نود أن نشكر Amsale بيلاي لمساعدتها في تصوير الفيديو من هذه المادة. وقد تم تمويل هذا العمل من قبل CIHR ، NSERC والمنح لجنة حقوق الطفل لرابطة الدفاع اليهودية.

الجزء 1. فيليه إعداد البطن ذبابة الفاكهة الكبار. المبينة أدناه إجراءات فورية يعد البطن لإزالة لاحقة من oenocytes (انظر Part2 من البروتوكول). يمكن أيضا أن تستخدم نفس الإجراء لإعداد الأنسجة الأخرى التي تعلق على السطح الداخلي للبشرة ، بما في ذلك سفينة الظهرية (أي القلب) والدهون في الجسم. علما أنه في المادة الفيديو أظهر تشريح تقنية oenocyte على ذبابة الكبار (كانتون - S) من النوع البري من الذكور ، وستة أيام من العمر. ويمكن استخدام تقنيات مماثلة لإزالة oenocytes من الذباب الإناث. إعداد شرائح البطن يأخذ حوالي 5 دقائق لأداء. قبل بداية فإنه من المهم أن يكون على استعداد العديد من دبابيس تشريح غرامة (أنظر أدناه والجزء 2) وإبرة تشريح (انظر الجزء 2). دبابيس تشريح المتاحة تجاريا والإبر غالبا ما تكون كبيرة جدا لهذا البروتوكول ، لذا يتعين علينا اتخاذها لافتعال منطقتنا في المختبر. هي الخيوط الأولى لإنشاء إبرة تشريح سلك التنغستن ، (0.005 &quot;) من خلال رمح إبرة تحت الجلد (27G ، والألمنيوم محور). الموضوع سلك طريق رأس الإبرة تحت الجلد بحيث يخرج من محور. إعقص السلك جاحظ من محور ، وهذا يمنع من أن الأسلاك انسحبت من إبرة تحت الجلد وبعد ذلك ، قطع الاسلاك في الطرف المقابل من هذا القبيل أن تجعيد عدة مليمترات (~ 3 - 4mm) من الأسلاك تبرز من طرف الإبرة تحت الجلد يمر. وغيض من التنغستن يتعرض من خلال شحذ اللهب السلك إلى نقطة دقيقة جدا. 5ml من البلاستيك القابل للتصرف ماصة عندما أقحم في محور الإبرة تحت الجلد بمثابة مناسبة لمعالجة هذه الأداة تشريح. دبابيس مصنوعة في تشريح غرامة مماثلة الطريقة ، وبعد الخطوة شحذ ، فهم الطرف جدا من السلك بحزم مع ملقط لمنعه من التحرك واجراء خفض 3mm تقريبا من رأس دبوس للافراج عن تشريح الصغيرة. استخدم الرعاية لمنع طرف من كونها نائية من قبضة الملقط. لتحضير شرائح البطن ذبابة الفاكهة الكبار : <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين سفر إلى لوحة تشريح (Sylgard ؛ داو كورننغ) عن طريق وضع دبوس تشريح غرامة على الرغم من أن القفص الصدري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة أرجل وأجنحة للطيران. في حين إزالة المجموعة الأكثر الخلفي من الساقين ، وخلق فتحة في إهاب عند النقطة الأمامية فقط إلى حيث يلتقي الصدر البطن. ويستخدم هذا الافتتاح في وقت لاحق بوصفه نقطة وصول لإجراء شق على طول السطح البطني من البطن (انظر الخطوة 5) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين بطن الذبابة في مكان عن طريق وضع دبوس تشريح الجزء الثاني من خلال الأعضاء التناسلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية يطير مع شيلدز المبردة وسانغ M3 المتوسطة الحشرات (سيغما). إزالة أي الهواء المحبوس عن طريق رسم تشغيله مع ماصة باستور. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملقط باستخدام فتح البطن عن طريق شق بطني على طول خط الوسط من فتح في إهاب إنشاؤها عن طريق إزالة الساقين إلى الجزء التناسلية. إزالة الغدد التناسلية من الشجاعة والبطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع جليدة والقصبات الهوائية التي تربط البطن إلى القفص الصدري. ينبغي للنسيج الوحيد المتبقي الذي يربط البطن إلى الصدر أن يكون القلب. وهذا يوفر للبشرة البطن مع بعض الاستقرار ، ويمنعها من الدورية أو التواء في الخطوة التالية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دبوس شقة الزوايا الأكثر الأمامي للبشرة البطن. إزالة القفص الصدري. شد بشرة ، دبوس مشدود شقة الزوايا الخلفية للبشرة. قد يعلقون في الجزء الأعضاء التناسلية يجب أن يتم تعديل أوضاعها لجعل بشرة وضع مسطح. </li></ol> الجزء 2. Oenocyte تشريح إعداد شرائح البطن يعرض السطح الداخلي للبشرة البطن والأنسجة تعلق بما في ذلك القلب والدهون في الجسم ، الرغامى ، عضلات جدار الجسم ، والبشرة ، وعلى oenocytes. قلب تقع على طول خط الوسط الظهرية. الدهون في الجسم (الأنسجة كامد) تغطي معظم سطح جليدية داخلية. الرغامى (هياكل أنبوبية بيضاء) تمتد من الفتحات الجانبية منتفس ، وجعل الفروع الواسعة التي تتسلل هذه الأنسجة. الكذب تحت هذه الأنسجة ، وoenocytes المصطبغة (بلون الكهرمان الخلايا) تشع من خط الوسط إلى الحافة الجانبية للبشرة في المنطقة الخلفية من كل قطعة. وتقع مباشرة تحت oenocytes المناطق المدبوغة بحزن كل tergite (لوحات جليدية الظهرية) ، ويمكن أن يكون من الصعب تحديد من دون معرفة مسبقة من موقعهم. ويرتبط سكان oenocytes آخر يقع ventrally مع sternites (لوحات جليدية بطني) ، على الرغم من أنه من الممكن عزل هذه الخلايا ، وهذا البروتوكول الفيديو سوف تظهر فقط تشريح oenocytes الظهرية. كل قطعة في البطن ، ورقة بارزة من أنسجة الجسم من الدهون تكمن الأمامي إلى oenocytes ؛ أصغر ورقة أقل وضوحا من الدهون في الجسم تكمن الخلفية لoenocytes. ورقة بارزة من أنسجة الجسم من الدهون غالبا ما يغطي oenocyteق الجزء السابق عليه. يجب إزالة السفينة الظهرية والدهون في الجسم أولا من أجل فضح oenocytes. ومن المهم أن نلاحظ أن تصبغ العنبر من oenocytes ، والتي من اسمها مستمد (أوينو -- من oînos اليونانية ، &quot;النبيذ&#39;) 1 ، ويميز بوضوح هذه الخلايا من الأنسجة المحيطة بها ، وكثافة تصبغ تزداد مع العمر ليطير. وعلاوة على ذلك ، والصفيحة القاعدية للensheathes oenocytes 2،3 ، وتوفير الدعم للمجموعات الخلية ومنع الخلايا من ان تصبح فصلها أثناء تشريح. على الصفيحة القاعدية تساعد أيضا في إزالة أنسجة انضمت غيره ، مثل أنسجة الجسم الدهون ، من خلال إنشاء نقطة الضعف التي يمكن أن تكون هذه الالتصاقات الإخلال بها بسهولة. الإجراء المذكورة أدناه يقدم تعليمات مفصلة لإزالة oenocytes من إهاب البطن. يمكن أن تكون oenocytes إزالتها بسهولة من شرائح البطن 2-5 (الذكور) ، و 2-6 (أنثى). كثيرا ما تتعطل oenocytes من شرائح البطن الأول والأخير (شرائح 1 ، و 6 في الذكور أو الإناث في 7) بواسطة المسامير تشريح عقد زوايا إهاب وبالتالي يتم تجنب. إزالة oenocytes يستغرق حوالي 10 دقيقة للتنفيذ. لعزل oenocytes الكبار : <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع جذوع القصبة الهوائية المنبثقة من spiracles باستخدام إبرة تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الدهون في الجسم والقلب بقطع الاتصالات على السطح الداخلي للبشرة مع إبرة تشريح. للقيام بذلك ، ضع نقطة من إبرة تشريح بين الدهون في الجسم وoenocytes ، واسحبه من الحافة الجانبية للبشرة ، وصولا إلى خط الوسط ، يتحرك تحت القلب ، والاستمرار في الجانب المعاكس. تتقدم من الخلف إلى الأمام ، وإزالة أنسجة الجسم من الدهون والقلب من كل قطعة من إهاب المتعاقبة. إذا أجريت بعناية oenocytes تظل تعلق على بشرة ، ويمكن إزالة الدهون في الجسم والقلب كله. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رباط الجسم عضلات جدار oenocytes إلى السطح الداخلي للبشرة. باستخدام إبرة تشريح قطع طولية عضلات جدار الجسم من كل قطعة. للقيام بذلك ، اسحب الإبرة تشريح على طول الجانب الخلفي من oenocyte حبلا ، ورفع لهم بلطف من سطح بشرة. ينبغي للفروع الشريط مثل oenocyte يأتي بعيدا عن بشرة ، ويمكن أن تكون وضعت على الجانب بينما يتم إزالة oenocytes المتبقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مرة واحدة من إهاب والكذب على لوحة التشريح أنه قد يكون من الضروري تنظيف إيقاف أي انضمت الى أنسجة الجسم من الدهون oenocytes. يتم ذلك ببساطة عن طريق وضع إبرة تشريح بين أنسجة الجسم من الدهون وoenocytes ، وقطع الاتصال عن طريق دفع الإبرة أسفل وعلى لوحة التشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع خيوط oenocyte بوكز ببساطة مع نهاية إبرة تشريح. مرة واحدة عالقة حتى نهاية الإبرة تشريح يمكن سحبها oenocytes ببطء عبر سطح متوسطة الثقافة. يمكن وضعها مباشرة في تشريح oenocytes العازلة تحلل الخلية المناسبة إما RNA أو استخراج البروتين. علما بأن oenocytes (شرائح البطن 2-5) من ذبابة واحدة من الذكور عادة غلات 15 20ng من الحمض النووي الريبي الإجمالي. </li></ol> الرقم المجموعات : <img src="/files/ftp_upload/2242/2242fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. التعبير عن الجينات desaturase ، وdesat1 desatF في oenocytes الذكور والإناث د. melanogaster. عكس النسخ - PCR التضخيم من desat1 وdesatF من [كدنا] المستمدة من البالغين oenocytes الذكور والإناث. يتم التعبير عن الجينات desat1 في كل من الذكور والإناث oenocytes ؛ desatF ديمبرافيك التعبير الجنسي ، ويجري التعبير عنه في oenocytes حصرا للإناث. المقابلة لهذه الاختلافات في التعبير الجيني ، مطلوب desat1 لإنتاج المركبات الهيدروكربونية مشتركة في كل من الذكور والإناث 9 ، وتشارك desatF في إنتاج المركبات الهيدروكربونية الإناث 10،11 محددة. desatF وقد تبين أن أعرب على وجه التحديد في oenocytes الإناث في 12 التهجين الموقع. لاحظ أن يتم الحصول على متوسط ​​15 20ng من الحمض النووي الريبي من مجموع oenocytes تشريح من ذبابة الفردية. تم عزل الحمض النووي الريبي باستخدام RNeasy الصغرى مجموعة (Qiagen) ؛ [كدنا] أنتجت باستخدام التوليف cDND qScript مجموعة (كوانتا العلوم البيولوجية)

<ol>
	<li>Wielowiejski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ueber+das+blutgewebe+der+insekten.">Ueber das blutgewebe der insekten.</a> Zeit. Wiss. Zool. 43, 512-536 .</li><li>Krupp, J. J., Kent, C., Billeter, J. C., Azanchi, R., So, A. K., Schonfeld, J. A., Smith, B. P., Lucas, C., Levine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Social+experience+modifies+pheromone+expression+and+mating+behavior+in+male+Drosophila+melanogaster.">Social experience modifies pheromone expression and mating behavior in male Drosophila melanogaster.</a> Curr. Biol. 18, 1373-1383 (2008).</li><li>Locke, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+membranes,+Golgi+complexes,+and+vacuolar+systems.">Surface membranes, Golgi complexes, and vacuolar systems.</a> Annu. Rev. Entomol. 48, 1-27 (2003).</li><li>Billeter, J. C., Atallah, J., Krupp, J. J., Millar, J. G., Levine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+cells+tag+sexual+and+species+identity+in+Drosophila+melanogaster.">Specialized cells tag sexual and species identity in Drosophila melanogaster.</a> Nature. 461, 987-991 (2009).</li><li>Gould, A. P., Elstob, P. R., Brodu, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+oenocytes:+a+model+system+for+studying+cell-fate+specification+by+Hox+genes.">Insect oenocytes: a model system for studying cell-fate specification by Hox genes.</a> J. Anat. 199, 25-33 (2001).</li><li>Lawrence, P. A., Johnston, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+lineage+of+the+Drosophila+abdomen:+the+epidermis,+oenocytes+and+ventral+muscles.">Cell lineage of the Drosophila abdomen: the epidermis, oenocytes and ventral muscles.</a> J. Embryol. Exp. Morphol. 72, 197-208 (1982).</li><li>Johnson, M. B., Butterworth, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maturation+and+aging+of+adult+fat+body+and+oenocytes+in+Drosophila+as+revealed+by+light+microscopic+morphometry.">Maturation and aging of adult fat body and oenocytes in Drosophila as revealed by light microscopic morphometry.</a> J. Morphol. 184, 51-59 (1985).</li><li>Gutierrez, E., Wiggins, D., Fielding, B., Gould, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+hepatocyte-like+cells+regulate+Drosophila+lipid+metabolism.">Specialized hepatocyte-like cells regulate Drosophila lipid metabolism.</a> Nature. 445, 275-280 (2007).</li><li>Marcillac, F., Bousquet, F., Alabouvette, J., Savarit, F., Ferveur, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mutation+with+major+effects+on+Drosophila+melanogaster+sex+pheromones.">A mutation with major effects on Drosophila melanogaster sex pheromones.</a> Genetics. 171, 1617-1628 (2005).</li><li>Chertemps, T., Duportets, L., Labeur, C., Ueyama, M., Wicker-Thomas, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+female-specific+desaturase+gene+responsible+for+diene+hydrocarbon+biosynthesis+and+courtship+behaviour+in+Drosophila+melanogaster.">A female-specific desaturase gene responsible for diene hydrocarbon biosynthesis and courtship behaviour in Drosophila melanogaster.</a> Insect Mol. Biol. 15, 465-473 (2006).</li><li>Legendre, A., Miao, X. X., Da Lage, J. L., Wicker-Thomas, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+a+desaturase+involved+in+female+pheromonal+cuticular+hydrocarbon+biosynthesis+and+courtship+behavior+in+Drosophila.">Evolution of a desaturase involved in female pheromonal cuticular hydrocarbon biosynthesis and courtship behavior in Drosophila.</a> Insect. Biochem. Mol. Biol. 38, 244-255 (2008).</li><li>Shirangi, T. R., Dufour, H. D., Williams, T. M., Carroll, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+evolution+of+sex+pheromone-producing+enzyme+expression+in+Drosophila.">Rapid evolution of sex pheromone-producing enzyme expression in Drosophila.</a> PLoS Biol. 7, e1000168-e1000168 (2009).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

في هذه المقالة الفيديو نقدم بروتوكول تشريح مفصل لإعداد oenocytes من الكبار D. melanogaster بطريقة ملائمة للتحليل الجزيئي. وقد وصفت في النص القائم على حساب مختصر لطريقة تشريح أماكن أخرى 2 ، وثبت في إعداد الناشئة oenocyte لتكون مناسبة لاستخراج كل من الحمض النووي الريبي وال?...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Sylgard</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella, Inc.</td>
<td>27-11</td>
<td>0.005&#x201D;/20&#x2019;</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dumont</td>
<td>11252-30</td>
<td>#5</td>
</tr>
<tr>
<td>Shields and Sang M3 Insect Medium</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>S3652</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RNeasy Micro Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Qiagen</td>
<td>74004</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>qScript cDNA Synthesis Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Quanta Biosciences</td>
<td>95047-100</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Monoject Hypodermic Needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>722289</td>
<td>20G1 with aluminum hub</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

dissection of oenocytes from adult drosophila melanogaster

في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em&gt; ، كما في غيرها من الحشرات ، طبقة شمعية على السطح الخارجي للبشرة ، التي تتألف أساسا من المركبات الهيدروكربونية ، ويوفر الحماية ضد الجفاف والتحديات البيئية الأخرى. العديد من هذه المركبات الهيدروكربونية جليدية (CHC) وظيفة أيضا إشارات semiochemical ، ومثل التوسط الاتصالات pheromonal بين أفراد من نفس النوع ، أو في بعض الحالات بين الأنواع المختلفة ، والتأثير على السلوك وتعتبر خلايا متخصصة يشار إلى oenocytes كموقع أساسي لتخليق CHC. ومع ذلك ، لا يعرف إلا القليل نسبيا بشأن تورط oenocytes في تنظيم السكروز ، والنقل ، ومسارات ترسب المساهمة في الناتج CHC. نظرا للدور الكبير الذي تؤديه في CHCs جوانب عديدة من الحشرات البيولوجيا ، بما في ذلك الاتصال الكيميائية ، ومقاومة الجفاف ، والحصانة ، فمن المهم للحصول على فهم أكبر لتنظيم الجزيئية والجينية للإنتاج CHC داخل هذه الخلايا المتخصصة. وoenocytes الراشدين<em&gt; د. melanogaster</em&gt; تقع ضمن إهاب البطن ، والمحتشدة metamerically في الشريط تشبه عناقيد يشع على طول سطح جليدية داخلية في كل جزء في البطن. في هذه المقالة الفيديو نظهر تقنية التشريح المستخدمة لإعداد oenocytes من الكبار<em&gt; د. melanogaster</em&gt;. على وجه التحديد ، ونحن نقدم مفصلة خطوة بخطوة مظاهرة (1) كيفية إعداد فيليه الكبار<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; البطن ، (2) كيفية تحديد وتمييز oenocytes منهم من الأنسجة الأخرى ، و (3) كيفية إزالة الكتل oenocyte سليمة من إهاب البطن. ويرد موجز تجريبية من التوضيح كيف يمكن استخدام هذا الإعداد لدراسة التعبير عن جينات لها دور في تخليق المواد الهيدروكربونية. أظهر تشريح إعداد هذا القانون سيسمح للتحليل مفصل الجزيئية والجينية وظيفة oenocyte في ذبابة الفاكهة الكبار.

Watch this Scientific Journal Video about Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster at JoVE.com

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

في الحشرات ، وإنتاج مركبات الهيدروكربونية oenocytes جليدية. هذه المركبات تحمي من الجفاف وتسهيل الاتصالات الكيميائية. هنا نظهر تقنية التشريح المستخدمة لعزل oenocytes من الكبار<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em&gt; ، وتوضح كيف يمكن استخدام هذا الإعداد لدراسة الجينات المسؤولة عن تجميع النفط والغاز.

تشريح Oenocytes من الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

dissection-of-oenocytes-from-adult-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Biology

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

20.3K Views.  University of Toronto. في الحشرات ، وإنتاج مركبات الهيدروكربونية oenocytes جليدية. هذه المركبات تحمي من الجفاف وتسهيل الاتصالات الكيميائية. هنا نظهر تقنية التشريح المستخدمة لعزل oenocytes من الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن ، وتوضح كيف يمكن استخدام هذا الإعداد لدراسة الجينات المس?...

Video: Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

تشريح الجهاز العصبي المركزي اليرقات في Melanogaster ذبابة الفاكهة

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Dissection of Imaginal Discs from 3rd Instar Drosophila Larvae

This protocol demonstrates the dissection technique used for isolating imaginal discs from drosophila larvae at the 3rd instar stage. Methods for fixing the tissue after saying and removing the wing, leg, and eye discs are demonstrated directly on a microscope slide for subsequent visualization.

تشريح أقراص تخيلي من يرقات ذبابة الفاكهة طور مرحلي 3

Whole Cell Recordings from Brain of Adult Drosophila

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by describing the dissecting solution and capture of the adult females used in our studies. The procedure for removing the whole brain intact, including both optic lobes, is illustrated. Dissection of the overlying trachea is also shown.  The isolated brain is not only small but needs special care in handling at this stage to prevent damage to the neurons, many of which are close to the outer surface of the tissue. We show how a special holder we developed is used to stabilize the brain in the recording chamber. A standard electrophysiology set up is used for recording from single neurons or pairs of neurons. A fluorescent image, viewed through the recording microscope, from a GAL4 line driving GFP expression (GH146) illustrates how projection neurons (PNs) are identified in the live brain. A high power Nomarski image shows a view of a single neuron that is being targeted for whole cell recording. When the brain is successfully removed without damage, the majority of the neurons are spontaneously active, firing action potentials and/or exhibiting spontaneous synaptic input. This in situ preparation, in which whole cell recording of identified neurons in the whole brain can be combined with genetic and pharmacological manipulations, is a useful model for exploring cellular physiology and plasticity in the adult CNS.

This video demonstrates the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons using standard whole cell technology. It includes images of GFP labeled cells and neurons viewed during recording.

تسجيلات كاملة من خلية دماغ ذبابة الفاكهة الكبار

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by ...

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

عالية الدقة تعقب الفيديو للتنقل في الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Dissection of Hippocampal Dentate Gyrus from Adult Mouse

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its remarkable neuronal cell plasticity, and its involvement in epilepsy, neurodegenerative diseases, and psychiatric disorders. The hippocampus is composed of distinct regions; the dentate gyrus, which comprises mainly granule neurons, and Ammon's horn, which comprises mainly pyramidal neurons, and the two regions are connected by both anatomic and functional circuits. Many different mRNAs and proteins are selectively expressed in the dentate gyrus, and the dentate gyrus is a site of adult neurogenesis; that is, new neurons are continually generated in the adult dentate gyrus. To investigate mRNA and protein expression specific to the dentate gyrus, laser capture microdissection is often used. This method has some limitations, however, such as the need for special apparatuses and complicated handling procedures. In this video-recorded protocol, we demonstrate a dissection technique for removing the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope. Dentate gyrus samples prepared using this technique are suitable for any assay, including transcriptomic, proteomic, and cell biology analyses. We confirmed that the dissected tissue is dentate gyrus by conducting real-time PCR of dentate gyrus-specific genes, tryptophan 2,3-dioxygenase (TDO2) and desmoplakin (Dsp), and Ammon's horn enriched genes, Meis-related gene 1b (Mrg1b) and TYRO3 protein tyrosine kinase 3 (Tyro3). The mRNA expressions of TDO2 and Dsp in the dentate gyrus samples were detected at obviously higher levels, whereas Mrg1b and Tyro3 were lower levels, than those in the Ammon's horn samples. To demonstrate the advantage of this method, we performed DNA microarray analysis using samples of whole hippocampus and dentate gyrus. The mRNA expression of TDO2 and Dsp, which are expressed selectively in the dentate gyrus, in the whole hippocampus of alpha-CaMKII+/- mice, exhibited 0.037 and 0.10-fold changes compared to that of wild-type mice, respectively. In the isolated dentate gyrus, however, these expressions exhibited 0.011 and 0.021-fold changes compared to that of wild-type mice, demonstrating that gene expression changes in dentate gyrus can be detected with greater sensitivity. Taken together, this convenient and accurate dissection technique can be reliably used for studies focused on the dentate gyrus.

A dissection technique for removal of the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope was demonstrated in this video-recorded protocol.

تشريح التلفيف المسنن من الحصين ماوس الكبار

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

تشريح هيئات من اسماك الزرد الكبار

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

عزلة ذبابة الفاكهة السوداء البطن الخصيات

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

حقن الانسولين واستخراج الدملمف لقياس حساسية الانسولين في الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

قياس عمر في<em&gt; ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called imaginal discs. These discs give rise to a high percentage of adult structures that are found within the adult fly. Here we describe a protocol that has been optimized to recover these discs and prepare them for analysis with antibodies, transcriptional reporters and protein traps. This procedure is best suited for thin tissues like imaginal discs, but can be easily modified for use with thicker tissues such as the larval brain and adult ovary. The written protocol and accompanying video will guide the reader/viewer through the dissection of third instar larvae, fixation of tissue, and treatment of imaginal discs with antibodies. The protocol can be used to dissect imaginal discs from younger first and second instar larvae as well. The advantage of this protocol is that it is relatively short and it has been optimized for the high quality preservation of the dissected tissue. Another advantage is that the fixation procedure that is employed works well with the overwhelming number of antibodies that recognize Drosophila proteins. In our experience, there is a very small number of sensitive antibodies that do not work well with this procedure. In these situations, the remedy appears to be to use an alternate fixation cocktail while continuing to follow the guidelines that we have set forth for the dissection steps and antibody incubations.

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

The adult structures of Drosophila are derived from sac-like structures called imaginal discs. Analysis of these discs provides insight into many developmental processes including tissue determination, compartment boundary establishment, cell proliferation, cell fate specification, and planar cell polarity. This protocol is used to prepare imaginal discs for light/fluorescent microscopy.

تشريح والمناعية من تخيلي أقراص من<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called ...