Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تم وصف نموذج رحم الخنازير المفصل والقابل للتكرار ، من الشراء الجراحي إلى بدء التروية الآلية ، مما يسمح بدراسة الحفاظ على الرحم في الزرع.

Abstract

حتى الآن ، تعد زراعة الرحم هي الخيار الوحيد للنساء المصابات بالعقم الرحمي المطلق ، مثل المصابات بمتلازمة روكيتانسكي ، لتجربة الحمل والولادة. على الرغم من الاهتمام المتزايد بزراعة الرحم في السنوات الأخيرة ، لا تزال هناك العديد من القضايا التي تتطلب مزيدا من البحث ، بما في ذلك إصابة نقص التروية وإعادة التروية وتأثيرها على جودة الكسب غير المشروع ورفضه. سلطت الأدبيات الحديثة الضوء على معدل مضاعفات تخثر يصل إلى 20٪ بعد زرع الرحم. قد ينتج هذا النوع من المضاعفات عن تلف الخلايا البطانية الناجم عن نقص الأكسجة ، مما يؤدي غالبا إلى رفض الطعم الرحمي. يحدث نقص الأكسجة أثناء التخزين البارد الثابت ، والذي يظل المعيار الذهبي للحفاظ على الكسب غير المشروع في زراعة الأعضاء الصلبة. في الآونة الأخيرة ، ثبت أن الحفظ الديناميكي باستخدام التروية الآلية يحسن التخزين طويل الأجل للأعضاء التقليدية والهامشية عن طريق تقليل الإصابة الإقفارية ونقص الأكسجة. في هذا البروتوكول ، نهدف إلى وصف كل خطوة جراحية تنطوي عليها شراء رحم الخنازير والحفاظ الديناميكي ، بناء على كل من عنيق الرحم ، لتمكين توصيل وبدء بروتوكول تروية الجهاز.

Introduction

تطورت زراعة الرحم (UTx) بشكل كبير على مدى السنوات العشر الماضية ، حيث بدأت العديد من الفرق برامج البحث السريري. حتى الآن ، فإن المؤشر الرئيسي على UTx هو العقم الرحمي المطلق بسبب عدم تكوين الرحم ، بما في ذلك متلازمة Mayer-Rokitansky-Küster-Hauser (MRKH). متلازمة MRKH هي اضطراب خلقي ينتشر فيه واحد من كل 5,000 ولادة حية1. يمكن أن يعالج UTx أسبابا إضافية للعقم ، بما في ذلك تلك الناتجة عن استئصال الرحم بسبب مرض خبيث ، ونزيف ما بعد الولادة ، والأورام الليفية الرحمية ، والعواقب المعدية ، والتشوهات الخلقية المختلفة. يشير هذا إلى أن ما يقرب من 1 من كل 500 امرأة قد تكون مؤهلة للحصول على UTx.

