olarak, telin uzun kenarının ucundan ~5 mm sıyırın (Şekil 3). Elektrotlar DIAm'a dikildikten sonra, DIAm EMG kayıtlarına izin vermek için telin uzun tarafı harici erişim için tünellenecektir.
    12. Diferansiyel kayıtlar için ikinci bir elektrot yapmak için işlemi tekrarlayın.
  2. Diyafram EMG elektrodu yerleştirme
    1. Ameliyattan önce, (1) küçük hayvan kılı kesme makineleri, (2) #11 bıçaklı neşter, (3) cerrahi makas, (4) forseps ve (5) mikro iğne tutucu dahil olmak üzere tüm cerrahi ekipmanı sterilize edin veya otoklavlayın.
    2. Temiz bir kafes edinin ve yiyecek, su, yatak takımı ve çevresel zenginleştirme sağlayın. Bir ısıtma yastığı üzerinde bir kenara koyun. Bu kafes, ameliyattan sonra hayvanı barındırmak için kullanılacaktır.
    3. Cerrahi alanı uygun dezenfektan ile sterilize edin ve kişisel koruyucu ekipman (önlük, bone, maske ve cerrahi eldiven) giyin. Önceden hazırlanmış elektrotları% 70 izopropil alkol havuzuna yerleştirin.
    4. Anestezi ve ameliyat sırasında farenin vücut ısısını korumak için cerrahi alana bir ısıtma yastığı yerleştirin. Isıtma yastığını sterilize edilmiş bir cerrahi havluyla örtün.
    5. Fareyi tartın ve kurumsal hayvan bakımı ve kullanım kılavuzlarına göre uygun anestezik dozunu hesaplayın.
    6. Sıçanı arka bacak intramüsküler ketamin (80 mg / kg) ve ksilazin (10 mg / kg) enjeksiyonu veya diğer uygun anestezik (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri izleyerek) ile uyuşturun. Ameliyat öncesi uzun süreli salimli buprenorfin (1 mg/kg) ve carprofen (5 mg/kg) enjekte edin. Hayvan artık ayak parmağını çimdiklemeye yanıt vermediğinde devam edin.
    7. Fareyi ksifoid işleminden arka bacakların yaklaşık yarısına kadar tıraş etmek için makas kullanın. Ayrıca, elektrotların hayvanın ulaşamayacağı bir yerde (genellikle kürek kemiklerinin etrafında) dışsallaştırılacağı sıçanın sırtını tıraş edin. Fazla saçları bir parça gazlı bezle temizleyin.
    8. Cildi kloroheksidin glukonata batırılmış steril gazlı bezle (hacimce ağırlıkça %4) temizleyerek insizyona hazırlayın.
    9. Hayvanı sterilize edilmiş ısıtma yastığının üzerine sırtüstü pozisyonda yerleştirin. Ksifoid işleminden başlayarak, 4-5 cm'lik bir rostrokaudal kesi yapmak için neşter ve temiz bir #11 bıçak kullanın. Bu, altta yatan karın kas katmanlarını ortaya çıkarmalıdır.
    10. Karın içeriğini ortaya çıkarmak için kas katmanlarında orta hat boyunca başka bir kesi (3-4 cm) yapın. Karın içi organları kesmemeye dikkat edin.
    11. Hayvanın sağ tarafı karaciğer tarafından gizlenecek olsa da, DIAm'ın abdominal (yani alt) yüzeyinin görünür olduğundan emin olun.
    12. Bir neşter sapı veya başka bir künt alet kullanarak, DIAm'ın abdominal tarafını ortaya çıkarmak için karaciğeri ve diğer organları aşağı doğru itin.
    13. Elektrodu izopropil alkol havuzundan çıkararak ve steril tuzlu su ile yıkayarak kullanıma hazırlayın. Daha sonra, bir mikro iğne tutucu kullanarak, önceden hazırlanmış elektrotlardan birini, DIAm'ın orta kostal bölgesindeki kas liflerine dik olarak yönlendirin. Kas lifleri, DIAM boyunca radyal olarak yayılır.
      NOT: ÇAP incedir (~2 mm) ve delinmemelidir. Daha ziyade amaç, elektrot telinin yalıtılmamış kısmını (Şekil 3) ÇAP içine gömmektir.
    14. Elektrot sütür telini (iğne ucu) DIAm'a dikkatlice yerleştirmek için cerrahi mikroskobu kullanın. İğnenin eğriliğinin, elektrotu DIAm'ın karın yüzeyinin içine ve ardından dışına yönlendirmesine izin verin, telin tüm yalıtılmamış kısmının kas içine tam olarak gömülmesini sağlayın.
    15. Teldeki düğüm ÇAP'a sabitlenene kadar iğneyi dikkatlice çekin. Elektrot telinin yalıtılmamış kısmının (2 mm) tamamen ÇAP içinde olduğundan ve iğnenin ÇAP'a ilk girdiği noktada bir düğüm olduğundan emin olun.
    16. Ardından, iğneyi elektrot telinden kesin ve keskin bir kaba atın.
    17. İki forseps kullanarak, sütür (3-0) iğnesinin DIAm'dan çıktığı noktada bir düğüm atın. Bunu yapmak için, telin kısa tarafına bir ilmek bağlayın, ilmeği DIAm'ın karın yüzeyine doğru kaydırın ve ilmeği dikkatlice bir düğüm haline getirin. Elektrot (yalıtımsız kısım) şimdi hem giriş hem de çıkış noktasına sabitlenmelidir.
    18. Telin kısa tarafının fazla kısmını kesin.
    19. DIAm'ın aynı tarafında, ilkinden ~ 3 mm uzakta başka bir elektroda dikiş atmak için 1.2.14-1.2.18 adımlarını izleyin.
    20. Karşı hemidiyaframda elektrot çifti implantasyonunu aynı şekilde gerçekleştirin.
    21. Daha sonra, elektrot tellerinin uzun tarafının karın boşluğunun dışında olduğundan emin olun ve karnı kapatmak için kas katmanlarını dikmeye (3-0) başlayın. Her bir elektrot çifti için bir halka yapın ve sabitleyin.
      NOT: Sıçanın ÇAP üzerinde gerginliğe neden olmadan gerilmesine izin vermek için karın boşluğu içinde 2-3 cm tel bırakıldığından emin olun.
    22. Fazla kanı tuzlu su ile temizleyin ve ardından peritonu kapatmak için kas tabakasını sürekli bir şekilde dikin (3-0).
    23. Sıçanın medial dorsal derisinden açık karın derisine 16 G'lik bir kateter tünelleyin ve sıçanın arkasına bir çift elektrot teli çekin.
    24. İşlemi diğer taraftaki ikinci bir kateter ile tekrarlayın ve ikinci elektrot tellerini çekin.
    25. Karın derisini 3-0 dikişle kesikli dikiş şeklinde dikin.
    26. Daha sonra, her çift için elektrot tellerini bir düğüme bağlayın ve yerlerine dikin.
    27. Hayvana deri altı salin enjeksiyonu sağlayın (50 g hayvan kütlesi başına ~ 1 ml). İyileşmesi için hayvanı bir ısıtma yastığı üzerinde temiz bir kafese koyun.
      NOT: Laparotomi, DIAm aktivitesinin inhibisyonunaneden olabilir 35,36. Herhangi bir EMG ölçümünün kantitatif analizinden önce en az 72 saat bekleyin.

2. Servikal spinal hemiseksiyon

  1. Steril cerrahi alanı daha önce olduğu gibi hazırlayın.
  2. Ameliyattan önce, tüm cerrahi ekipmanı otoklavlayın veya sterilize edin. Gerekli ekipman: (1) küçük hayvan kesme makineleri, (2) # 11 bıçaklı neşter, (3) cerrahi makas, (4) forseps, (5) rongeur, (6) ekartör, (7) açılı diseksiyon bıçağı.
  3. DIAm EMG elektrot implantasyonundan yaklaşık 72 saat sonra, fareyi tartın ve kurumsal hayvan bakımı ve kullanım kılavuzlarına göre uygun anestezik dozajı hesaplayın.
  4. Sıçanı uyuşturmadan önce, sıçanı Bowman tarzı bir kafese yerleştirin ve adım 3.2'de belirtildiği gibi bilateral DIAm EMG'yi kaydedin.
  5. Sıçatanı, yerel Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi protokolüne göre intraperitoneal ketamin (80 mg / kg) ve ksilazin (10 mg / kg) enjeksiyonu veya diğer uygun anestezik ile uyuşturun. Preoperatif olarak uzun süreli salınan buprenorfin (1 mg/kg) subkutan ve karprofen (5 mg/kg) intraperitoneal olarak enjekte edilir.
  6. Hayvan artık ayak parmağını çimdiklemeye yanıt vermediğinde devam edin. Anestezi derinliğini yaklaşık her 15 dakikada bir ayak parmağınızı sıkıştırarak kontrol edin.
  7. Ameliyata başlamadan önce, fareyi yüzüstü pozisyona getirin ve EMG'yi adım 3.3'te belirtildiği gibi anestezi uygulanmış sıçanda kaydedin.
    NOT: Tüm kayıtların sıçan aynı konumdayken yapıldığından emin olun.
  8. Saçları boyundan yaklaşık kulak hizasında ve kürek kemiğine kadar tıraş edin ve ıslak gazlı bezle çıkarın.
  9. Cildi kloroheksidin glukonat (hacimce ağırlıkça %4) ile temizleyin ve hayvanı steril cerrahi örtülerle örtün (üst sırt hariç).
  10. Bir neşter kullanarak 4 cm'lik rostro-kaudal bir kesi yapın. Cildi geri çekin ve akromiotrapezius kasını kesin. Daha sonra spinalis kaslarını ortaya çıkarmak için eşkenar dörtgen kası inceleyin.
    NOT: Akromiotrapezius orta trapezius kasıdır ve kas lifleri omurgaya yaklaşık olarak paralel uzanır. Eşkenar dörtgen kas, akromiotrapezius altındaki düzlemde açığa çıkar ve kas lifleri çapraz olarak uzanır.
  11. Spinalis kaslarını C1'den C3'e geri çekin.
    NOT: Spinalis kasları omurganın hemen yanında yer alır.
  12. Hiçbir ana arter veya sinirin hasar görmediğinden emin olmak için cerrahi mikroskoptan bakarken bir rongeur kullanarak C2'de dikkatlice bir laminektomi gerçekleştirin.
  13. Dura mater'i C2'de kesin ve geri çekin.
  14. Spinal hemiseksiyonu gerçekleştirirken açıkta kalan elektrot tellerini farenin sırtından amplifikatöre bağlayın. Daha fazla ayrıntı için 3. adıma bakın.
  15. DIAm EMG'yi izlerken, açılı diseksiyon bıçağını dorsal kökün omuriliğe girdiği noktanın hemen altına yerleştirin ve Şekil 2A'da gösterildiği gibi ventral yüzeyin orta noktasına kadar olan bölüme ayırın.
    NOT: Elektronik bir ısı yastığı kullanıyorsanız, gürültüyü önlemek için EMG'yi izlerken kapatmak gerekebilir.
  16. Bu kesitten birkaç saniye sonra, yaralanmaya bağlı eupneik DIAm EMG aktivitesinin durduğundan ve cDIAm EMG aktivitesinde telafi edici bir artışın belirgin olduğundan emin olun (Şekil 2C).
  17. Eupneik iDIAm EMG aktivitesi devam ederse, Şekil 2C'de vurgulandığı gibi diseksiyon bıçağıyla başka bir kesim yapın. Ancak, orta çizgiyi kesmeyin; Karşı tarafa kesmek, büyük olasılıkla hayvanın ölümüne yol açacaktır.
  18. Steril dikişlerle kasları ve ardından cildi dikin (3-0).
  19. Hidrasyonu korumak için, 50 g hayvan kütlesi başına deri altına 1 mL salin enjekte edin ve hayvanı geri kazanım için bir ısıtma yastığı ile temiz bir kafese koyun. Hayvanı ameliyattan iyileşirken izleyin.
  20. Yaklaşık 72 saat sonra (C2SH Sonrası 3. Gün), protokol adımı 3.2'ye göre uyanık sıçanlarda EMG aktivitesini kaydedin. Sıçanın sırtındaki dikişlere zarar vermemeye dikkat edin.
  21. Daha sonra, cerrahi bir düzlem için gerekenden daha hafif bir anestezik dozu kullanarak (normal bir dozun 1/3 ila 1/2'si arasında) fareyi bir kez daha anestezik hale getirin (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri izleyerek). Sıçanlar sağlam bir kornea refleksi sergilediği ve ayak parmağı sıkışmasına yanıt verdiği sürece ek dozlar verilebilir.
  22. Protokol adımı 3'ü takip eden DIAm EMG aktivitesini izleyin.
    NOT: Sıçanı, iDIAm EMG aktivitesinin ilk değerlendirmesi için kullanılanla aynı konuma yerleştirin.
  23. 3. Günde eupneik iDIAm EMG aktivitesi (yani, inspiratuar cDIAm EMG aktivitesi ile fazdaki aktivite) yoksa, ilkC2SH'ninbaşarılı olduğu sonucuna varın ve daha ileri analizler için aynı hayvanı dahil edin.

3. Veri toplama ve analizi

  1. Genel ayarlar ve veri ayıklama
    1. Ön amplifikatörün bant geçiren filtrelerini 100 Hz (yüksek geçişli) ve 1000 Hz (düşük geçişli) olarak ayarlayın.
