우리는이 비디오 문서의 촬영에서 그녀의 도움을 Amsale 잠시 거기서 가만히 감사하고 싶습니다. 이 작품은 CIHR, NSERC과 JDL하는 CRC의 보조금에 의해 투자되었다.

1 부. 성인 Drosophila의 복부의 등심 준비. 절차는 아래와 즉각은 oenocytes의 후속 제거 (프로토콜의 파트 참조) 복부를 준비 설명했다. 동일한 절차는 등의 선박 (즉 심장)와 지방 바디를 포함하여 표피의 내부 표면에 부착된 다른 조직의 준비에도 사용할 수 있습니다. 비디오 문서의 oenocyte 절개 기법이 성인 야생 타입 (캔턴 - S) 남성 날아, 나이 여섯 일 증명입니다. 동일한 기술은 여성 파리에서 oenocytes를 제​​거하는 데 사용할 수 있습니다. 복부 등심 준비가 수행하는 약 5 분 정도 소요됩니다. 시작하기 전에 준비 몇 가지 미세 절개 핀 (아래 참조 및 파트 2)와 절개의 바늘 (2 부 참조)하는 것이 중요합니다. 상용 해부 핀 및 바늘이 프로토콜을 종종 너무 큰, 그래서 우리가 실험실에서 우리 자신을 fabricating로 이동합니다. 해부 바늘을 만들려면, 텅스텐 와이어는 (0.005 &quot;) 첫번째 피하 바늘의 축 (27G, 알루미늄 허브)를 통해 스레드입니다. 스레드는 와이어가 피하 바늘 끝을 통해 그것이 허브에서 나온다 있도록. 튀어나온 와이어를 크림프 허브에서;. 이것은 피하 바늘에서 철수되는 와이어를 방지 다음, 와이어 여러 mm (~ 3-4mm)은 피하 바늘 끝에서 내다 그 방해 등 반대 끝에 선을 자르 나온다. 불꽃을 통해 노출 텅스텐의 일각은 매우 좋은 지점으로 전선을 선명하게합니다. 피하 바늘의 중심에 쐐기 일회용 5ml 플라스틱 피펫이 해부 도구를위한 편리한 손잡이 역할을합니다. 벌금 해부의 핀이 유사한으로 이루어집니다 방법입니다. 선명 단계 후, 이동에서 그것을 방지하고 작은 절개 핀을 공개하는 팁에서 상처는 약 3mm 수 있도록 단단히 포셉와 와이어의 매우 유용한 정보를 파악가.의 파악에서 떨어져되는 핀을 방지하기 위해주의를 기울이시기 바랍니다 포셉. 필릿하려면 성인 Drosophila의 복부를 준비 : <ol><li> 흉부하지만 벌금 해부 핀을 배치하고, 해부 접시 (다우 코닝 - Sylgard)에 파리를 고정합니다. </li><li> 파리의 다리와 날개를 제거합니다. 다리의 가장 뒷부분 집합을 제거하는 동안, 흉부의 복부가 만나는 곳이 단 앞쪽에 시점에서 표피에 개방을 만듭니다. 이 오프닝은 (5 단계 참조) 복부의 복부 표면을 따라 절개를 만들기위한 액세스 포인트로 나중에 사용됩니다 </li><li> 성기 세그먼트를 통해 두 번째 절개 핀을 배치 장소에서 비행의 복부를 확보. </li><li> 냉장 쉴드와 함께 비행을 차지하고 있으며 M3 곤충 미디어 (시그마)를 생. 파스퇴르 피펫으로를 드로잉하여 갇혀 공기를 제거합니다. </li><li> 사용 포셉은 성기 세그먼트에 다리를 제거하여 만든 표피에 열 배면의 정중선을 따라 절개하여 복부를 엽니다. 복부의 내장과 생식선을 제거합니다. </li><li> 흉부에 복부​​를 연결하는 표피와 tracheae을 세버. 흉부에 복부​​를 연결하는 유일한 나머지 조직은 심장해야합니다. 이것은 몇 가지 안정성과 복부 표피를 제공하고, 다음 단계에서 회전이나 비틀림에서 방지할 수 있습니다. </li><li> 복부 표피의 가장 앞쪽에 모서리를 평평하게 핀. 흉부를 제거합니다. 표피의 긴장, 핀 평판 뒷부분 모서리 표피 이겠지. 성기 부분의 핀은 표피는 평평하다 할 재지정해야 할 수 있습니다. </li></ol> 2 부. Oenocyte 해부 복부 등심 준비는 복부 표피와 심장, 지방 몸, tracheae, 신체 벽의 근육, 표피 및 oenocytes 포함한 첨부된 조직의 내부 표면을 제공합니다. 가슴 지느러미 정중선을 따라 자리잡고 있습니다. 지방 몸 (불투명 조직)는 내부 cuticular 표면의 대부분을 차지하고 있습니다. Tracheae은 (화이트 관형 구조) 측면 공기 구멍 구멍에서 확장하고, 이러한 조직에 침투하여 광범위한 지점을 확인합니다. 색소 oenocytes (호박색 전지) 정중선에서 각 세그먼트의 뒷부분 지역의 표피의 측면 가장자리에 방출,이 티슈 아래 누워. oenocytes 각 tergite (지느러미 cuticular 접시)의 음울하게 빠져있었단 영역 바로 아래에 누워 자신의 위치의 사전 지식없이도 식별하기 어려울 수 있습니다. ventrally 위치 oenocytes 또 다른 인구는 sternites (복부 cuticular 접시)와 관련이 있으며 이러한 세포를 분리 수 있지만,이 비디오 프로토콜은 지느러미 oenocytes의 절개를 보여주는 것입니다. 각 복부 세그먼트에서 지방 신체 조직의 눈에 잘 띄는 나뭇잎이 oenocytes으로 앞쪽에 자리잡고, 지방 기관의 작은 덜 명백한 나뭇잎은 oenocytes로 사후에 자리잡고 있습니다. 지방 신체 조직의 유명 잎은 종종 oenocyte을 커버앞에 세그먼트의 S. 등의 혈관과 지방 시체가 oenocytes을 폭로하기 위해 최초 제거해야합니다. 주의하는 것이 중요합니다 그 이름이 유래하는 oenocytes의 황색 착색 (oeno - 그리스어 oînos에서 &#39;와인&#39;) 1, 명확하게 주변 조직에서 이러한 세포를 구분하며 착색의 강도는 나이가 증가 비행 중. 또한, 기초 라미나는 셀 클러스터 지원을 제공하고 해부하는 동안 dissociated되는에서 세포를 방지, oenocytes 2,3를 ensheathes. 기초 라미나 또한이 adhesions 쉽게 중단될 수있는 약점을 생성하여, 그러한 지방 신체 조직으로 extraneously 준수 조직의 제거에 에이즈. 아래에 설명된 절차는 복부 외피에서 oenocytes의 제거에 대한 자세한 지침을 제공합니다. oenocytes 쉽게 복부 세그먼트 2-5 (남), 그리고 2-6 (암)에서 제거할 수 있습니다. 처음이자 마지막 복부 세그먼트 (세그먼트 1, 남성의 6 암컷 7)에서 oenocytes은 종종 표피의 모서리를 가지고있는 해부 핀에 의해 방해하고 따라서 피할 수 있습니다. oenocytes의 제거가 수행하는 약 10 분 정도 소요됩니다. 성인 oenocytes을 분리하려면 다음 단계를 따르십시오 <ol><li> 해부 바늘을 사용하여 spiracles에서 냄새가 나는데 tracheal 줄기를 세버. </li><li> 해부의 바늘로 표피의 내부 표면에 연결을 severing하여 지방 몸과 마음을 제거합니다. 이렇게하려면, 지방 신체 oenocytes 사이의 해부 바늘의 지점을 위치하고, 심장 아래에 이동하고, 반대편 계속, 정중선을 통해 표피의 측면 가장자리에서 드래그합니다. 앞쪽이 뒷부분에서 진행하는 것은, 각 연속 구간의 표피에서 지방 신체 조직과 마음을 제거합니다. 신중하게 수행한 경우 oenocytes은 표피에 부착된 유지하고, 지방 몸과 마음 전체를 제거할 수 있습니다. </li><li> 표피의 내부 표면에 바디 벽 근육 스트랩은 oenocytes. 해부 바늘을 사용하면 각 세그먼트의 길이 본문 벽의 근육을 끊는. 이렇게하려면, 부드럽게 표피의 표면에서 그들을 올려서, oenocyte 스트랜드의 후부 측면을 따라 절개 바늘을 끕니다. 리본 같은 oenocyte 털들은 표피 가까이 와서해야하며 나머지 oenocytes가 제거하는 동안 길가에 마련하실 수 있습니다. </li><li> 일단 표피에서 제거하고 해부 접시에 누워있는 것은 그것은 닦아해야 할 수있는 oenocytes에서 지방 신체 조직을 준수. 이것은 단순히 지방 신체 조직과 oenocytes 사이의 해부 바늘을 삽입하고, 아래와 절개 판에 대한 바늘을 밀어 연결을 severing 통해 이루어집니다. </li><li> 단순히 해부 바늘의 끝에 그들을 파고하여 oenocyte 가닥를 수집합니다. 일단 oenocytes이 문화 매체의 표면에 걸쳐 천천히 뽑아 수있는 해부 바늘의 끝에 붙어. 해부 oenocytes는 RNA 또는 단백질 추출 중 적합한 세포 용해 버퍼에 직접 삽입할 수 있습니다. 한 남자의 비행에서 oenocytes (복부 세그먼트 2-5)는 일반적으로 총 RNA 15 - 20ng을 산출 것을. 참고 </li></ol> 그림 범례 : <img src="/files/ftp_upload/2242/2242fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. D.의 남성과 여성 oenocytes의 desaturase 유전자, desat1 및 desatF의 표현 melanogaster. 성인 남성과 여성의 oenocytes에서 추출한 cDNA에서 desat1 및 desatF의 역방향 전사 - PCR의 증폭. desat1 유전자가 남성과 여성의 oenocytes 모두 표시되며 desatF 표현은 여성 oenocytes에 독점적으로 표현되고, 성적으로 동종 이형의입니다. 유전자 발현에 이러한 차이에 대응하는, desat1은 남성과 여성 구 모두에게 공통의 탄화 수소 화합물의 생산에 필요한이며, desatF는 여성 고유의 탄화 수소 화합물 10,11의 생산에 관여합니다. desatF은 특히 표현으로 표시되었습니다 현장 하이브리드화 12에 의해 여성 oenocytes 인치 평균 총 RNA 15 - 20ng가 개인 비행기에서 해부 oenocytes에서 얻은입니다. RNA는 RNeasy 마이크로 키트 (Qiagen)를 사용하여 격리되었다; cDNA는 qScript cDND 합성 키트 (콴타 BioSciences)을 사용하여 제작되었습니다

<ol>
	<li>Wielowiejski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ueber+das+blutgewebe+der+insekten.">Ueber das blutgewebe der insekten.</a> Zeit. Wiss. Zool. 43, 512-536 .</li><li>Krupp, J. J., Kent, C., Billeter, J. C., Azanchi, R., So, A. K., Schonfeld, J. A., Smith, B. P., Lucas, C., Levine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Social+experience+modifies+pheromone+expression+and+mating+behavior+in+male+Drosophila+melanogaster.">Social experience modifies pheromone expression and mating behavior in male Drosophila melanogaster.</a> Curr. Biol. 18, 1373-1383 (2008).</li><li>Locke, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+membranes,+Golgi+complexes,+and+vacuolar+systems.">Surface membranes, Golgi complexes, and vacuolar systems.</a> Annu. Rev. Entomol. 48, 1-27 (2003).</li><li>Billeter, J. C., Atallah, J., Krupp, J. J., Millar, J. G., Levine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+cells+tag+sexual+and+species+identity+in+Drosophila+melanogaster.">Specialized cells tag sexual and species identity in Drosophila melanogaster.</a> Nature. 461, 987-991 (2009).</li><li>Gould, A. P., Elstob, P. R., Brodu, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+oenocytes:+a+model+system+for+studying+cell-fate+specification+by+Hox+genes.">Insect oenocytes: a model system for studying cell-fate specification by Hox genes.</a> J. Anat. 199, 25-33 (2001).</li><li>Lawrence, P. A., Johnston, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+lineage+of+the+Drosophila+abdomen:+the+epidermis,+oenocytes+and+ventral+muscles.">Cell lineage of the Drosophila abdomen: the epidermis, oenocytes and ventral muscles.</a> J. Embryol. Exp. Morphol. 72, 197-208 (1982).</li><li>Johnson, M. B., Butterworth, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maturation+and+aging+of+adult+fat+body+and+oenocytes+in+Drosophila+as+revealed+by+light+microscopic+morphometry.">Maturation and aging of adult fat body and oenocytes in Drosophila as revealed by light microscopic morphometry.</a> J. Morphol. 184, 51-59 (1985).</li><li>Gutierrez, E., Wiggins, D., Fielding, B., Gould, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+hepatocyte-like+cells+regulate+Drosophila+lipid+metabolism.">Specialized hepatocyte-like cells regulate Drosophila lipid metabolism.</a> Nature. 445, 275-280 (2007).</li><li>Marcillac, F., Bousquet, F., Alabouvette, J., Savarit, F., Ferveur, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mutation+with+major+effects+on+Drosophila+melanogaster+sex+pheromones.">A mutation with major effects on Drosophila melanogaster sex pheromones.</a> Genetics. 171, 1617-1628 (2005).</li><li>Chertemps, T., Duportets, L., Labeur, C., Ueyama, M., Wicker-Thomas, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+female-specific+desaturase+gene+responsible+for+diene+hydrocarbon+biosynthesis+and+courtship+behaviour+in+Drosophila+melanogaster.">A female-specific desaturase gene responsible for diene hydrocarbon biosynthesis and courtship behaviour in Drosophila melanogaster.</a> Insect Mol. Biol. 15, 465-473 (2006).</li><li>Legendre, A., Miao, X. X., Da Lage, J. L., Wicker-Thomas, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+a+desaturase+involved+in+female+pheromonal+cuticular+hydrocarbon+biosynthesis+and+courtship+behavior+in+Drosophila.">Evolution of a desaturase involved in female pheromonal cuticular hydrocarbon biosynthesis and courtship behavior in Drosophila.</a> Insect. Biochem. Mol. Biol. 38, 244-255 (2008).</li><li>Shirangi, T. R., Dufour, H. D., Williams, T. M., Carroll, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+evolution+of+sex+pheromone-producing+enzyme+expression+in+Drosophila.">Rapid evolution of sex pheromone-producing enzyme expression in Drosophila.</a> PLoS Biol. 7, e1000168-e1000168 (2009).</li></ol>

관심 없음 충돌 선언하지 않습니다.

이 동영상이 문서에서 우리는 성인에서 oenocytes의 준비에 대한 자세한 해부 프로토콜을 제시 D. 분자 분석을 위해 적합한 방식으로 melanogaster. 간략 텍스트 기반의 계정 절개 방법의 대부분은 다른이 설명되었고, 그 결과 oenocyte 준비는 RNA와 단백질이 모두의 추출에 적합한 것으로 증명되었습니다. 이 준비를 사용하여 그것은 또한 explanted oenocytes의 culturing에 대한 방법?...

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		<div>
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		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Sylgard</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella, Inc.</td>
<td>27-11</td>
<td>0.005&#x201D;/20&#x2019;</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dumont</td>
<td>11252-30</td>
<td>#5</td>
</tr>
<tr>
<td>Shields and Sang M3 Insect Medium</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>S3652</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RNeasy Micro Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Qiagen</td>
<td>74004</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>qScript cDNA Synthesis Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Quanta Biosciences</td>
<td>95047-100</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Monoject Hypodermic Needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>722289</td>
<td>20G1 with aluminum hub</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

dissection of oenocytes from adult drosophila melanogaster

에<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; 다른 곤충과 같이 탄화 수소 화합물의 주로 구성된 표피의 바깥쪽 표면에 밀랍 계층, 건조 및 기타 환경 문제에 대한 보호를 제공합니다. (CHC)이 cuticular 탄화 수소의 몇 가지 화합물은 또한 semiochemical 신호로서 기능하고, 같은 같은 종의 구성원 간의 커뮤니케이 션을 pheromonal 중재, 또는 다른 종, 그리고 영향을 미치는 행동 사이에 어떤 경우 인치 oenocytes로 불리는 특수 세포 CHC 합성에 대한 기본 사이트로 간주된다. 그러나, 비교적 작은 biosynthetic, 교통 및 CHC 출력에 기여 증착 경로의 규정에 oenocytes의 참여에 관한 알려져있다. 전과 파일은 화학 통신, 건조 저항, 그리고 면역성을 포함하여 곤충 생물학의 여러 측면에서 재생하는 중요한 역할을 감안할 때, 그것은 이러한 전문화된 세포 내에서 CHC 생산의 분자 및 유전자 조절에 큰 이해를 얻을 것이 중요합니다. 의 성인 oenocytes<em&gt; D. melanogaster</em&gt; 복부 외피 내에 있으며, metamerically 각 복부 세그먼트의 내부 cuticular 표면을 따라 방사 리본과 같은 클러스터에서 못하였 느니라 있습니다. 이 동영상이 문서에서 우리는 성인에서 oenocytes의 준비를 위해 사용되는 절개 기법을 보여줍니다<em&gt; D. melanogaster</em&gt;. 특히, 우리는 (1) 방법 등심은 어른 준비에 대한 자세한 단계별 데모를 제공합니다<em&gt; Drosophila</em&gt; 복부 (2) 어떻게 oenocytes를 식별하고 다른 조직에서 그들을 분별하고, (3) 어떻게 복부 외피에서 그대로 oenocyte 클러스터를 제거합니다. 이 준비가 탄화 수소 합성에 관련된 유전자의 표현을 검사하는 데 사용할 수있는 방법에 대한 간략한 실험 일러스트가 포함되어 있습니다. 해부를 준비 언급된 성인 과일 파리에서 oenocyte 기능의 상세한 분자와 유전자 분석을위한 수 보여주었다.

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Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

곤충에서 oenocytes는 cuticular 탄화 수소 화합물을 생산합니다. 이러한 화합물은 건조로부터 보호하고 화학 커뮤니케이 션을 촉진한다. 여기 우리는 성인에서 oenocytes을 분리하는 데 사용되는 절개 기법을 보여줍니다<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt;이 준비가 탄화 수소 합성에 관련된 유전자 연구를 활용할 수있는 방법을 보여줍니다.

성인에서 Oenocytes의 해부 Drosophila melanogaster</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

20.4K 조회수.  University of Toronto. 곤충에서 oenocytes는 cuticular 탄화 수소 화합물을 생산합니다. 이러한 화합물은 건조로부터 보호하고 화학 커뮤니케이 션을 촉진한다. 여기 우리는 성인에서 oenocytes을 분리하는 데 사용되는 절개 기법을 보여줍니다 Drosophila melanogaster이 준비가 탄화 수소 합성에 관련된 유전자 연구를 활용할 수있는 방법을 보여줍니다.

비디오: Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Drosophila Melanogaster에서 애벌레 CNS의 해부

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

연구

생물학

Dissection of Imaginal Discs from 3rd Instar Drosophila Larvae

This protocol demonstrates the dissection technique used for isolating imaginal discs from drosophila larvae at the 3rd instar stage. Methods for fixing the tissue after saying and removing the wing, leg, and eye discs are demonstrated directly on a microscope slide for subsequent visualization.

셋째 Instar Drosophila의 유충에서 Imaginal 디스크의 해부

Whole Cell Recordings from Brain of Adult Drosophila

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by describing the dissecting solution and capture of the adult females used in our studies. The procedure for removing the whole brain intact, including both optic lobes, is illustrated. Dissection of the overlying trachea is also shown.  The isolated brain is not only small but needs special care in handling at this stage to prevent damage to the neurons, many of which are close to the outer surface of the tissue. We show how a special holder we developed is used to stabilize the brain in the recording chamber. A standard electrophysiology set up is used for recording from single neurons or pairs of neurons. A fluorescent image, viewed through the recording microscope, from a GAL4 line driving GFP expression (GH146) illustrates how projection neurons (PNs) are identified in the live brain. A high power Nomarski image shows a view of a single neuron that is being targeted for whole cell recording. When the brain is successfully removed without damage, the majority of the neurons are spontaneously active, firing action potentials and/or exhibiting spontaneous synaptic input. This in situ preparation, in which whole cell recording of identified neurons in the whole brain can be combined with genetic and pharmacological manipulations, is a useful model for exploring cellular physiology and plasticity in the adult CNS.

This video demonstrates the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons using standard whole cell technology. It includes images of GFP labeled cells and neurons viewed during recording.

성인 Drosophila의 머리에서 전체 셀 레코딩

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by ...

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

성인 Drosophila Melanogaster의 로코의 고해상도 비디오 추적

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Dissection of Hippocampal Dentate Gyrus from Adult Mouse

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its remarkable neuronal cell plasticity, and its involvement in epilepsy, neurodegenerative diseases, and psychiatric disorders. The hippocampus is composed of distinct regions; the dentate gyrus, which comprises mainly granule neurons, and Ammon's horn, which comprises mainly pyramidal neurons, and the two regions are connected by both anatomic and functional circuits. Many different mRNAs and proteins are selectively expressed in the dentate gyrus, and the dentate gyrus is a site of adult neurogenesis; that is, new neurons are continually generated in the adult dentate gyrus. To investigate mRNA and protein expression specific to the dentate gyrus, laser capture microdissection is often used. This method has some limitations, however, such as the need for special apparatuses and complicated handling procedures. In this video-recorded protocol, we demonstrate a dissection technique for removing the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope. Dentate gyrus samples prepared using this technique are suitable for any assay, including transcriptomic, proteomic, and cell biology analyses. We confirmed that the dissected tissue is dentate gyrus by conducting real-time PCR of dentate gyrus-specific genes, tryptophan 2,3-dioxygenase (TDO2) and desmoplakin (Dsp), and Ammon's horn enriched genes, Meis-related gene 1b (Mrg1b) and TYRO3 protein tyrosine kinase 3 (Tyro3). The mRNA expressions of TDO2 and Dsp in the dentate gyrus samples were detected at obviously higher levels, whereas Mrg1b and Tyro3 were lower levels, than those in the Ammon's horn samples. To demonstrate the advantage of this method, we performed DNA microarray analysis using samples of whole hippocampus and dentate gyrus. The mRNA expression of TDO2 and Dsp, which are expressed selectively in the dentate gyrus, in the whole hippocampus of alpha-CaMKII+/- mice, exhibited 0.037 and 0.10-fold changes compared to that of wild-type mice, respectively. In the isolated dentate gyrus, however, these expressions exhibited 0.011 and 0.021-fold changes compared to that of wild-type mice, demonstrating that gene expression changes in dentate gyrus can be detected with greater sensitivity. Taken together, this convenient and accurate dissection technique can be reliably used for studies focused on the dentate gyrus.

A dissection technique for removal of the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope was demonstrated in this video-recorded protocol.

성인 마우스 Hippocampal 이가있는 이랑의 해부

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

성인 Zebrafish에서 기관의 해부

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

의 분리 Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

인슐린 주입 및 성인에서 인슐린 민감도를 측정하는 Hemolymph 추출 Drosophila melanogaster</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

의 수명 측정<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called imaginal discs. These discs give rise to a high percentage of adult structures that are found within the adult fly. Here we describe a protocol that has been optimized to recover these discs and prepare them for analysis with antibodies, transcriptional reporters and protein traps. This procedure is best suited for thin tissues like imaginal discs, but can be easily modified for use with thicker tissues such as the larval brain and adult ovary. The written protocol and accompanying video will guide the reader/viewer through the dissection of third instar larvae, fixation of tissue, and treatment of imaginal discs with antibodies. The protocol can be used to dissect imaginal discs from younger first and second instar larvae as well. The advantage of this protocol is that it is relatively short and it has been optimized for the high quality preservation of the dissected tissue. Another advantage is that the fixation procedure that is employed works well with the overwhelming number of antibodies that recognize Drosophila proteins. In our experience, there is a very small number of sensitive antibodies that do not work well with this procedure. In these situations, the remedy appears to be to use an alternate fixation cocktail while continuing to follow the guidelines that we have set forth for the dissection steps and antibody incubations.

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

The adult structures of Drosophila are derived from sac-like structures called imaginal discs. Analysis of these discs provides insight into many developmental processes including tissue determination, compartment boundary establishment, cell proliferation, cell fate specification, and planar cell polarity. This protocol is used to prepare imaginal discs for light/fluorescent microscopy.

해부하고, 상상 디스크의 면역 염색에서<em&gt; 초파리</em

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called ...