Мы хотели бы поблагодарить Amsale страховки за ее помощь в съемках этого видео статьи. Эта работа финансировалась CIHR, NSERC и КПР гранты ЛЗЕ.

Часть 1. Филе подготовки взрослых живота дрозофилы. Процедуры, описанной ниже, немедленно готовит живота для последующего удаления oenocytes (см. Часть 2 протокола). Аналогичная процедура может также использоваться для подготовки других тканей придает внутренней поверхности кутикулы, в том числе спинного сосуда (т.е. сердца) и жира в организме. Отметим, что в видео статья oenocyte технику вскрытия демонстрируется на взрослого дикого типа (Canton-S) мужчина летать, шесть дней от роду. Одинаковые методы могут использоваться для удаления oenocytes от самок. Подготовка живота филе занимает около 5 минут, чтобы выполнить. Перед тем как начать, важно иметь наготове несколько прекрасных контакты вскрытия (см. ниже и Часть 2) и рассечение иглы (см. часть 2). Коммерчески доступные рассечение иголках зачастую слишком велики для этого протокола, поэтому мы приняли для изготовления наших в лаборатории. Чтобы создать вскрытия иглой, вольфрамовой проволоки (0,005 &quot;) сначала пропускаются через вал подкожные иглы (27G, алюминиевый концентратор). Пропустите проволоку через кончик шприц так, чтобы она выходит из хаба. Обжимные проволокой выступающие от центра;. это мешает провод от вытащил из шприц Затем разрезать провод на противоположный конец обжимной, что несколько миллиметров (~ 3-4мм) провода торчат из кончика шприц Проходя. кончик подвергается вольфрама через пламя будет точить провод очень тонкий момент. одноразовой пластиковой пипеткой 5 мл, когда вклинивается в центр шприц выступает в качестве удобной ручкой для этого рассечение инструмент. штраф контакты рассечение производится в аналогичной образом. После заточки шаг, держитесь самый кончик проволоки прочно щипцами, чтобы предотвратить его перемещение и сделать разрез приблизительно 3 мм от кончика к выпуску булавки рассечение. Будьте осторожны, чтобы предотвратить вывод от того, бросил из рук щипцов. Чтобы подготовить филе взрослых живота дрозофилы: <ol><li> Безопасные лететь в рассечение пластины (Sylgard; Dow-Corning), поместив тонкий контактный вскрытия хотя грудной клетки. </li><li> Удалить ножки и крылья летать. В процессе удаления самых задних набор ног, создают отверстия в кутикуле в точке только впереди, где встречается грудной клетки живота. Это открытие дальнейшем использован в качестве точки доступа для создания разреза вдоль вентральной поверхности живота (см. шаг 5) </li><li> Безопасные живота летать на месте, поставив второй контактный рассечение через генитальный сегмент. </li><li> Обложка летать с охлажденной Шилдс и Санг M3 насекомых среде (Sigma). Удалите пузырьки воздуха, нарисовав его с пипетки Пастера. </li><li> Использование щипцов открытым живот, сделав надрез вдоль вентральной срединной линии из отверстия в кутикуле создан путем удаления ноги генитальный сегмент. Удалить кишки и половых желез от живота. </li><li> Север кутикулу и трахеи подключения живота, чтобы грудная клетка. Единственный оставшийся ткани подключения живота, чтобы грудная клетка должна быть сердце. Это обеспечивает брюшной кутикулы с некоторой стабильности, и защищает его от поворота или скручивания во время следующего шага. </li><li> Pin плоской передней всех уголках брюшной кутикулы. Удаление грудной клетки. Тяговая кутикулы тугой, контактный плоский задний углы кутикулы. Штифт в генитального сегмента, возможно, должны быть повторно сделать кутикулу лежать. </li></ol> Часть 2. Oenocyte рассечение Подготовка живота филе разоблачает внутреннюю поверхность брюшной кутикулы и придает тканей, включая сердце, жира, трахеи, мышцах стенки тела, эпидермис, и oenocytes. Сердце лежит вдоль спинной средней линии. Жир тела (непрозрачная ткань) покрывает большую часть внутренней поверхности кутикулярной. Трахеи (белые трубчатые структуры) простираются от боковых отверстий дыхало, а также широко ветви, которые проникают этих тканях. Лежа под этими тканями, пигментированные oenocytes (янтарный клеток) исходят от средней линии к боковому краю кутикулы в задней части каждого сегмента. Oenocytes лежат прямо под темной загорелой регионах каждой брюшка (спинной кутикулярных пластинок) и может быть трудно определить без предварительных знаний от их местонахождения. Другая популяция расположена вентрально oenocytes связано с стерниты (вентральная кутикулярные пластин), хотя можно выделить эти клетки, это видео протокол будет только продемонстрировать рассечение спинного oenocytes. В каждом брюшном сегменте, видный лист жировой ткани тела расположена впереди oenocytes; меньшие менее очевидно лист жира тело лежит кзади от oenocytes. Видные лист жировой ткани тела часто охватывает oenocyteе годы сегмент перед ним. Спинной сосуд и жира в организме должно быть удалено первым, чтобы разоблачить oenocytes. Важно отметить, что янтарь пигментации oenocytes, из которой происходит их название (Оэно - от греческого ойнос, &quot;вино&quot;) 1, четко различает эти клетки из окружающих тканей; интенсивность пигментации увеличивается с возрастом в лету. Более того, базальной пластинки ensheathes oenocytes 2,3, оказывая поддержку ячейки кластеров и предотвращения клетки становятся диссоциированных во время вскрытия. Базальной пластинки также способствует удалению extraneously придерживался тканей, таких как жировой ткани тела, создавая слабое место, где эти спайки могут быть легко разрушены. Процедуры, описанной ниже приведены подробные инструкции по удалению oenocytes из брюшной оболочкой. Oenocytes могут быть легко удалены из брюшной сегменты 2-5 (мужчины) и 2-6 (самки). Oenocytes из первых и последних брюшных сегментов (сегменты 1 и 6 у мужчин и 7 у женщин) часто нарушается рассечение контакты проведения углах кутикулы и, следовательно, избежать. Удаление oenocytes занимает около 10 минут для выполнения. Чтобы изолировать взрослых oenocytes: <ol><li> Север трахеи стволы, исходящих из дыхальца использованием вскрытия иглой. </li><li> Удаление жира в организме и сердца, разрыв соединения с внутренней поверхности кутикулы с рассечение иглы. Чтобы сделать это, положение точки вскрытия иглу между жира в организме и oenocytes, и перетащите его из бокового края кутикулы, до средней линии, двигаясь под сердцем, и продолжает противоположной стороны. Бегущие от задних к передним, удалить жировые ткани тела и сердца от кутикулы каждого последующего сегмента. Если выполнены тщательно oenocytes остаются прикрепленными к кутикулы, и жира в организме и сердце может быть удален целом. </li><li> Стенка тела мышцы ремень oenocytes к внутренней поверхности кутикулы. Использование вскрытия иглой разорвать продольные стенки тела мышцы каждого сегмента. Для этого перетащите вскрытия иглой по задней стороне oenocyte пряди, нежно поднимая их с поверхности эпидермиса. Ленточных oenocyte нити должны прийти от кутикулы и могут быть проложены в стороне в то время как остальные oenocytes удаляются. </li><li> После извлечения из кутикулы и, лежа на вскрытии пластины может быть необходимо очистить от любого придерживался жировой ткани тела от oenocytes. Это можно сделать, просто поместив рассечение иглу между жировой ткани тела и oenocytes, и разрыв связи, нажав на иглу и против вскрытии пластины. </li><li> Соберите oenocyte нити просто тыкая их с конца вскрытия иглой. После прилипла к концу вскрытия иглой oenocytes можно вытянуть медленно по поверхности питательной среды. Расчлененный oenocytes могут быть размещены непосредственно в лизиса клеток буфера подходит для любой РНК или белка добычи. Обратите внимание, что oenocytes (брюшные сегменты 2-5) от одного мужчины летают обычно дает 15-20ng от общего числа РНК. </li></ol> Рис Легенда: <img src="/files/ftp_upload/2242/2242fig1.jpg" alt="Рисунок 1" /> Рисунок 1. Экспрессия генов десатуразу, desat1 и desatF, в мужской и женской oenocytes Д. MELANOGASTER. обратной транскрипции-ПЦР-амплификации desat1 и desatF из кДНК производным от взрослых мужчин и женщин oenocytes. Ген desat1 выражается и в мужских и женских oenocytes; desatF выражение половой диморфизм, выражается исключительно в женских oenocytes. В соответствии с этими различиями в экспрессии генов, desat1 требуется для производства углеводородных соединений, общих для обоих мужчин и женщин 9 и desatF занимается производством женской конкретных углеводородных соединений 10,11. DesatF было показано, что конкретно выражается в женских oenocytes на на месте 12 гибридизации. Обратите внимание, что в среднем 15-20ng общей РНК получают из oenocytes расчлененное из отдельных летать. РНК выделяли с помощью микро RNeasy комплект (Qiagen); кДНК, полученные с использованием QScript cDND синтеза комплект (Quanta BioSciences)

<ol>
	<li>Wielowiejski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ueber+das+blutgewebe+der+insekten.">Ueber das blutgewebe der insekten.</a> Zeit. Wiss. Zool. 43, 512-536 .</li><li>Krupp, J. J., Kent, C., Billeter, J. C., Azanchi, R., So, A. K., Schonfeld, J. A., Smith, B. P., Lucas, C., Levine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Social+experience+modifies+pheromone+expression+and+mating+behavior+in+male+Drosophila+melanogaster.">Social experience modifies pheromone expression and mating behavior in male Drosophila melanogaster.</a> Curr. Biol. 18, 1373-1383 (2008).</li><li>Locke, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+membranes,+Golgi+complexes,+and+vacuolar+systems.">Surface membranes, Golgi complexes, and vacuolar systems.</a> Annu. Rev. Entomol. 48, 1-27 (2003).</li><li>Billeter, J. C., Atallah, J., Krupp, J. J., Millar, J. G., Levine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+cells+tag+sexual+and+species+identity+in+Drosophila+melanogaster.">Specialized cells tag sexual and species identity in Drosophila melanogaster.</a> Nature. 461, 987-991 (2009).</li><li>Gould, A. P., Elstob, P. R., Brodu, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+oenocytes:+a+model+system+for+studying+cell-fate+specification+by+Hox+genes.">Insect oenocytes: a model system for studying cell-fate specification by Hox genes.</a> J. Anat. 199, 25-33 (2001).</li><li>Lawrence, P. A., Johnston, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+lineage+of+the+Drosophila+abdomen:+the+epidermis,+oenocytes+and+ventral+muscles.">Cell lineage of the Drosophila abdomen: the epidermis, oenocytes and ventral muscles.</a> J. Embryol. Exp. Morphol. 72, 197-208 (1982).</li><li>Johnson, M. B., Butterworth, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maturation+and+aging+of+adult+fat+body+and+oenocytes+in+Drosophila+as+revealed+by+light+microscopic+morphometry.">Maturation and aging of adult fat body and oenocytes in Drosophila as revealed by light microscopic morphometry.</a> J. Morphol. 184, 51-59 (1985).</li><li>Gutierrez, E., Wiggins, D., Fielding, B., Gould, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+hepatocyte-like+cells+regulate+Drosophila+lipid+metabolism.">Specialized hepatocyte-like cells regulate Drosophila lipid metabolism.</a> Nature. 445, 275-280 (2007).</li><li>Marcillac, F., Bousquet, F., Alabouvette, J., Savarit, F., Ferveur, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mutation+with+major+effects+on+Drosophila+melanogaster+sex+pheromones.">A mutation with major effects on Drosophila melanogaster sex pheromones.</a> Genetics. 171, 1617-1628 (2005).</li><li>Chertemps, T., Duportets, L., Labeur, C., Ueyama, M., Wicker-Thomas, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+female-specific+desaturase+gene+responsible+for+diene+hydrocarbon+biosynthesis+and+courtship+behaviour+in+Drosophila+melanogaster.">A female-specific desaturase gene responsible for diene hydrocarbon biosynthesis and courtship behaviour in Drosophila melanogaster.</a> Insect Mol. Biol. 15, 465-473 (2006).</li><li>Legendre, A., Miao, X. X., Da Lage, J. L., Wicker-Thomas, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+a+desaturase+involved+in+female+pheromonal+cuticular+hydrocarbon+biosynthesis+and+courtship+behavior+in+Drosophila.">Evolution of a desaturase involved in female pheromonal cuticular hydrocarbon biosynthesis and courtship behavior in Drosophila.</a> Insect. Biochem. Mol. Biol. 38, 244-255 (2008).</li><li>Shirangi, T. R., Dufour, H. D., Williams, T. M., Carroll, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+evolution+of+sex+pheromone-producing+enzyme+expression+in+Drosophila.">Rapid evolution of sex pheromone-producing enzyme expression in Drosophila.</a> PLoS Biol. 7, e1000168-e1000168 (2009).</li></ol>

Нет конфликта интересов объявлены.

В этом видео статье мы представляем подробный протокол вскрытия для подготовки oenocytes от взрослых D. MELANOGASTER в порядке, подходящем для молекулярного анализа. Сокращенные текстовые счет вскрытия метод был описан в другом месте 2, и в результате oenocyte Препарат был продемонстриров?...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Sylgard</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella, Inc.</td>
<td>27-11</td>
<td>0.005&#x201D;/20&#x2019;</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dumont</td>
<td>11252-30</td>
<td>#5</td>
</tr>
<tr>
<td>Shields and Sang M3 Insect Medium</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>S3652</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RNeasy Micro Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Qiagen</td>
<td>74004</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>qScript cDNA Synthesis Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Quanta Biosciences</td>
<td>95047-100</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Monoject Hypodermic Needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>722289</td>
<td>20G1 with aluminum hub</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

dissection of oenocytes from adult drosophila melanogaster

В<em&gt; Дрозофилы</em&gt;, Как и в других насекомых, восковой слой на внешней поверхности кутикулы, состоит преимущественно из углеводородных соединений, обеспечивает защиту от высыхания и других экологических проблем. Некоторые из этих кутикулярных углеводородных (ХГС) соединений также функционировать как semiochemical сигналов, и в этом качестве посредника феромонов связи между членами одного и того же вида, или в некоторых случаях между различными видами, и влиять на поведение. Специализированные клетки называют oenocytes рассматриваются в качестве основной площадки для синтеза ХГС. Тем не менее, относительно мало известно об участии oenocytes в регуляции биосинтеза, транспорта и осаждения путей способствует выход ХГС. Учитывая значительную роль, которую играют в CHCs некоторые аспекты биологии насекомых, в том числе химические связи, высыхание сопротивление, и иммунитет, важно, чтобы получить более глубокое понимание молекулярных и генетических регулировании производства ХГС в этих специализированных клеток. Взрослый oenocytes из<em&gt; D. MELANOGASTER</em&gt; Находятся в брюшной кожного покрова, и метамерно одетые в ленточных кластеров излучающих вдоль внутренней кутикулярной поверхности каждого сегмента брюшка. В этом видео статье мы демонстрируем рассечение техника, используемая для подготовки oenocytes от взрослых<em&gt; D. MELANOGASTER</em&gt;. В частности, мы предоставляем подробные шаг за шагом демонстрации (1), как готовить филе взрослых<em&gt; Drosophila</em&gt; Живота, (2) как определить oenocytes и различать их от других тканей, и (3), как удалить нетронутыми oenocyte кластеров из брюшной оболочкой. Краткие экспериментальные иллюстрации того, как этот препарат может быть использован для изучения экспрессии генов, вовлеченных в синтез углеводородных включен в стоимость. Расчлененный подготовки продемонстрировали здесь позволит подробная молекулярно-генетический анализ oenocyte функции во взрослой плодовой мухи.

Watch this Scientific Journal Video about Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster at JoVE.com

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

У насекомых, oenocytes производить кутикулярных углеводородных соединений. Эти соединения защищают от высыхания и способствовать химической связи. Здесь мы показываем, рассечение техника, используемая для изоляции от взрослых oenocytes<em&gt; Дрозофилы</em&gt;, И показать, как этот препарат может быть использован для исследования генов, участвующих в синтеза углеводородов.

Препарирование Oenocytes от взрослых Дрозофилы</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

dissection-of-oenocytes-from-adult-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Biology

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

20.3K Views.  University of Toronto. У насекомых, oenocytes производить кутикулярных углеводородных соединений. Эти соединения защищают от высыхания и способствовать химической связи. Здесь мы показываем, рассечение техника, используемая для изоляции от взрослых oenocytes Дрозофилы, И показать...

Video: Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Препарирование личинок ЦНС у дрозофилы

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Dissection of Imaginal Discs from 3rd Instar Drosophila Larvae

This protocol demonstrates the dissection technique used for isolating imaginal discs from drosophila larvae at the 3rd instar stage. Methods for fixing the tissue after saying and removing the wing, leg, and eye discs are demonstrated directly on a microscope slide for subsequent visualization.

Препарирование имагинальных дисков с 3-го личинки дрозофилы Инстар

Whole Cell Recordings from Brain of Adult Drosophila

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by describing the dissecting solution and capture of the adult females used in our studies. The procedure for removing the whole brain intact, including both optic lobes, is illustrated. Dissection of the overlying trachea is also shown.  The isolated brain is not only small but needs special care in handling at this stage to prevent damage to the neurons, many of which are close to the outer surface of the tissue. We show how a special holder we developed is used to stabilize the brain in the recording chamber. A standard electrophysiology set up is used for recording from single neurons or pairs of neurons. A fluorescent image, viewed through the recording microscope, from a GAL4 line driving GFP expression (GH146) illustrates how projection neurons (PNs) are identified in the live brain. A high power Nomarski image shows a view of a single neuron that is being targeted for whole cell recording. When the brain is successfully removed without damage, the majority of the neurons are spontaneously active, firing action potentials and/or exhibiting spontaneous synaptic input. This in situ preparation, in which whole cell recording of identified neurons in the whole brain can be combined with genetic and pharmacological manipulations, is a useful model for exploring cellular physiology and plasticity in the adult CNS.

This video demonstrates the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons using standard whole cell technology. It includes images of GFP labeled cells and neurons viewed during recording.

Всего записей сотовый от мозга взрослого дрозофилы

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by ...

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

Видео высокого разрешения отслеживания передвижения у взрослых дрозофилы

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Dissection of Hippocampal Dentate Gyrus from Adult Mouse

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its remarkable neuronal cell plasticity, and its involvement in epilepsy, neurodegenerative diseases, and psychiatric disorders. The hippocampus is composed of distinct regions; the dentate gyrus, which comprises mainly granule neurons, and Ammon's horn, which comprises mainly pyramidal neurons, and the two regions are connected by both anatomic and functional circuits. Many different mRNAs and proteins are selectively expressed in the dentate gyrus, and the dentate gyrus is a site of adult neurogenesis; that is, new neurons are continually generated in the adult dentate gyrus. To investigate mRNA and protein expression specific to the dentate gyrus, laser capture microdissection is often used. This method has some limitations, however, such as the need for special apparatuses and complicated handling procedures. In this video-recorded protocol, we demonstrate a dissection technique for removing the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope. Dentate gyrus samples prepared using this technique are suitable for any assay, including transcriptomic, proteomic, and cell biology analyses. We confirmed that the dissected tissue is dentate gyrus by conducting real-time PCR of dentate gyrus-specific genes, tryptophan 2,3-dioxygenase (TDO2) and desmoplakin (Dsp), and Ammon's horn enriched genes, Meis-related gene 1b (Mrg1b) and TYRO3 protein tyrosine kinase 3 (Tyro3). The mRNA expressions of TDO2 and Dsp in the dentate gyrus samples were detected at obviously higher levels, whereas Mrg1b and Tyro3 were lower levels, than those in the Ammon's horn samples. To demonstrate the advantage of this method, we performed DNA microarray analysis using samples of whole hippocampus and dentate gyrus. The mRNA expression of TDO2 and Dsp, which are expressed selectively in the dentate gyrus, in the whole hippocampus of alpha-CaMKII+/- mice, exhibited 0.037 and 0.10-fold changes compared to that of wild-type mice, respectively. In the isolated dentate gyrus, however, these expressions exhibited 0.011 and 0.021-fold changes compared to that of wild-type mice, demonstrating that gene expression changes in dentate gyrus can be detected with greater sensitivity. Taken together, this convenient and accurate dissection technique can be reliably used for studies focused on the dentate gyrus.

A dissection technique for removal of the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope was demonstrated in this video-recorded protocol.

Препарирование зубчатой ​​извилине гиппокампа от взрослой мыши

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

Препарирование органов у взрослых данио рерио

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

Изоляция Дрозофилы Семенники

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

Инъекции инсулина и гемолимфы добычи для измерения чувствительности к инсулину у взрослых Дрозофилы</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

Измерение продолжительности жизни в<em&gt; Дрозофилы</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called imaginal discs. These discs give rise to a high percentage of adult structures that are found within the adult fly. Here we describe a protocol that has been optimized to recover these discs and prepare them for analysis with antibodies, transcriptional reporters and protein traps. This procedure is best suited for thin tissues like imaginal discs, but can be easily modified for use with thicker tissues such as the larval brain and adult ovary. The written protocol and accompanying video will guide the reader/viewer through the dissection of third instar larvae, fixation of tissue, and treatment of imaginal discs with antibodies. The protocol can be used to dissect imaginal discs from younger first and second instar larvae as well. The advantage of this protocol is that it is relatively short and it has been optimized for the high quality preservation of the dissected tissue. Another advantage is that the fixation procedure that is employed works well with the overwhelming number of antibodies that recognize Drosophila proteins. In our experience, there is a very small number of sensitive antibodies that do not work well with this procedure. In these situations, the remedy appears to be to use an alternate fixation cocktail while continuing to follow the guidelines that we have set forth for the dissection steps and antibody incubations.

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

The adult structures of Drosophila are derived from sac-like structures called imaginal discs. Analysis of these discs provides insight into many developmental processes including tissue determination, compartment boundary establishment, cell proliferation, cell fate specification, and planar cell polarity. This protocol is used to prepare imaginal discs for light/fluorescent microscopy.

Вскрытие и Иммуноокрашивание имагинальные диски из<em&gt; Дрозофилы</em

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called ...