      NOT: Bu filtre ayarları, hareket artefaktlarını ortadan kaldırır ve intramüsküler DIAm EMG sinyalinin frekans içeriğinin büyük çoğunluğunu korurken 60 Hz gürültüyü ve EKG kontaminasyonunu (~ 75 Hz'de en yüksek güce sahip) önemli ölçüde azaltır. Nyquist teorisine dayanarak, örtüşmeyi önlemek ve bileşik EMG'deki motor birim aktivitesini not etmek için yeterli çözünürlüğe izin vermek için 2000 Hz'lik bir örnekleme frekansı ile sayısallaştırın. 100 Hz altı frekans aralığında özel frekans içeriği analizleri yapılıyorsa, ilgilenilen frekansların filtrelenmediğinden emin olmak için önamplifier filtre ayarlarının yapılması önemlidir.
    2. Bir bilgisayardaki görselleştirme yazılımında iki kanalı (sol ve sağ hemidiyafram EMG) izleyin ve daha fazla analiz için verileri uygun bir formatta kaydedin.
    3. Analizler için yeterli veriye sahip olmak için en az 1-2 dakikalık eupneic kayıtları toplayın.
    4. Verilerin üç veya daha fazla zaman noktasında toplandığından emin olun:
      1. C2SH'den önce, uyanık ve anestezi altındaki koşullarda temel bir eupneik kayıt oluşturun.
      2. C2SH ameliyatı sırasında anestezik koşullarda öpneik iDIAm EMG aktivitesinin susturulmasını sağlamak için.
      3. C2SH sonrası 3. günde, öpneik iDIAm EMG aktivitesinin yokluğunun devam ettiğini doğrulamak ve uyanık hayvanlarda spinal şok 2,39 veya buprenorfin gibi solunum depresanları uygulamasından etkilenmeyen açığın derecesinin bir başlangıç noktasını belirlemek için.
    5. Sayısallaştırılmış sinyaller üzerinde hesaplamalar yapılmasına izin veren herhangi bir yazılımı (örneğin, Matlab, Python, R) kullanarak DIAm EMG kayıtlarını analiz edin. Temel süreç aşağıdaki gibidir:
      1. Ham EMG dosyalarını yükleyin. Filtreleme ayarlarına bağlı olarak, sinyalde bir DC ofsetini hesaba katmak gerekebilir.
        NOT: Kolay bir düzeltme, ham EMG sinyalinin ortalamasını kendisinden çıkarmaktır.
      2. 50 ms'lik hareketli bir pencere ile EMG sinyalinin ortalama karekökünü hesaplayın. Bu, 50 ms'lik bir hesaplama penceresini, sinyalin sonuna ulaşılana kadar her seferinde bir örnekleme noktası ileri hareket ettirerek yapılabilir.
        NOT: Bireysel DIAm EMG olaylarının analizleri, en fazla istatistiksel gücü sağlar ve eupneik ve eupneik olmayan aktivitenin kümelenmesine izin verir. Bu nedenle, önceki bir raporda vurgulandığı gibi, DIAm EMG'de bireysel nefeslerin başlangıcının ve ofsetinin tespitiçok önemlidir 40.
    6. Önceki bir raporda gösterildiği gibi, anlık solunum hızı ve patlama süresinin histogramlarını görselleştirerek eupneik aktivitenin filtrelenmesini gerçekleştirin41.
  2. Uyanık kayıtlar.
    1. Fareleri Bowman tarzı bir kemirgen kafesine yerleştirerek uyanık kayıtlar yapın. Silindirik bir Bowman tarzı kafes, 750 g'a kadar yetişkin sıçanları barındırabilir.
    2. Bowman tarzı kafesin bir tarafındaki metal çubukları sökün ve içerideki fareyi nazikçe ikna edin. Metal çubukları tekrar vidalayın ve fareyi silindirik kafese hapsedin.
      NOT: Kayda devam etmeden önce fareleri en az 30 dakika kafese alıştırın. Mümkünse, herhangi bir ölçümden önce fareleri birkaç gün boyunca Bowman tarzı kafese alıştırmak en iyisidir. Bu iklimlendirme aşamasında fareler kafesteyken ödül maması sağlamak iyi bir uygulamadır.
    3. Dış görsel uyaranları en aza indirmek için, farenin başının bulunduğu kafesin ön tarafında bir çadır yapmak için bir kağıt havlu veya benzeri bir nesne kullanın. Ek olarak, yüksek sesleri en aza indirin ve farenin her noktada fiziksel rahatlığını sağlayın.
      NOT: Rahatsızlığın belirgin belirtileri arasında kıpırdanma, hızlı nefes alma ve kafese karşı mücadele yer alır. Bu belirtilerden herhangi biri gözlenirse, fareyi ev kafesine geri döndürmek ve fare daha sakin olduğunda kayıt yapmaya çalışmak gerekebilir.