حدث أول تجربة سريرية على الإطلاق في عام 2000 في المملكة العربية السعودية2 ، لكن مضاعفات الأوعية الدموية أدت إلى استئصال الرحم بعد ثلاثة أشهر. منذ ذلك الحين ، تم إجراء العديد من حالات UTx ، بناء على كل من المتبرعين الأحياء والمتوفين ، مما أدى إلى أكثر من 80 ولادة حية3،4. على غرار عالم زراعة الأعضاء الصلبة وزراعة الأوعية الدموية المركبة (VCA) ، يمثل الرفض المناعي تحديا كبيرا في UTx. 5 يمكن أن تؤدي عدة عوامل إلى رفض الكسب غير المشروع ، بما في ذلك فشل الدورة الدموية الدقيقة والركود الوريدي ، وكلاهما يمكن أن يؤدي إلى مضاعفات التخثر. في مراجعة حديثة لدراسة الأوعية الدموية الرحمية في الزرع ، أبلغ كريستيك وآخرون عن ما يصل إلى 15٪ من تجلط الشرياني و 5٪ من التخثر الوريدي6. بالإضافة إلى ذلك ، يعد نقص التروية الباردة والدافئة من العوامل الحاسمة التي يجب معالجتها لعملية الزرع الناجحة ، حيث يمكن أن تؤدي إصابة نقص التروية وإعادة التروية (IRI) إلى خلل في الكسب غير المشروع والرفض الحاد7،8. تستجيب الخلايا العضلية للإجهاد الإقفاري عن طريق إنتاج اللاكتات لمدة تصل إلى 6 ساعات9 ، وبعد ذلك يكون تلف الخلايا العضلية لا رجعة فيه. تم توثيق تأثير نقص التروية الباردة على عضل الرحم في الدراسات السريرية ، وقد ثبت أن استخدام محلول جامعة ويسكونسن الشبيه بالخلايا أثناء التخزين البارد الثابت (SCS) يحسن الحفظ مع استجابة انقباضية أفضل للبروستاجلاندين وتركيزات ATP أعلى عند مقارنتها بمحلول أسيتات رينجر10. ومع ذلك ، لا يزال تأثير نقص التروية الدافئ والبارد غير مستكشف بشكل جيد في UTx.

يظل SCS هو المعيار الذهبي للحفاظ على VCA ، بما في ذلك الرحم ، ومعظم عمليات زرع الأعضاء الصلبة. ومع ذلك ، في السنوات الأخيرة ، أدت التطورات الكبيرة في أنظمة نضح الماكينة وحلول الحفظ إلى نقلة نوعية. هناك الآن أدلة قوية تدعم أن نضح الماكينة الديناميكي يمكن أن يحسن ويطيل الحفاظ على الأعضاء الصلبة السليمة والهامشية11،12،13،14،15. تستخدم هذه التقنية الآن بشكل شائع في الممارسة السريرية لزراعة الرئة والقلب والكبدوالكلى 14،16،17،18. أظهر الحفاظ الديناميكي على الأعضاء فوائد متعددة ، بما في ذلك تقليل نقص التروية الباردة وإصابات نقص الأكسجة من خلال توفير إمدادات مستمرة من الأكسجين والمغذيات ، وإزالة المستقلبات السامة ، وتحسين جودة الكسب غير المشروع ومعايير الجدوى12،19. تم تطوير طرائق متعددة ، تتراوح من انخفاض حرارة الجسم إلى نضح الآلة القياسي (مع أو بدون حاملات الأكسجين) ، مع توفر العديد من النفحات ، ولكن تم اختبار عدد قليل منها فقط على الرحم20. لضمان المساهمة الكبيرة لوجهات النظر البحثية هذه ، فإن النماذج الجراحية قبل السريرية ذات الصلة ذات أهمية حاسمة.

في هذا العمل ، يتم استخدام نضح الآلة دون المعيارية الحرارية (SNMP) كطريقة للحفاظ على الأعضاء الديناميكية المؤكسجة في درجة حرارة الغرفة (حوالي 20 درجة مئوية) عن طريق تدوير التعفير من خلال مضخة أسطوانية ومؤكسج. يتم استخدام نموذج الخنازير المناسب للدراسات المتعلقة ب UTx والحفظ نظرا لأوجه التشابه مع الجهاز التناسلي البشري من حيث التشريح وعلم وظائف الأعضاء وحجم الوعاءالدموي 21،22. يتم شراء الرحم بعد الموت أثناء الدورة الدموية ، مما يوفر أهمية للتبرع بعد الموت القلبي ويشير إلى إمكانية تأخير الشراء بعد جميع الأعضاء الصلبة الأخرى ذات الصلة23،24. بالإضافة إلى ذلك ، يسهل هذا النموذج تطوير دراسات الحفاظ على الرحم داخل مختبرات الزرع القائمة مع التركيز على الأعضاء الأخرى ، مع تطبيق مبادئ "3Rs"25. الهدف هو إنشاء نموذج حفظ جديد يعتمد على عنيق الرحم وتقييم موثوقيته للحفاظ على الديناميكية. يتم تفصيل جميع خطوات الإجراء ، من استئصال الرحم إلى الحفظ ، بما في ذلك النقاط الرئيسية المميزة حول استخدام SNMP.

سبق البروتوكول الموصوف أدناه تجربة أولية تستند إلى مضخة واحدة ونظام تدفق "أنبوب Y" لكلا الشرايين الرحمية (الشكل التكميلي 1). بعد 4 ساعات من SNMP ، اكتسب العضو أكثر من 50٪ من وزنه الأولي. يظهر التدفق والضغط والمقاومة وتباين الوزن في الشكل التكميلي 2. لم يسمح نظام التروية الفردي المنفصل إلى تدفقين داخليين بتعديل كل معدل تدفق لضغط كل جانب. في هذه الحالة ، أدى SNMP إلى وذمة كبيرة في نصف العضو (الشكل التكميلي 3). ثبت أن هذا النظام غير مناسب لنموذج الرحم ، ويرجع ذلك جزئيا إلى أنه لا ينبغي اعتباره نموذجا متماثلا تماما. لذلك ، تم استخدام نظامين للتروية الآلية في هذا البروتوكول ، واحد لكل شريان رحمي.

Protocol

تلقت جميع رعاية إنسانية وفقا لدليل المعهد الوطني للصحة لرعاية واستخدام المختبر ، وتمت الموافقة على البروتوكولات من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية في مستشفى ماساتشوستس العام (IACUC). بشكل عام ، تم استخدام 6 إناث من خنازير يوكاتان الصغيرة التي تزن 30-40 كجم لشراء الرحم ، مع أربعة رحم يخضع ل SNMP. تم إخماد جميع بجرعة واحدة كاملة (100 وحدة دولية / كجم) قبل القتل الرحيم. تم شراء الأعضاء بعد الوفاة مع أقل من 60 دقيقة من نقص التروية الدافئ. كان من الممكن حصاد أعضاء أخرى من نفس المتبرع لدراسات مختلفة ، وفقا لمبادئ "3Rs"25. راجع جدول المواد للحصول على تفاصيل حول جميع الكواشف والمعدات المستخدمة في البروتوكول.

1. التحضير قبل الجراحة (قبل يوم من الجراحة)

  1. تحضير محلول التعطير. بالنسبة لتروية الآلة دون المستوى المعياري ، تم استخدام حل Stin + المحسن ل VCA26،27. تم استخدام لتر واحد من المحلول لكل رحم ، والتكوين مفصل في الجدول 1.
    ملاحظة: تضاف كمية كبيرة من هيدروكسيد الصوديوم إلى الريشة بهدف تحقيق درجة حموضة تتراوح بين 7.5 و 7.6. هذه القيمة عالية بشكل صريح ولكنها ضرورية لأن الرقم الهيدروجيني يميل إلى الانخفاض أثناء تدوير الماكينة وتزويدها بخليط كربوجين (95٪ أكسجين ؛ 5٪ ثاني أكسيد الكربون).
  2. قم بإعداد نظام التروية للآلة (الشكل 1). تحقق من وجود تسريبات وفقاعات عند تدوير الانحطار.

2. شراء الرحم بعد الوفاة

ملاحظة: لمحاكاة التبرع بعد الموت القلبي و / أو شراء ما بعد الوفاة ، يجب القتل الرحيم للحيوان وفقا لإرشادات IACUC المحلية. يجب تفضيل التسخين على الحقن الخماسي الوريدي لتجنب السمية التي يمكن أن تتداخل مع الدراسة.

  1. ضع القتل رحيم في وضع الاستلقاء. افرك منطقة البطن وضع ستائر معقمة.
  2. قم بعمل شق سري متوسط 10 سم بشفرة # 20.
  3. افتح الأنسجة تحت الجلد ومرض السكتة الدماغية بمشرط كهربائي أحادي القطب.
    ملاحظة: يجب الانتباه إلى عدم إتلاف الأمعاء عن طريق فتح تجويف البطن.
  4. توضع الأمعاء الدقيقة جانبا بشاش جراحي وتكشف الرحم.
    ملاحظة: يظهر تشريح الرحم للنموذج المستخدم في الشكل 2 أ.
  5. تابع بالمثل للجانبين الأيسر والأيمن على النحو التالي:
    1. التعرف على الأوعية الرحمية.
      ملاحظة: يتم وضع الوريد الرحمي بشكل جانبي على الشريان الرحمي (الشكل 3).
    2. قم بإنشاء فتحة في الرباط العريض بشكل جانبي إلى الوريد الرحمي باستخدام ملقط الزاوية اليمنى.
    3. من خلال هذه الفتحة ، أدخل 2-0 خيوط ربطة عنق حريرية لربط أوعية المبيض وتحرير الرحم من النسيج الضام المحيط في الرباط العريض باستخدام الكي.
    4. اربط أوعية الرحم والمبيض بخيوط 2-0 من الحرير وقم بإزالة المبيض والأنبوب.
    5. هيكل عظمي للأوعية الرحمية وتقسيمها بالقرب من الأوعية الحرقفية الداخلية قدر الإمكان.
      ملاحظة: يجب الانتباه إلى الحفاظ على العنق لأطول فترة ممكنة لتسهيل القنية وتوقع تراجع العنق بعد قطعها.
    6. كرر الخطوات 2.5.1-2.5.5 على الجانب الآخر.
  6. قم بإزالة الرحم عن طريق قطع عنق الرحم بمشرط كهربائي أحادي القطب.
    ملاحظة: استخدمي وقتا طويلا للتلامس لضمان تخثر أوعية عنق الرحم بشكل صحيح ، مما يمنع التسرب أثناء التروية.

3. التحضير للتروية

  1. على طاولة جانبية، قم بتوسيع الشرايين الرحمية باستخدام موسع جراحي مجهري وأدخل قسطرة وعائية. قم بتأمين التقنية برباط حريري 3-0 (الشكل 2 ب).
    ملاحظة: هنا ، تم استخدام قسطرة وعائية 18 جم لجميع الشرايين. يجب الحرص على عدم إدخال القسطرة بعيدا جدا لتجنب القنية الانتقائية ، لأن التشعب قريب نسبيا. لا يتم تعبئة الأوردة الرحمية ، لأن التدفق الوريدي كاف لإبقاء تجويف هذه الأوعية مفتوحا ، مما يسمح بجمع سهل. بالإضافة إلى توفير الوقت ، قد يؤدي القنية المؤلمة إلى تلف الأوعية الدموية ويحتمل أن تؤثر على التدفق الوريدي.
  2. اغسل الشرايين الرحمية يدويا بمقدار 20 مل من محلول الهيبارين على كل جانب حتى يتم غسل جميع الأوعية وتصبح التدفقات الخارجة واضحة.
    ملاحظة: يجب الانتباه إلى عدم التدفق بضغط عال ، مما قد يؤدي إلى إصابات الأوعية الدموية الدقيقة وفشل التروية.
  3. وزن الرحم.

4. نضح آلة تحت الحرارة

ملاحظة: بالنسبة للرحم ، يلزم وجود نظامين مستقلين للتروية الآلية. يتم توصيل كل شريان رحمي بنظام تروية يتكون من مضخة أسطوانية ، ومؤكسج ، ومصيدة فقاعات ، ومستشعر ضغط. يدور التعقيم الموجود في الخزان من خلال أنابيب سيليكون متصلة بالعناصر المذكورة أعلاه قبل أن يمر عبر العضو عبر الشريان الرحمي إلى الوريد الرحمي على كل جانب ، حيث يخرج الإنشاب ويتم إطلاقه في نفس الخزان.

  1. قم بتوصيل الرحم بأنظمة نضح الماكينة عن طريق توصيل قنيات الشريان الرحمي بأنبوب التدفق (الشكل 1).
  2. باستخدام المضخة الأسطوانية ، اضبط معدل التدفق على منخفض (2.5-4.0 مل / دقيقة) للحفاظ على ضغط شرياني ثابت بين 25-35 مم زئبق.
  3. تقييم معلمات الجدوى في كل نقطة زمنية محددة مسبقا في كل من التدفق والتدفق الخارج باستخدام حقنة سعة 1 مل وتحليل العينات باستخدام آلة نظام غازات الدم [على سبيل المثال ، مقاييس غازات الدم (الأس الهيدروجيني ، pCO2 ، pO2 ، اللاكتات ، القاعدة الزائدة ، البيكربونات) ، الجلوكوز ، الصوديوم ، البوتاسيوم ، الكالسيوم ، الكلوريد].
    ملاحظة: في هذا البروتوكول ، يستمر التروية لمدة 4 ساعات ، ويتم أخذ عينات من التدفق الداخل والخارج كل 30 دقيقة.
  4. وزن الرحم في نهاية التروية.

النتائج

أثناء التروية ، تم توصيل النظام بمستشعر الضغط الذي يسجل الضغط أثناء التجربة. تم تسجيل الضغط في البداية لنظام خال من الرحم ، والذي تم طرحه من تسجيلات الضغط أثناء تروية الرحم للحصول على ضغط الأعضاء الحقيقي. تم تكييف معدل التدفق للحفاظ على الضغط ضمن النطاق المطلوب وتم التحك...

Discussion

تطورت زراعة الرحم ، التي غالبا ما تعتبر جزءا من VCA ، بسرعة في السنوات القليلة الماضية. في موازاة ذلك ، بدأ استكشاف نضح الآلة في VCA لأنه أظهر دليلا قويا في تحسين الحفاظ على الأعضاء الصلبة. سمح نضح الآلة الخافض للحرارة وتحت الحرارة بالحفاظ على ما يصل إلى 24 ساعة في نماذج الخنا?...

Disclosures

ليس لدى جميع المؤلفين مصلحة مالية للإعلان عنها.

Acknowledgements

تم تمويل هذا العمل جزئيا من قبل المعهد الوطني للصحة بموجب الجائزة رقم R01AR082825 (BEU) و Shriners Children's 84308 (YB). تلقى HO و YB تمويلا من Fondation des Gueules Cassées. ويؤيد إلى حد كبير الدعم المقدم من Société Française de Chirurgie Plastique و Reconstructrice et Esthétique (SOFCPRE ، فرنسا) و CHU de Rennes (فرنسا) إلى YB.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Affinity Pixie Oxygenation SystemMedtronicBBP241Oxygenator
Bovin serum albuminSigma-AldrichA9647Perfusate component
Calcium chloride dihydrateSigma-Aldrich223506Perfusate component
Carbon Dioxide OxygenAirgasUN3156Carbon Dioxide Oxygen mix gas 
D-(+)-Glucose monohydrateSigma-Aldrich49159Perfusate component
DexamethasoneSigma-AldrichD2915Perfusate component
DextranThermo scientific406271000Perfusate component
Heparin sodium injectionEugia Pharma63739-953-25Perfusate component
Humulin Regular Insulin humanLilly0002-8215-01Perfusate component
Hydrocortisone sodium succinatePfizer0009-0011-03Perfusate component
Magnesium chloride hexa-hydrateSigma-AldrichM9272Perfusate component
MasterFlex L/SCole-Parmer77200-32Roller pump
Polyethylene glycol 35000Sigma-Aldrich25322-68-3Perfusate component
Potassium chlorideSigma-Aldrich7447-40-7Perfusate component
Pressure Monitor, Portable, PM-P-1Living Systems InstrumentationPM-P-1Pressure sensor
Radnoti Bubble Trap Compliance ChamberRadnoti130149Bubble trap
RAPIDPoint500Siemens500Blood Gas System
Sodium bicarbonateSigma-AldrichS5761Perfusate component
Sodium chlorideSigma-AldrichS9888Perfusate component
Sodium hydroxideSigma-Aldrich72068Perfusate component
Sodium phosphate monobasique dihydrate Sigma-Aldrich71505Perfusate component
Syringe 1 mLBD309659Sample procurement
Vancomycine hydrochlorideSlate run pharmaceuticals70436-021-82Perfusate component

References

  1. Ejzenberg, D., et al. Livebirth after uterus transplantation from a deceased donor in a recipient with uterine infertility. Lancet. 392 (10165), 2697-2704 (2019).
  2. Fageeh, W., Raffa, H., Jabbad, H., Marzouki, A. Transplantation of the human uterus. Int J Gynaecol Obstet. 76 (3), 245-251 (2002).
  3. Lavoue, V., et al. Which donor for uterus transplants: brain-dead donor or living donor? A systematic review. Transplantation. 101 (2), 267-277 (2017).
  4. Brännström, M., et al. Registry of the International Society of Uterus Transplantation: First report. Transplantation. 107 (1), 172-181 (2023).
  5. Van Dieren, V., et al. Acute rejection rates in vascularized composite allografts: A systematic review of case reports. J Surg Res. 298, 33-44 (2024).
  6. Kristek, J., et al. Human uterine vasculature with respect to uterus transplantation: A comprehensive review. J Obs Gynaecol Res. 46 (11), 1999-2007 (2020).
  7. He, J., Khan, U. Z., Qing, L., Wu, P., Tang, J. Improving the ischemia-reperfusion injury in vascularized composite allotransplantation: Clinical experience and experimental implications. Front Immunol. 13, 998952 (2022).
  8. Ponticelli, C. Ischaemia-reperfusion injury: A major protagonist in kidney transplantation. Nephrol Dial Transplant. 29 (6), 1134-1140 (2014).
  9. Harris, K., et al. Metabolic response of skeletal muscle to ischemia. Am J Physiol. 250 (2 Pt 2), H213-H220 (1986).
  10. Wranning Almen, C., et al. Short-term ischaemic storage of human uterine myometrium--basic studies towards uterine transplantation. Hum Reprod. 20 (10), 2736-2743 (2005).
  11. Bodewes, S. B., et al. Oxygen transport during ex situ machine perfusion of donor livers using red blood cells or artificial oxygen carriers. Int J Mol Sci. 22 (1), 235 (2020).
  12. Boncompagni, E., et al. Decreased apoptosis in fatty livers submitted to subnormothermic machine-perfusion respect to cold storage. Eur J Histochem. 55 (4), e40 (2011).
  13. Czigany, Z., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion reduces early allograft injury and improves post-transplant outcomes in extended criteria donation liver transplantation from donation after brain death: Results from a Multicenter Randomized Controlled Trial (HOPE ECD-DBD). Ann Surg. 274 (5), 705-712 (2021).
  14. Markmann, J. F., et al. Impact of portable normothermic blood-based machine perfusion on outcomes of liver transplant: The OCS Liver PROTECT randomized clinical trial. JAMA Surg. 157 (3), 189-198 (2022).
  15. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. New Eng J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  16. Roesel, M. J., Ius, F., Knosalla, C., Iske, J. The role of ex-situ perfusion for thoracic organs. Curr Opin Organ Transplant. 27 (5), 466-473 (2022).
  17. Michel, S. G., et al. Twelve-hour hypothermic machine perfusion for donor heart preservation leads to improved ultrastructural characteristics compared to conventional cold storage. Ann Transplant. 20, 461-468 (2015).
  18. Ghoneima, A. S., Sousa Da Silva, R. X., Gosteli, M. A., Barlow, A. D., Kron, P. Outcomes of kidney perfusion techniques in transplantation from deceased donors: A systematic review and meta-analysis. J Clin Med. 12 (12), 3221 (2023).
  19. Charlès, L., et al. Effect of subnormothermic machine perfusion on the preservation of vascularized composite allografts after prolonged warm ischemia. Transplantation. 108 (5), e280-e290 (2024).
  20. Duru, &. #. 1. 9. 9. ;., et al. Review of machine perfusion studies in vascularized composite allotransplant preservation. Front Transplantation. 2, 103-111 (2023).
  21. Brännström, M., Diaz-Garcia, C., Hanafy, A., Olausson, M., Tzakis, A. Uterus transplantation: Animal research and human possibilities. Fertil Steril. 97 (6), 1269-1276 (2012).
  22. Wranning, C. A., et al. Auto-transplantation of the uterus in the domestic pig (Sus scrofa): Surgical technique and early reperfusion events. J Obstet Gynaecol Res. 32 (4), 358-367 (2006).
  23. Croome, K. P., et al. American Society of Transplant Surgeons recommendations on best practices in donation after circulatory death organ procurement. Am J Transplant. 23 (2), 171-179 (2023).
  24. Dickens, B. M. Legal and ethical issues of uterus transplantation. Int J Gynaecol Obstet. 133 (1), 125-128 (2016).
  25. Díaz, L., et al. Ethical considerations in animal research: The Principle of 3R's. Rev Invest Clin. 73 (4), 199-209 (2020).
  26. Goutard, M., et al. Machine perfusion enables 24-h preservation of vascularized composite allografts in a swine model of allotransplantation. Transpl Int. 37 (1), 102-111 (2024).
  27. Berkane, Y., et al. Towards optimizing sub-normothermic machine perfusion in fasciocutaneous flaps: A large animal study. Bioengineering (Basel). 10 (12), 1545 (2023).
  28. Brouwers, K., et al. 24-hour perfusion of porcine myocutaneous flaps mitigates reperfusion injury: a 7-day follow-up study. Plast Reconstr Surg Glob Open. 10 (2), e4123 (2022).
  29. Richter, O., et al. Extracorporeal perfusion of the human uterus as an experimental model in gynaecology and reproductive medicine. Human Reprod. 15 (6), 1235-1240 (2000).
  30. O'Neill, K., et al. Availability of deceased donors for uterus transplantation in the United States: Perception vs Reality. Transplantology. 5 (1), 27-36 (2024).
  31. Chan, J. K., Morrow, J., Manetta, A. Prevention of ureteral injuries in gynecologic surgery. Am J Obstet Gynecol. 188 (5), 1273-1277 (2003).
  32. Rocca, W. A., et al. Accelerated accumulation of multimorbidity after bilateral oophorectomy: A population-based cohort study. Mayo Clin Proc. 91 (11), 1577-1589 (2016).
  33. Dion, L., et al. Procurement of uterus in a deceased donor multi-organ donation National Program in France: A scarce resource for uterus transplantation. J Clin Med. 11 (3), 730 (2022).
  34. Agarwal, A., et al. Clinicopathological analysis of uterine allografts including proposed scoring of ischemia reperfusion injury and t-cell-mediated rejection-dallas uterus transplant study: A pilot study. Transplantation. 106 (1), e10-e20 (2022).
  35. Díaz-García, L., et al. Pregnancy in transplanted mouse uterus after long-term cold ischaemic preservation. Hum Reprod. 18 (10), 2142-2150 (2003).
  36. Tricard, J., et al. Uterus tolerance to extended cold ischemic storage after auto-transplantation in ewes. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 214, 162-167 (2017).
  37. Dion, L., et al. Hypothermic machine perfusion for uterus transplantation. Fertil Steril. 120 (6), 1259-1261 (2023).
  38. Brännström, M., et al. Experimental uterus transplantation. Hum Reprod Update. 16 (3), 329-340 (2010).
  39. Ozkan, O., Ozkan, O., Dogan, N. U. The Ozkan technique in current use in uterus transplantation: from the first ever successful attempt to clinical reality. J Clin Med. 12 (8), 2812 (2023).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved