我々は、このビデオの記事の撮影で彼女の援助のためにAmsaleやめるに感謝します。この作業はCIHR、NSERCおよびJDLにCRCの補助金によって賄われていた。

パート1。大人ショウジョウバエの腹部のフィレット作成。 手順は下記の即時の説明（プロトコルのその2を参照）oenocytesのその後の除去のための腹部を準備します。同じ手順は、背脈管（すなわち心臓）と脂肪体を含む、キューティクルの内側の表面に付着した他の組織、の準備のためにも使用できます。 ビデオの記事でoenocyte解剖手法が大人の野生型（カントン- S）男性のフライ、年齢の六日間で実証されていることに注意してください。同一の技術は、女性のハエからoenocytesを削除することができます。腹部のフィレットの準備は、実行するために約5分かかります。 始める前にそれは（パート2を参照）準備ができていくつかの細かい解剖ピン（下記参照および第2部）と解剖針を持つことが重要です。市販の解剖ピンと針は、このプロトコルのためにしばしば大きすぎるので、研究室で独自に作製するために取られている。解剖針を作成するには、タングステン線は（0.005&quot;）最初の皮下注射針のシャフト（27G、アルミハブ）を介してスレッド化されています。スレッドは、ワイヤは、皮下注射針の先端によっては、ハブから出てくるように。突出線を圧着ハブから、これは注射針から引き出されてからワイヤを防止次に、ワイヤーの数mm（〜3〜4ミリメートル）を皮下注射針の先端から突出している圧着などの反対側の端にワイヤーを切る渡す。炎を介して公開されたタングステンの先端は非常に細かい点まで線をシャープになります。皮下注射針のハブに挟ま使い捨て5ミリリットルのプラスチック製のピペットは、この解剖のツールに便利なハンドルとして機能します。微細な解剖のピンが同じように作られている方法。シャープステップの後、移動するからそれを防ぐため、小さな切開のピンを解放するために先端からのカットが約3mmように鉗子でしっかりと線の非常に先端をつかみます。の把握からばらまかれているからピンを防ぐために注意して使用鉗子。 フィレットに成人ショウジョウバエの腹部を準備します。 <ol><li>胸部も細かい解剖のピンを配置することによって、解剖プレート（ダウコーニングSylgard）にフライを固定します。 </li><li>ハエの足と羽を取り外します。足のほとんどの後部セットを除去しつつ、胸部、腹部を満たす場所にちょうど前の時点でキューティクルの開口部を作成します。この開口部は、腹部の腹側表面に沿って切開を行うためのアクセスポイントとして、後で使用されます（ステップ5を参照） </li><li>生殖器セグメントを介して第解剖のピンを配置することによって、場所のハエの腹部を固定します。 </li><li>チルドシールド付きフライをカバーし、M3昆虫培地（Sigma）を歌った。パスツールピペットでそれを描くことで、任意の閉じ込められた空気を削除します。 </li><li>鉗子を使用すると、性器部分に足を除去することによって作成された表皮の開口部から腹側正中線に沿って切開することで腹部を開く。腹部から内臓や生殖腺を削除します。 </li><li>胸部に腹部を接続するキューティクルと気管を切断する。胸部に腹部を結ぶ唯一残っている組織は、心臓にする必要があります。これはいくつかの安定性と腹部キューティクルを提供し、次のステップの間に回転やねじれを防ぐことができます。 </li><li>腹部表皮の前方ほとんど角をフラットピン。胸部を削除します。キューティクルの張りつめた、ピンフラット後部の角キューティクルを引っ張る。性器部分のピンは、キューティクルを平らにするために再配置する必要があります。 </li></ol>パート2。 Oenocyte解剖腹部フィレット準備は心臓、脂肪体、気管、体壁の筋肉、表皮、およびoenocytesを含む腹部のクチクラと接続されている組織の内部表面を公開します。心臓は、背側正中線に沿って位置しています。脂肪体（不透明な組織）は、内部クチクラ表面のほとんどをカバーしています。気管には（白管状構造）側面換気孔の開口部から延び、そしてこれらの組織に潜入豊富な枝を作る。これらの組織の下に横たわる、色素oenocytes（琥珀色のセル）正中線からの各セグメントの後方領域でのキューティクルの外側縁に放射する。 oenocytesは、​​それぞれの背板（背側クチクラプレート）の濃い日焼けした地域の直下に位置し、その場所の予備知識がなくても識別が困難になる可能性があります。腹側に位置するoenocytesの別の人口はsternites（腹側クチクラプレート）に関連付けられており、これらの細胞を単離することが可能ですが、このビデオプロトコルは背oenocytesの解剖のデモンストレーションを行います。各腹節では、脂肪体の組織の顕著な葉はoenocytesに前方にある;脂肪体の小さなあまり目立たない葉はoenocytesの後部にあります。脂肪体の組織の顕著な葉は、しばしばoenocyteをカバーその前のセグメントの秒。背脈管と脂肪体はoenocytesを公開するために、最初に削除する必要があります。 色素沈着の強さは年齢とともに増加し、1、明らかに周囲の組織からこれらの細胞を区別する-彼らの名前の派生元oenocytesの琥珀色の色素沈着、（ギリシャ語oînosから、&quot;ワイン&quot;oenoが ）ので注意することが重要です。フライの。また、基底膜は細胞のクラスターへの支援を提供し、解剖時の解離になってから細胞を防止するため、oenocytes 2,3を ensheathes。基底膜は、これらの癒着は容易に中断することができる弱点を作成することによって、そのような脂肪体の組織としてextraneously付着した組織の除去にも役立ちます。 以下に概説する手順は、腹部の外皮からoenocytesを除去する方法について詳しく説明しています。 oenocytesは簡単に腹部のセグメント2-5（オス）、及び2-6（メス）から削除することができます。最初と最後の腹部のセグメント（セグメント1、雌で、雄で6または7）からoenocytesは、​​しばしば表皮の角を保持している解剖ピンによって破壊されているため、回避されています。 oenocytesの除去は、実行するために約10分かかります。 大人oenocytesを分離するには： <ol><li>解剖針を用いて気門から発せられる気管のトランクを切断する。 </li><li>解剖針でキューティクルの内面への接続を切断することにより脂肪体と心を取り外します。そのためには、脂肪体とoenocytes間解剖針のポイントを置き、そして心臓の下に移動し、反対側を続け、正中線に至るまで、キューティクルの外側縁からドラッグします。前方に後方から進行すると、連続する各セグメントの表皮から脂肪体の組織と心を取り除く。慎重に実行する場合oenocytesがキューティクルに接続されたままになり、脂肪体と心を全体削除することができます。 </li><li>キューティクルの内側の表面に体壁の筋肉のストラップはoenocytes。解剖針を使用すると、各セグメントの長手方向の体壁の筋肉を切断する。そのためには、優しくキューティクルの表面からそれらを持ち上げ、oenocyteストランドの後側に沿って切開の針をドラッグします。リボン状のoenocyteストランドはキューティクルから離れて来る必要がありますし、残りのoenocytesが取り外されている間は側に置くことができる。 </li><li>一度キューティクルから削除し、解剖のプレートの上に横たわるそれはoenocytesから脂肪体の組織に付着い​​ずれかをオフきれいにする必要があるかもしれません。これは、単に脂肪体の組織とoenocytesの間で解剖針を配置し、下と解剖のプレートに対して針を押して、接続を切断することによって行われます。 </li><li>単に解剖針の端でそれらを突くことによってoenocyteストランドを収集します。一度oenocytesが培地の表面を横切ってゆっくりと引き出すことができる解剖針の端に貼り付け。解剖oenocytesは、​​RNAやタンパク質の抽出のいずれかの適切な細胞溶解バッファーに直接配置することができます。シングル男性のフライからoenocytes（腹部セグメント2-5）一般的にトータルRNAの15 - 20ngをもたらすことに注意してください。 </li></ol>図凡例： <img src="/files/ftp_upload/2242/2242fig1.jpg" alt="図1" /> 図1。 D.のオスとメスoenocytesのデサチュラーゼ遺伝子の発現、desat1とdesatF、キイロ 。成人男性および女性oenocytes由来のcDNAからdesat1とdesatFの逆転写- PCR増幅。 desat1遺伝子は 、男性と女性のoenocytes両方で表されます。desatF式は 、女性oenocytesで排他的に発現されて、性的二形である。遺伝子発現におけるこれらの違いに対応する、desat1は男性と女性の9の両方に共通の炭化水素化合物の製造のために必要であり、desatFは、女性特有の炭化水素化合物10,11の生産に関与している。desatFを特異的に発現されることが示されているin situハイブリダイゼーションの12 のによる女性oenocytesインチ平均してトータルRNAの15 - 20ngは個々のハエから摘出oenocytesから得られることに注意してください。 RNAをRNeasyマイクロキット（Qiagen）を用いて単離され、cDNAがqScript cDND合成キット（QuantaがBiosciences）を用いて製造された

<ol>
	<li>Wielowiejski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ueber+das+blutgewebe+der+insekten.">Ueber das blutgewebe der insekten.</a> Zeit. Wiss. Zool. 43, 512-536 .</li><li>Krupp, J. J., Kent, C., Billeter, J. C., Azanchi, R., So, A. K., Schonfeld, J. A., Smith, B. P., Lucas, C., Levine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Social+experience+modifies+pheromone+expression+and+mating+behavior+in+male+Drosophila+melanogaster.">Social experience modifies pheromone expression and mating behavior in male Drosophila melanogaster.</a> Curr. Biol. 18, 1373-1383 (2008).</li><li>Locke, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+membranes,+Golgi+complexes,+and+vacuolar+systems.">Surface membranes, Golgi complexes, and vacuolar systems.</a> Annu. Rev. Entomol. 48, 1-27 (2003).</li><li>Billeter, J. C., Atallah, J., Krupp, J. J., Millar, J. G., Levine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+cells+tag+sexual+and+species+identity+in+Drosophila+melanogaster.">Specialized cells tag sexual and species identity in Drosophila melanogaster.</a> Nature. 461, 987-991 (2009).</li><li>Gould, A. P., Elstob, P. R., Brodu, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+oenocytes:+a+model+system+for+studying+cell-fate+specification+by+Hox+genes.">Insect oenocytes: a model system for studying cell-fate specification by Hox genes.</a> J. Anat. 199, 25-33 (2001).</li><li>Lawrence, P. A., Johnston, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+lineage+of+the+Drosophila+abdomen:+the+epidermis,+oenocytes+and+ventral+muscles.">Cell lineage of the Drosophila abdomen: the epidermis, oenocytes and ventral muscles.</a> J. Embryol. Exp. Morphol. 72, 197-208 (1982).</li><li>Johnson, M. B., Butterworth, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maturation+and+aging+of+adult+fat+body+and+oenocytes+in+Drosophila+as+revealed+by+light+microscopic+morphometry.">Maturation and aging of adult fat body and oenocytes in Drosophila as revealed by light microscopic morphometry.</a> J. Morphol. 184, 51-59 (1985).</li><li>Gutierrez, E., Wiggins, D., Fielding, B., Gould, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+hepatocyte-like+cells+regulate+Drosophila+lipid+metabolism.">Specialized hepatocyte-like cells regulate Drosophila lipid metabolism.</a> Nature. 445, 275-280 (2007).</li><li>Marcillac, F., Bousquet, F., Alabouvette, J., Savarit, F., Ferveur, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mutation+with+major+effects+on+Drosophila+melanogaster+sex+pheromones.">A mutation with major effects on Drosophila melanogaster sex pheromones.</a> Genetics. 171, 1617-1628 (2005).</li><li>Chertemps, T., Duportets, L., Labeur, C., Ueyama, M., Wicker-Thomas, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+female-specific+desaturase+gene+responsible+for+diene+hydrocarbon+biosynthesis+and+courtship+behaviour+in+Drosophila+melanogaster.">A female-specific desaturase gene responsible for diene hydrocarbon biosynthesis and courtship behaviour in Drosophila melanogaster.</a> Insect Mol. Biol. 15, 465-473 (2006).</li><li>Legendre, A., Miao, X. X., Da Lage, J. L., Wicker-Thomas, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+a+desaturase+involved+in+female+pheromonal+cuticular+hydrocarbon+biosynthesis+and+courtship+behavior+in+Drosophila.">Evolution of a desaturase involved in female pheromonal cuticular hydrocarbon biosynthesis and courtship behavior in Drosophila.</a> Insect. Biochem. Mol. Biol. 38, 244-255 (2008).</li><li>Shirangi, T. R., Dufour, H. D., Williams, T. M., Carroll, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+evolution+of+sex+pheromone-producing+enzyme+expression+in+Drosophila.">Rapid evolution of sex pheromone-producing enzyme expression in Drosophila.</a> PLoS Biol. 7, e1000168-e1000168 (2009).</li></ol>

利害の衝突は宣言されません。

このビデオの記事では、成人D.からoenocytesの調製のための詳細な解剖のプロトコルを提示分子解析に適した方法でキイロ 。解剖の方法の省略されたテキストベースのアカウントは別の場所で2記載されている、との結果oenocyte準備はRNAとタンパク質2の両方の抽出のための適切なことが実証されています。この準備を使用して、それはまた、外植oenocytesの培養方法?...

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		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Sylgard</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella, Inc.</td>
<td>27-11</td>
<td>0.005&#x201D;/20&#x2019;</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dumont</td>
<td>11252-30</td>
<td>#5</td>
</tr>
<tr>
<td>Shields and Sang M3 Insect Medium</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>S3652</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RNeasy Micro Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Qiagen</td>
<td>74004</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>qScript cDNA Synthesis Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Quanta Biosciences</td>
<td>95047-100</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Monoject Hypodermic Needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>722289</td>
<td>20G1 with aluminum hub</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

dissection of oenocytes from adult drosophila melanogaster

の<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;、他の昆虫のように、炭化水素化合物を主成分とするクチクラの外表面にワックス状の層は、乾燥および他の環境問題に対する保護を提供します。これらのクチクラ炭化水素のいくつかの（CHC）の化合物はまた、情報物質のシグナルとして機能し、そのようにフェロモンと同じ種のメンバーの間で、または異なる種の間にいくつかのインスタンスでの通信、および影響行動を媒介する。 oenocytesと呼ばれる特殊化した細胞は、CHCの合成のためのプライマリサイトとみなされる。しかし、比較的少ない生合成、輸送、およびCHCの出力に寄与する析出経路の調節におけるoenocytesの関与について知られています。 CHCsは、化学、通信、乾燥耐性、及び免疫を含む昆虫生物学のいくつかの面で果たしていることが重要な役割を考えると、それはこれらの特殊化した細胞内のCHCの生産の分子と遺伝的調節の一層の理解を得ることが重要です。の成人oenocytes<em&gt; D.キイロ</em&gt;腹部外皮内に位置している、とmetamerically各腹部セグメントの内側のクチクラ表面に沿って放射状にリボン状のクラスターに配列されています。このビデオの記事では、大人からoenocytesの調製に用いられる解剖の技術を実証<em&gt; D.キイロ</em&gt;。具体的には、（1）どのようにフィレットが成人を準備するための詳細なステップバイステップのデモンストレーションを提供する<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;腹部、（2）oenocytesを識別し、他の組織からそれらを識別し、（3）どのように腹部の外皮から無傷のoenocyteクラスタを削除する方法。この準備は、炭化水素の合成に関与する遺伝子の発現を調べるために使用できる方法の簡単な実験的な実例が含まれています。ここに示した解剖の準備は大人ショウジョウバエにおけるoenocyte機能の詳細な分子および遺伝学的解析が可能になります。

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Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

昆虫では、oenocytesはクチクラ炭化水素化合物を生成する。これらの化合物は、乾燥を防ぎ、化学物質のコミュニケーションを促進する。ここでは、大人からoenocytesを分離するために使用される解剖の技術を実証<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;と、この準備が炭化水素の合成に関与する遺伝子を研究するために利用することができる方法を示しています。

大人からOenocytesの解剖キイロショウジョウバエ</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

dissection-of-oenocytes-from-adult-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Biology

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

20.4K ビュー.  University of Toronto. 昆虫では、oenocytesはクチクラ炭化水素化合物を生成する。これらの化合物は、乾燥を防ぎ、化学物質のコミュニケーションを促進する。ここでは、大人からoenocytesを分離するために使用される解剖の技術を実証キイロショウジョウバエと、この準備が炭化水素の合成に関与する遺伝子を研究するために利用することができる方法を示していま?...

ビデオ: Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

Dissection of Drosophila Ovaries

ショウジョウバエの卵巣の解剖

生物学

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

キイロショウジョウバエの幼虫中枢神経系の解剖

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Dissection of Imaginal Discs from 3rd Instar Drosophila Larvae

This protocol demonstrates the dissection technique used for isolating imaginal discs from drosophila larvae at the 3rd instar stage. Methods for fixing the tissue after saying and removing the wing, leg, and eye discs are demonstrated directly on a microscope slide for subsequent visualization.

3齢幼虫ショウジョウバエの幼虫から成虫ディスクの解剖

Whole Cell Recordings from Brain of Adult Drosophila

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by describing the dissecting solution and capture of the adult females used in our studies. The procedure for removing the whole brain intact, including both optic lobes, is illustrated. Dissection of the overlying trachea is also shown.  The isolated brain is not only small but needs special care in handling at this stage to prevent damage to the neurons, many of which are close to the outer surface of the tissue. We show how a special holder we developed is used to stabilize the brain in the recording chamber. A standard electrophysiology set up is used for recording from single neurons or pairs of neurons. A fluorescent image, viewed through the recording microscope, from a GAL4 line driving GFP expression (GH146) illustrates how projection neurons (PNs) are identified in the live brain. A high power Nomarski image shows a view of a single neuron that is being targeted for whole cell recording. When the brain is successfully removed without damage, the majority of the neurons are spontaneously active, firing action potentials and/or exhibiting spontaneous synaptic input. This in situ preparation, in which whole cell recording of identified neurons in the whole brain can be combined with genetic and pharmacological manipulations, is a useful model for exploring cellular physiology and plasticity in the adult CNS.

This video demonstrates the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons using standard whole cell technology. It includes images of GFP labeled cells and neurons viewed during recording.

アダルトショウジョウバエの脳から全細胞レコーディング

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by ...

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

アダルトキイロショウジョウバエのロコモーションの高解像度のビデオトラッキング

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Dissection of Hippocampal Dentate Gyrus from Adult Mouse

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its remarkable neuronal cell plasticity, and its involvement in epilepsy, neurodegenerative diseases, and psychiatric disorders. The hippocampus is composed of distinct regions; the dentate gyrus, which comprises mainly granule neurons, and Ammon's horn, which comprises mainly pyramidal neurons, and the two regions are connected by both anatomic and functional circuits. Many different mRNAs and proteins are selectively expressed in the dentate gyrus, and the dentate gyrus is a site of adult neurogenesis; that is, new neurons are continually generated in the adult dentate gyrus. To investigate mRNA and protein expression specific to the dentate gyrus, laser capture microdissection is often used. This method has some limitations, however, such as the need for special apparatuses and complicated handling procedures. In this video-recorded protocol, we demonstrate a dissection technique for removing the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope. Dentate gyrus samples prepared using this technique are suitable for any assay, including transcriptomic, proteomic, and cell biology analyses. We confirmed that the dissected tissue is dentate gyrus by conducting real-time PCR of dentate gyrus-specific genes, tryptophan 2,3-dioxygenase (TDO2) and desmoplakin (Dsp), and Ammon's horn enriched genes, Meis-related gene 1b (Mrg1b) and TYRO3 protein tyrosine kinase 3 (Tyro3). The mRNA expressions of TDO2 and Dsp in the dentate gyrus samples were detected at obviously higher levels, whereas Mrg1b and Tyro3 were lower levels, than those in the Ammon's horn samples. To demonstrate the advantage of this method, we performed DNA microarray analysis using samples of whole hippocampus and dentate gyrus. The mRNA expression of TDO2 and Dsp, which are expressed selectively in the dentate gyrus, in the whole hippocampus of alpha-CaMKII+/- mice, exhibited 0.037 and 0.10-fold changes compared to that of wild-type mice, respectively. In the isolated dentate gyrus, however, these expressions exhibited 0.011 and 0.021-fold changes compared to that of wild-type mice, demonstrating that gene expression changes in dentate gyrus can be detected with greater sensitivity. Taken together, this convenient and accurate dissection technique can be reliably used for studies focused on the dentate gyrus.

A dissection technique for removal of the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope was demonstrated in this video-recorded protocol.

成体マウスから海馬歯状回の解剖

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

アダルトゼブラフィッシュからの臓器の解剖

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

の分離キイロショウジョウバエ精巣

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

インスリン注射と成人のインスリン感受性を測定する血リンパの抽出キイロショウジョウバエ</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called imaginal discs. These discs give rise to a high percentage of adult structures that are found within the adult fly. Here we describe a protocol that has been optimized to recover these discs and prepare them for analysis with antibodies, transcriptional reporters and protein traps. This procedure is best suited for thin tissues like imaginal discs, but can be easily modified for use with thicker tissues such as the larval brain and adult ovary. The written protocol and accompanying video will guide the reader/viewer through the dissection of third instar larvae, fixation of tissue, and treatment of imaginal discs with antibodies. The protocol can be used to dissect imaginal discs from younger first and second instar larvae as well. The advantage of this protocol is that it is relatively short and it has been optimized for the high quality preservation of the dissected tissue. Another advantage is that the fixation procedure that is employed works well with the overwhelming number of antibodies that recognize Drosophila proteins. In our experience, there is a very small number of sensitive antibodies that do not work well with this procedure. In these situations, the remedy appears to be to use an alternate fixation cocktail while continuing to follow the guidelines that we have set forth for the dissection steps and antibody incubations.

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

The adult structures of Drosophila are derived from sac-like structures called imaginal discs. Analysis of these discs provides insight into many developmental processes including tissue determination, compartment boundary establishment, cell proliferation, cell fate specification, and planar cell polarity. This protocol is used to prepare imaginal discs for light/fluorescent microscopy.

解剖や成虫の免疫染色から<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called ...