    4. Daha küçük sıçanlar için (<300 g), sıçanın 180 derece dönmesini önlemek için dolgu malzemelerini (örneğin kağıt havlu, pamuk topları) kafesteki ekstra boşluklara yerleştirin.
    5. Sıçan alıştıktan sonra, sıçan sırtından çıkan kabloları, analog sinyalleri analogdan dijitale dönüştürücüye besleyen bir ön yükselticiye dikkatlice bağlayın ve adım 3.1'de belirtilen prosedürleri izleyin.
  3. Anestezi ile yapılan kayıtlar
    1. Fareleri her seferinde aynı pozisyona yerleştirin, tercihen uyanık fare duruşunu daha yakından taklit etmek için yüzüstü yerleştirin.
    2. Sıçan sırtından çıkan kabloları, analog sinyalleri analogdan dijitale dönüştürücüye besleyen bir ön amplifikatöre bağlayın ve adım 3.1'de özetlenen prosedürleri izleyin.
  4. Hayvan kurtarma
    1. Fareleri, kurtarma için yatak takımı olmayan boş, temiz bir fare kafesine yerleştirin.
    2. Kafesi bir ısıtma yastığının üzerine yerleştirin.
    3. Sıçanı ilk 3 saat boyunca veya sıçan hareket etmeye başlayana kadar düzenli aralıklarla (<15 dakika) izleyin. Hayvan tekrar uyanana kadar daha az düzenli aralıklarla (30 dakika) izleyin.
    4. Sıçan yürüyüp tedavi edildikten sonra, onları yatak takımları, yiyecek ve suya erişim ve çevresel zenginleştirme ile temiz bir kafese koyun.
    5. Deneyin süresi boyunca fareyi günde en az bir kez izlemeye devam edin. Ağırlık/beslenme kabiliyetindeki değişikliklerin yanı sıra kesi yerlerinin ve dikişlerin bütünlüğüne özellikle dikkat edin.

Sonuçlar

Bu makalede sunulan yaklaşım,C2SH'ninbir sıçan modelinde DIAm EMG'yi değerlendirmek için net kriterler belirleyerek operatörler arası değişkenliği en aza indirir. İlk olarak, Şekil 2'de gösterildiği gibi,C2SH'denhemen sonra eupneik iDIAm EMG aktivitesinin durduğu gözlenmelidir. Aksi takdirde, öpneik iDIAm aktivitesi kaybolana kadar ikincil bir transeksiyon yapılabilir. İkincisi, C2SH sonrası 3. günde, hayvanlar anestezi uygulanırken öp...

Tartışmalar

C2 spinal hemiseksiyon
Bu makalede anlatılan prosedür, dorsal fünikülleri korurken lateral ve ventral fünikülleri kesen bir C2 spinal lezyonunun doğrulanması olarak hizmet eden DIAm EMG aktivitesinin değerlendirmelerini vurgulamaktadır (Şekil 2A). Önerilen cerrahi yaklaşımın iki büyük faydası vardır. İlk olarak, sıçanlarda ambulatuvar fonksiyonu koruyan dorsal fünikülleri korurken, frenik motor nöronlara ipsilateral girdileri...

Açıklamalar

Yazarların beyan edebilecekleri herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Yazarlar, NIH finansman kaynağını (NIH R01HL146114) kabul eder.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
25 G NeedleCardinal Health1188825100Covidien Monoject Hypdermic Standard Needles: 25 G x 1" (0.508 mm x 2.5 cm) A
3-0 Vicryl Violet BraidedEthiconJ774D3-0 Suture
Adson-Brown ForcepsFine Science Tools11627-12Tip Shape: Straight, Tips: Shark Teeth, Tip Width: 1.4mm, Tip Dimensions: 2 x 1.4 m, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12 cm
Bowman Style CageBraintree ScientificPOR-530Weight range: 250 up to 750 g; Maximum length: 9" (228 mm); Basic unit is constructed of .5" (123 mm) jeweled acrylic.
Castroviejo Needle HolderFine Science Tools12565-14Tip Shape: Straight, Tip Width: 1.5 mm, Clamping Length: 10 mm, Lock: Yes, Scissors: No, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14 cm, Serrated:
Yes, Feature: Tungsten Carbide
Clip Lead 1m TP ShieldedBiopac Systems, IncLEAD110SShielded lead wires for EMG
Data Acquisition SoftwareLabChartLabChart 7.3.8Data recording, visualization, and analysis software for multi-channel recordings and real-time assessments
Data Analysis Software - Matlab 2023bMathworks, Inc.Version 23.2General purpose programming language for post hoc analysis
Dissecting KnifeFine Science Tools10056-12Cutting Edge: 4 mm, Thickness: 0.5 mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12.5 cm, Blade Shape: Angled 30°
Dumont #3 ForcepsFine Science Tools11293-00Style: #3, Tip Shape: Straight, Tips: Standard, Tip Dimensions: 0.17 x 0.1 mm, Length: 12 cm, Alloy / Material: Dumostar
Electromyogram AmplifierBiopac Systems, IncEMG100CEMG amplifier
Friedman RongeurFine Science Tools16000-14Tip Shape: Curved, Cup Size: 2.5mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 13cm, Joint Action: Single
Friedman-Pearson RongeursFine Science Tools16021-14Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14cm, Joint Action: Single, Cup Size: 1mm, Tip Shape: Curved
Isolated Power Supply ModuleBiopac Systems, IncIPS100COperates 100-series amplifier modules indepdent of the Biopac Systems, Inc.'s MP series Data Acquisition System
Kelly HemostatsFine Science Tools13019-14Tips: Serrated, Tip Width: 1.5mm, Clamping Length: 22mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14cm, Tip Shape: Curved
Knife CuretteV. MuellerVM101-4414Tip: Sharp, Tip Diameter: 2 mm
Micro Dissecting ScissorsBiomedical Research Instruments, Inc.11-2420Length: 4", Angle: Straight, Blade Length: 23 mm
Multistranded stainless steel wireCooner Wire, Inc.AS 631AWG 40; Overall diameter: 0.011 mm (with insulation), 0.008 mm (without insulation).
PowerLab 8/35ADInstrumentsPL3508Data acquisition system
Scalpel Blade #11Fine Science Tools10011-00Blade Shape: Angled, Cutting Edge: 20 mm, Thickness: 0.4 mm, Alloy / Material: Carbon Steel
Scalpel Handle #3Fine Science Tools10003-12Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12 cm
Sprague Dawley RatInotivOrder code: 002Sprague Dawley outbred rats (female and male)
Surgical MicroscopeOlympusSZ61Surgical microscope 
Suture Cutting ScissorsGeorge Tiemann & Co.110-1250SBAlloy / Material: Stainless Steel, Tip Shape: Straight, Tips: Sharp/Blunt, Length: 4.5"
Vannas Spring ScissorsFine Science Tools15000-08Tips: Sharp, Cutting Edge: 2.5 mm, Tip Diameter: 0.05 mm, Length: 8 cm, Alloy / Material: Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight
Weitlaner RetractorCodman50-5647Prongs: 2 x 3 Blunt, Length: 4.5"

Referanslar

  1. Center, N. S. C. I. S. Spinal cord injury model systems 2022 annual report - complete public version. Center, N. S. C. I. S. , (2023).
  2. Punjani, N., Deska-Gauthier, D., Hachem, L. D., Abramian, M., Fehlings, M. G. Neuroplasticity and regeneration after spinal cord injury. N Am Spine Soc J. 15, 100235 (2023).
  3. El-Bohy, A. A., Goshgarian, H. G. The use of single phrenic axon recordings to assess diaphragm recovery after cervical spinal cord injury. Exp Neurol. 156 (1), 172-179 (1999).
  4. Fuller, D. D., et al. Modest spontaneous recovery of ventilation following chronic high cervical hemisection in rats. Exp Neurol. 211 (1), 97-106 (2008).
  5. Fuller, D. D., et al. Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery. Respir Physiol Neurobiol. 165 (2-3), 245-253 (2009).
  6. Golder, F. J., et al. Respiratory motor recovery after unilateral spinal cord injury: Eliminating crossed phrenic activity decreases tidal volume and increases contralateral respiratory motor output. J Neurosci. 23 (6), 2494-2501 (2003).
  7. Golder, F. J., Reier, P. J., Davenport, P. W., Bolser, D. C. Cervical spinal cord injury alters the pattern of breathing in anesthetized rats. J Appl Physiol. 91 (6), 2451-2458 (2001).
  8. Goshgarian, H. G. The role of cervical afferent nerve fiber inhibition of the crossed phrenic phenomenon. Exp Neurol. 72 (1), 211-225 (1981).
  9. Keomani, E., et al. A murine model of cervical spinal cord injury to study post-lesional respiratory neuroplasticity. J Vis Exp. (87), e51235 (2014).
  10. Miyata, H., Zhan, W. Z., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Myoneural interactions affect diaphragm muscle adaptations to inactivity. J Appl Physiol. 79 (5), 1640-1649 (1995).
  11. Moreno, D. E., Yu, X. J., Goshgarian, H. G. Identification of the axon pathways which mediate functional recovery of a paralyzed hemidiaphragm following spinal cord hemisection in the adult rat. Exp Neurol. 116 (3), 219-228 (1992).
  12. Porter, W. T. The path of the respiratory impulse from the bulb to the phrenic nuclei. J Physiol. 17 (6), 455-485 (1895).
  13. Zhan, W. Z., Miyata, H., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Metabolic and phenotypic adaptations of diaphragm muscle fibers with inactivation. J Appl Physiol. 82 (4), 1145-1153 (1997).
  14. Smith, J. C., Ellenberger, H. H., Ballanyi, K., Richter, D. W., Feldman, J. L. Pre-botzinger complex: A brainstem region that may generate respiratory rhythm in mammals. Science. 254 (5032), 726-729 (1991).
  15. Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis. J Neurotrauma. 23 (7), 1137-1146 (2006).
  16. Warren, P. M., et al. Rapid and robust restoration of breathing long after spinal cord injury. Nat Commun. 9 (1), 4843 (2018).
  17. Fogarty, M. J., Dasgupta, D., Khurram, O. U., Sieck, G. C. Chemogenetic inhibition of TrkB signalling reduces phrenic motor neuron survival and size. Mol Cell Neurosci. 125, 103847 (2023).
  18. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Targeted delivery of TrkB receptor to phrenic motoneurons enhances functional recovery of rhythmic phrenic activity after cervical spinal hemisection. PLoS One. 8 (5), e64755 (2013).
  19. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Localized delivery of brain-derived neurotrophic factor-expressing mesenchymal stem cells enhances functional recovery following cervical spinal cord injury. J Neurotrauma. 32 (3), 185-193 (2015).
  20. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Stowe, J. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. TrkB kinase activity is critical for recovery of respiratory function after cervical spinal cord hemisection. Exp Neurol. 261, 190-195 (2014).
  21. Sieck, G. C., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B. Acute intrathecal BDNF enhances functional recovery after cervical spinal cord injury in rats. J Neurophysiol. 125 (6), 2158-2165 (2021).
  22. Fuller, D. D., Golder, F. J., Olson, E. B., Mitchell, G. S. Recovery of phrenic activity and ventilation after cervical spinal hemisection in rats. J Appl Physiol. 100 (3), 800-806 (2006).
  23. Bezdudnaya, T., Hormigo, K. M., Marchenko, V., Lane, M. A. Spontaneous respiratory plasticity following unilateral high cervical spinal cord injury in behaving rats. Exp Neurol. 305, 56-65 (2018).
  24. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. J Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  25. Cloud, B. A., et al. Hemisection spinal cord injury in rat: The value of intraoperative somatosensory evoked potential monitoring. J Neurosci Methods. 211 (2), 179-184 (2012).
  26. Hurd, C., Weishaupt, N., Fouad, K. Anatomical correlates of recovery in single pellet reaching in spinal cord injured rats. Exp Neurol. 247, 605-614 (2013).
  27. Fouad, K., Hurd, C., Magnuson, D. S. Functional testing in animal models of spinal cord injury: Not as straight forward as one would think. Front Integr Neurosci. 7, 85 (2013).
  28. Fouad, K., Popovich, P. G., Kopp, M. A., Schwab, J. M. The neuroanatomical-functional paradox in spinal cord injury. Nat Rev Neurol. 17 (1), 53-62 (2021).
  29. Fogarty, M. J., et al. Novel regenerative drug, SPG302 promotes functional recovery of diaphragm muscle activity after cervical spinal cord injury. J Physiol. 601 (12), 2513-2532 (2023).
  30. Prakash, Y. S., Miyata, H., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Inactivity-induced remodeling of neuromuscular junctions in rat diaphragmatic muscle. Muscle Nerve. 22 (3), 307-319 (1999).
  31. Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Role of neurotrophins in recovery of phrenic motor function following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169 (2), 218-225 (2009).
  32. Brown, A. D., et al. Mitochondrial adaptations to inactivity in diaphragm muscle fibers. J Appl Physiol. 133 (1), 191-204 (2022).
  33. Rana, S., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Disproportionate loss of excitatory inputs to smaller phrenic motor neurons following cervical spinal hemisection. J Physiol. 598 (20), 4693-4711 (2020).
  34. Mantilla, C. B., Rowley, K. L., Zhan, W. Z., Fahim, M. A., Sieck, G. C. Synaptic vesicle pools at diaphragm neuromuscular junctions vary with motoneuron soma, not axon terminal, inactivity. Neuroscience. 146 (1), 178-189 (2007).
  35. Ford, G. T., Whitelaw, W. A., Rosenal, T. W., Cruse, P. J., Guenter, C. A. Diaphragm function after upper abdominal surgery in humans. Am Rev Respir Dis. 127 (4), 431-436 (1983).
  36. Road, J. D., Burgess, K. R., Whitelaw, W. A., Ford, G. T. Diaphragm function and respiratory response after upper abdominal surgery in dogs. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 57 (2), 576-582 (1984).
  37. Rana, S., Sunshine, M. D., Greer, J. J., Fuller, D. D. Ampakines stimulate diaphragm activity after spinal cord injury. J Neurotrauma. 38 (24), 3467-3482 (2021).
  38. Ghali, M. G., Marchenko, V. Dynamic changes in phrenic motor output following high cervical hemisection in the decerebrate rat. Exp Neurol. 271, 379-389 (2015).
  39. Ditunno, J. F., Little, J. W., Tessler, A., Burns, A. S. Spinal shock revisited: A four-phase model. Spinal Cord. 42 (7), 383-395 (2004).
  40. Khurram, O. U., Gransee, H. M., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Automated evaluation of respiratory signals to provide insight into respiratory drive. Respir Physiol Neurobiol. 300, 103872 (2022).
  41. Khurram, O. U., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Neuromotor control of spontaneous quiet breathing in awake rats evaluated by assessments of diaphragm emg stationarity. J Neurophysiol. 130 (5), 1344-1357 (2023).
  42. Rana, S., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Cervical spinal hemisection alters phrenic motor neuron glutamatergic mRNA receptor expression. Exp Neurol. 353, 114030 (2022).
  43. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Zhan, W. Z., Seven, Y. B., Sieck, G. C. Prolonged c2 spinal hemisection-induced inactivity reduces diaphragm muscle specific force with modest, selective atrophy of type IIx and/or IIb fibers. J Appl Physiol. 114 (3), 380-386 (2013).
  44. Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. (122), e55599 (2017).
  45. Navarrete-Opazo, A., Mitchell, G. S. Recruitment and plasticity in diaphragm, intercostal, and abdominal muscles in unanesthetized rats. J Appl Physiol. 117 (2), 180-188 (2014).
  46. Redfern, M., Hughes, R., Chaffin, D. High-pass filtering to remove electrocardiographic interference from torso emg recordings. Clin Biomech. 8 (1), 44-48 (1993).
  47. Seven, Y. B., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Non-stationarity and power spectral shifts in emg activity reflect motor unit recruitment in rat diaphragm muscle. Respir Physiol Neurobiol. 185 (2), 400-409 (2013).
  48. Christensen, H., Sogaard, K., Jensen, B. R., Finsen, L., Sjogaard, G. Intramuscular and surface emg power spectrum from dynamic and static contractions. J Electromyogr Kinesiol. 5 (1), 27-36 (1995).
  49. Belman, M. J., Sieck, G. C. The ventilatory muscles. Fatigue, endurance and training. Chest. 82 (6), 761-766 (1982).
  50. Belman, M. J., Sieck, G. C., Mazar, A. Aminophylline and its influence on ventilatory endurance in humans. Am Rev Respir Dis. 131 (2), 226-229 (1985).
  51. Levine, S., Gillen, J., Weiser, P., Gillen, M., Kwatny, E. Description and validation of an ecg removal procedure for emgdi power spectrum analysis. J Appl Physiol. 60 (3), 1073-1081 (1986).
  52. Schweitzer, T. W., Fitzgerald, J. W., Bowden, J. A., Lynne-Davies, P. Spectral analysis of human inspiratory diaphragmatic electromyograms. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (1), 152-165 (1979).
  53. Sharp, J. T. The respiratory muscles in emphysema. Clin Chest Med. 4 (3), 421-432 (1983).
  54. Sinderby, C., Spahija, J., Beck, J. Changes in respiratory effort sensation over time are linked to the frequency content of diaphragm electrical activity. Am J Respir Crit Care Med. 163 (4), 905-910 (2001).
  55. Dougherty, B. J., et al. Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 183 (3), 186-192 (2012).
  56. Lane, M. A., et al. Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat. Exp Neurol. 235 (1), 197-210 (2012).
  57. Burns, D. P., Murphy, K. H., Lucking, E. F., O'halloran, K. D. Inspiratory pressure-generating capacity is preserved during ventilatory and non-ventilatory behaviours in young dystrophic mdx mice despite profound diaphragm muscle weakness. J Physiol. 597 (3), 831-848 (2019).
  58. Dow, D. E., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. EMG-based detection of inspiration in the rat diaphragm muscle. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2006, 1204-1207 (2006).
  59. Rana, S., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Diaphragm electromyographic activity following unilateral midcervical contusion injury in rats. J Neurophysiol. 117 (2), 545-555 (2017).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

JoVE de Bu AySay 208Diyafram ElektromiyografisiEupneik SolunumSolunum N roplastisitesiTelafi Edici Diyafram Aktivitesi

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır