Biz ona yardım için bu video makalenin filme Amsale Belay teşekkür etmek istiyorum. Bu çalışma CIHR, NSERC ve CRC JDL için hibe tarafından finanse edildi.

Bölüm 1. Yetişkin Drosophila karın Fileto hazırlanması. Bu prosedür ana hatlarıyla aşağıdaki oenocytes (protokol Part2) sonradan giderilmesi için acil karın hazırlar. Dorsal damar (yani kalp) ve yağ vücut manikür iç yüzeyine bağlı diğer dokularda, hazırlanması için de aynı prosedür kullanılabilir. Video makalede oenocyte diseksiyon tekniği yetişkin bir wild-tip (Canton-S) erkek sinek yaş altı gün gösterdiği olduğunu unutmayın. Özdeş teknikleri erkek sineklerin oenocytes kaldırmak için kullanılabilir. Karın fileto hazırlama gerçekleştirmek için yaklaşık 5 dakika sürer. Başlamadan önce hazır birkaç ince diseksiyon pimleri (aşağıya bakınız Bölüm 2) ve bir diseksiyon iğnesi (bkz. Bölüm 2) olması önemlidir. Ticari olarak mevcut diseksiyonu iğnelenme, bu protokol için sık çok büyük, bu yüzden biz laboratuvarda kendi imalatı almış. Diseksiyon iğnesi oluşturmak için, tungsten tel (0.005 &quot;) ilk derialtı iğne mili (27G, alüminyum hub) ile dişli Konu tel derialtı iğne ucu ile göbek çıkar, böylece çıkıntılı tel kıvırın. hub derialtı iğne çıkardı tel engeller Sonraki tel, tel birkaç milimetre (yaklaşık 3-4mm) derialtı iğne ucu dışarıya kıvrımlı ucunu kesip Passing. ucu bir alev ile maruz tungsten tel çok ince bir nokta netleştirmek derialtı iğne hub&#39;a sıkışmış tek 5ml plastik pipet Bu diseksiyon aracı için uygun sap gibi davranır ince diseksiyon pimleri benzer bir yapılır. yolu. keskinleştirme adımdan sonra, hareket etmesini önlemek ve küçük diseksiyon pin serbest ucu kesilmiş yaklaşık 3mm yapmak için, forseps ile sıkıca tel çok uç kavrayın. kavramak, fırlattı olmaktan pin önlemek için dikkatli olun forseps. Fileto için yetişkin Drosophila karın hazırlar: <ol><li> Toraks rağmen iyi bir diseksiyon pin koyarak; diseksiyon plaka (Dow Corning Sylgard) sinek sabitleyin. </li><li> Sineğin bacaklarını ve kanatlarını çıkartın. Bacakların en arka çıkarırken, toraks, karın birleştiği yerde sadece ön noktada manikür bir açılış oluşturun. Bu açılış (Adım 5) daha sonra ventral karın yüzeyi boyunca bir kesi yapmak için bir erişim noktası olarak kullanılır. </li><li> Genital segment üzerinden ikinci bir diseksiyon pimi koyarak yerde sinek karın sabitleyin. </li><li> Kapak soğutulmuş Shields ile sinek ve M3 böcek orta (Sigma) Sang. Pasteur pipeti ile kapalı çekerek sıkışan havayı çıkarın. </li><li> Forseps kullanarak genital segment için bacaklarını kaldırarak oluşturulan manikür açılış ventral orta hat boyunca bir kesi yaparak karın açın. Karın cesareti ve gonadlar çıkarın. </li><li> Toraks karın bağlayan manikür ve trakea Sever. Toraks karın bağlayan tek kalan doku kalp olmalıdır. Bu, bazı istikrar ile karın manikür sağlar ve bir sonraki adıma sırasında döndürme veya büküm önler. </li><li> Karın manikür en ön köşeleri düz pin. Toraks çıkarın. Manikür manikür gergin, pin düz arka köşeleri Çekme. Genital segmentinde, manikür düz koymak yapmak için pin repositioned gerekebilir. </li></ol> Bölüm 2. Oenocyte diseksiyonu Karın fileto hazırlama, karın manikür ve bağlı dokular da dahil olmak üzere, kalp, yağ vücut, trakea, vücut duvarı kasları, epidermis ve oenocytes iç yüzeyi ortaya çıkarır. Kalp dorsal orta hat boyunca uzanan. Yağ vücudun iç cuticular yüzeyi (opak doku) kapsıyor. Trakea lateral solungaç yarığı açıklıkları (beyaz tübüler yapılar) genişletmek ve bu dokuların sızmak geniş dalları yapmak. Pigmentli oenocytes (amber renkli hücreleri), orta hat posterior bölgede her segmentin manikür lateral kenarına kadar yayılabilir, bu dokuların altında yatıyor. Oenocytes her tergite (dorsal cuticular levhaları) koyu tabaklanmış bölgelerde altında yalan ve onların yerini önceden bilgi sahibi olmadan tespit etmek zor olabilir. Ventral bulunan oenocytes başka bir nüfusa sternites (ventral cuticular plakaları) ile ilişkilidir; bu hücrelerin izole etmek mümkün olsa da, bu video protokolü sadece dorsal oenocytes diseksiyonu gösterecektir. Her karın segmentinde, yağ vücut dokusu belirgin bir yaprak oenocytes ön yatıyor; yağ vücudun daha az belirgin küçük bir yaprak oenocytes posterior yatıyor. Yağ vücut dokusu önde gelen yaprak genellikle oenocyte kapsarönceki segment var. Dorsal damar ve yağ vücut oenocytes göstermek için ilk önce kaldırılması gerekir. Unutulmaması gereken önemli olduğunu, kendi adını türediği oenocytes sarı pigmentasyon (Oeno - Yunan oînos, &#39;şarap&#39;) 1, açıkça çevreleyen dokular, bu hücrelerin ayırt pigmentasyon yoğunluğu yaşla birlikte artar sineğin. Ayrıca, bazal lamina, hücre kümeleri için destek sağlayan ve diseksiyonu sırasında ayrışmış olma hücreleri engelleyen, oenocytes 2,3 ensheathes . Bazal lamina da bu yapışıklıklar kolay bozulacak bir zayıf nokta oluşturarak, extraneously yapıştırılır dokuların uzaklaştırılması, yağ vücut dokusu gibi yardımcı olur. Aşağıda belirtilen yöntemle karın kabuklarıyla oenocytes kaldırılması için ayrıntılı talimatları sağlar. Oenocytes karın segmentleri 2-5 (erkek) ve 2-6 (dişi) kolayca çıkartılabilir. Ilk ve son karın kesimleri (segmentleri 1 ve 6 ya da erkeklerde kadınlarda 7) oenocytes sık sık manikür köşeleri tutan diseksiyon pimleri ile bozulduğu ve bu nedenle kaçınılmalıdır. Oenocytes kaldırılması gerçekleştirmek için yaklaşık 10 dakika sürer. Yetişkin oenocytes izole etmek için: <ol><li> Diseksiyonu iğne kullanılarak spiracles kaynaklanan trakeal gövdelerine Sever. </li><li> Diseksiyonu iğne ile manikür iç yüzeyi bağlantılarının kesilmesinin yağlı vücut ve kalp çıkarın. Bunu yapmak için, yağ vücut ve oenocytes arasındaki diseksiyon iğne nokta konum ve kalp altındaki, hareketli ve orta hatta kadar, karşı tarafında devam manikür lateral kenarına sürükleyin. Anterior posterior Devam eden, birbirini izleyen her segmentin manikür yağ vücut doku ve kalp çıkarın. Dikkatli yapılması durumunda oenocytes manikür bağlı kalır ve yağ kalbin ve vücudun tüm silinebilir. </li><li> Vücut duvarı kasları kayışı oenocytes manikür iç yüzeyi. Diseksiyon iğnesi kullanarak, her segmentin boyuna vücut duvarı kasları sever. Bunu yapmak için, manikür yüzeyine hafifçe kaldırarak, oenocyte iplikli arka tarafı boyunca diseksiyon iğnesi sürükleyin. Şerit gibi oenocyte ipliklerini manikür uzak gelmeli ve kalan oenocytes kaldırılır yan döşenebilir. </li><li> Manikür çıkarılır ve diseksiyon plaka üzerinde yatarken onu temizlemek için gerekli olabilecek herhangi bir oenocytes yağ vücut dokusu yapıştırılır. Bu yağ vücut doku ve oenocytes arasında diseksiyonu iğne yerleştirerek, sadece ve iğne aşağı ve diseksiyon plaka karşı iterek bağlantı kesilmesinin tarafından yapılır. </li><li> Diseksiyon iğne ucu ile sadece onları alay oenocyte ipliklerini toplayın. Bir kez oenocytes kültür ortamı yüzeyi boyunca yavaş yavaş çekilebilir diseksiyon iğne sonuna kadar sıkışmış. Disseke oenocytes, RNA ve protein izolasyonu için uygun hücre lizis tamponu doğrudan yerleştirilebilir. Tek bir erkek sinek oenocytes (karın segmentleri 2-5) total RNA genellikle 15-20ng verimleri. </li></ol> Şekil Yetkiler: <img src="/files/ftp_upload/2242/2242fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1. D. erkek ve kadın oenocytes desaturaz genler, desat1 ve desatF, Açıklanması melanogaster yetişkin erkek ve kadın oenocytes türetilen cDNA desat1 ve desatF ters transkripsiyon-PCR. Desat1 geni, hem de erkek ve kadın oenocytes olarak ifade edilir; desatF ifadesi sadece kadın oenocytes ifade ediliyor, cinsel dimorfik . Desat1 gen ekspresyonu bu farklılıklar karşılık gelen, erkek ve kadın 9 hem ortak, hidrokarbon türevi bileşiklerin üretimi için gereklidir ve desatF kadın özel hidrokarbon bileşikleri 10,11 üretimi yer almaktadır. DesatF özellikle ifade edilmesi gösterilmiştir in situ hibridizasyon 12 kadın oenocytes. Ortalama toplam RNA 15-20ng bireysel bir sinek disseke oenocytes elde olduğunu unutmayın. RNA RNeasy mikro kiti (Qiagen) kullanılarak izole edilmiştir; cDNA qScript cDND sentezi kiti (Quanta BioSciences) kullanılarak üretildi

<ol>
	<li>Wielowiejski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ueber+das+blutgewebe+der+insekten.">Ueber das blutgewebe der insekten.</a> Zeit. Wiss. Zool. 43, 512-536 .</li><li>Krupp, J. J., Kent, C., Billeter, J. C., Azanchi, R., So, A. K., Schonfeld, J. A., Smith, B. P., Lucas, C., Levine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Social+experience+modifies+pheromone+expression+and+mating+behavior+in+male+Drosophila+melanogaster.">Social experience modifies pheromone expression and mating behavior in male Drosophila melanogaster.</a> Curr. Biol. 18, 1373-1383 (2008).</li><li>Locke, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+membranes,+Golgi+complexes,+and+vacuolar+systems.">Surface membranes, Golgi complexes, and vacuolar systems.</a> Annu. Rev. Entomol. 48, 1-27 (2003).</li><li>Billeter, J. C., Atallah, J., Krupp, J. J., Millar, J. G., Levine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+cells+tag+sexual+and+species+identity+in+Drosophila+melanogaster.">Specialized cells tag sexual and species identity in Drosophila melanogaster.</a> Nature. 461, 987-991 (2009).</li><li>Gould, A. P., Elstob, P. R., Brodu, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+oenocytes:+a+model+system+for+studying+cell-fate+specification+by+Hox+genes.">Insect oenocytes: a model system for studying cell-fate specification by Hox genes.</a> J. Anat. 199, 25-33 (2001).</li><li>Lawrence, P. A., Johnston, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+lineage+of+the+Drosophila+abdomen:+the+epidermis,+oenocytes+and+ventral+muscles.">Cell lineage of the Drosophila abdomen: the epidermis, oenocytes and ventral muscles.</a> J. Embryol. Exp. Morphol. 72, 197-208 (1982).</li><li>Johnson, M. B., Butterworth, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maturation+and+aging+of+adult+fat+body+and+oenocytes+in+Drosophila+as+revealed+by+light+microscopic+morphometry.">Maturation and aging of adult fat body and oenocytes in Drosophila as revealed by light microscopic morphometry.</a> J. Morphol. 184, 51-59 (1985).</li><li>Gutierrez, E., Wiggins, D., Fielding, B., Gould, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specialized+hepatocyte-like+cells+regulate+Drosophila+lipid+metabolism.">Specialized hepatocyte-like cells regulate Drosophila lipid metabolism.</a> Nature. 445, 275-280 (2007).</li><li>Marcillac, F., Bousquet, F., Alabouvette, J., Savarit, F., Ferveur, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mutation+with+major+effects+on+Drosophila+melanogaster+sex+pheromones.">A mutation with major effects on Drosophila melanogaster sex pheromones.</a> Genetics. 171, 1617-1628 (2005).</li><li>Chertemps, T., Duportets, L., Labeur, C., Ueyama, M., Wicker-Thomas, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+female-specific+desaturase+gene+responsible+for+diene+hydrocarbon+biosynthesis+and+courtship+behaviour+in+Drosophila+melanogaster.">A female-specific desaturase gene responsible for diene hydrocarbon biosynthesis and courtship behaviour in Drosophila melanogaster.</a> Insect Mol. Biol. 15, 465-473 (2006).</li><li>Legendre, A., Miao, X. X., Da Lage, J. L., Wicker-Thomas, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+a+desaturase+involved+in+female+pheromonal+cuticular+hydrocarbon+biosynthesis+and+courtship+behavior+in+Drosophila.">Evolution of a desaturase involved in female pheromonal cuticular hydrocarbon biosynthesis and courtship behavior in Drosophila.</a> Insect. Biochem. Mol. Biol. 38, 244-255 (2008).</li><li>Shirangi, T. R., Dufour, H. D., Williams, T. M., Carroll, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+evolution+of+sex+pheromone-producing+enzyme+expression+in+Drosophila.">Rapid evolution of sex pheromone-producing enzyme expression in Drosophila.</a> PLoS Biol. 7, e1000168-e1000168 (2009).</li></ol>

Bu video makalede yetişkin oenocytes hazırlanması için ayrıntılı bir diseksiyon protokolü mevcut D. moleküler analiz için uygun bir şekilde melanogaster. Başka bir yerde 2 kısaltılmış bir metin tabanlı hesabı diseksiyon yöntemi tarif edilmiştir, ve oenocyte hazırlık, hem de RNA ve protein 2 ekstraksiyonu için uygun kanıtlanmıştır . Bu preparatın kullanılması, aynı zamanda kültür eksplante oenocytes için yöntemler geliştirmek mümkün olabilir. O...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Sylgard</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella, Inc.</td>
<td>27-11</td>
<td>0.005&#x201D;/20&#x2019;</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dumont</td>
<td>11252-30</td>
<td>#5</td>
</tr>
<tr>
<td>Shields and Sang M3 Insect Medium</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>S3652</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RNeasy Micro Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Qiagen</td>
<td>74004</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>qScript cDNA Synthesis Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Quanta Biosciences</td>
<td>95047-100</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Monoject Hypodermic Needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>722289</td>
<td>20G1 with aluminum hub</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

dissection of oenocytes from adult drosophila melanogaster

Içinde<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt;, Diğer böceklerde olduğu gibi, hidrokarbon bileşikleri öncelikle oluşur manikür dış yüzeyinde bir balmumu tabakası, kuruma ve diğer çevre sorunlarına karşı koruma sağlar. Çeşitli (ÇHC), bu cuticular hidrokarbon bileşikleri de semiochemical sinyalleri olarak işlev gibi, aynı türün üyeleri arasında pheromonal iletişim aracılık, veya farklı türler ve etkisi davranış arasındaki bazı durumlarda. Oenocytes olarak adlandırılan özel hücreler ÇHC sentezi için birincil site olarak kabul edilmektedir. Ancak, nispeten daha az biyosentetik, ulaşım ve ÇHC çıkış katkıda birikimi yollar yönetmelikte oenocytes katılımı ile ilgili bilinir. CHCs böceğin biyolojisinin, kimyasal iletişim, kuruma direnç ve bağışıklık de dahil olmak üzere çeşitli yönleri, oynadığı önemli rol göz önüne alındığında, bu özel hücre içinde moleküler ve genetik ÇHC üretim yönetmelik daha büyük bir anlayış kazanmak önemlidir. Yetişkin oenocytes<em&gt; D. melanogaster</em&gt; Karın kabuklarıyla içinde bulunur ve metamerically her abdominal segmentinin iç cuticular yüzeyi boyunca yayılan şerit gibi kümeler halinde dizilmiş. Bu video makalede yetişkinin oenocytes hazırlanması için kullanılan bir diseksiyon tekniği göstermektedir.<em&gt; D. melanogaster</em&gt;. Özellikle, (1) fileto nasıl bir yetişkin hazırlamak için ayrıntılı bir adım-adım gösteri<em&gt; Drosophila</em&gt; Karın, (2) oenocytes nasıl belirlemek ve onları diğer dokulardan ayırt ve (3) karın kabuklarıyla nasıl sağlam oenocyte kümeleri kaldırmak için. Bu preparatın hidrokarbon sentezi ilgili genler ifade incelemek için nasıl kullanılabileceğini kısa bir deneysel resimde yer almaktadır. Disseke hazırlık Burada yetişkin meyve sineği oenocyte işlevi ayrıntılı moleküler ve genetik analiz için izin verecek gösterdi.

Watch this Scientific Journal Video about Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster at JoVE.com

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

Böcekler, oenocytes cuticular hidrokarbon bileşikleri üretir. Bu bileşikler kuruma karşı korumak ve kimyasal iletişimi kolaylaştırmak. Burada yetişkin oenocytes izole etmek için kullanılan bir diseksiyon tekniği göstermek<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Göstermek ve bu hazırlık hidrokarbon sentezinde yer alan genlerin çalışma nasıl yararlanılabilir.

Yetişkin gelen Oenocytes diseksiyonu Drosophila melanogaster</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

dissection-of-oenocytes-from-adult-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Biology

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

20.3K Görüntüleme.  University of Toronto. Böcekler, oenocytes cuticular hidrokarbon bileşikleri üretir. Bu bileşikler kuruma karşı korumak ve kimyasal iletişimi kolaylaştırmak. Burada yetişkin oenocytes izole etmek için kullanılan bir diseksiyon tekniği göstermek Drosophila melanogaster Göstermek ve bu hazırlık hidrokarbon sentezinde yer alan genlerin çalışma nasıl yararlanılabilir.

Video: Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Drosophila melanogaster Larvaların MSS diseksiyonu

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Biyoloji

Dissection of Imaginal Discs from 3rd Instar Drosophila Larvae

This protocol demonstrates the dissection technique used for isolating imaginal discs from drosophila larvae at the 3rd instar stage. Methods for fixing the tissue after saying and removing the wing, leg, and eye discs are demonstrated directly on a microscope slide for subsequent visualization.

3. Instar Drosophila Larva hayali Disklerin Diseksiyon

Whole Cell Recordings from Brain of Adult Drosophila

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by describing the dissecting solution and capture of the adult females used in our studies. The procedure for removing the whole brain intact, including both optic lobes, is illustrated. Dissection of the overlying trachea is also shown.  The isolated brain is not only small but needs special care in handling at this stage to prevent damage to the neurons, many of which are close to the outer surface of the tissue. We show how a special holder we developed is used to stabilize the brain in the recording chamber. A standard electrophysiology set up is used for recording from single neurons or pairs of neurons. A fluorescent image, viewed through the recording microscope, from a GAL4 line driving GFP expression (GH146) illustrates how projection neurons (PNs) are identified in the live brain. A high power Nomarski image shows a view of a single neuron that is being targeted for whole cell recording. When the brain is successfully removed without damage, the majority of the neurons are spontaneously active, firing action potentials and/or exhibiting spontaneous synaptic input. This in situ preparation, in which whole cell recording of identified neurons in the whole brain can be combined with genetic and pharmacological manipulations, is a useful model for exploring cellular physiology and plasticity in the adult CNS.

This video demonstrates the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons using standard whole cell technology. It includes images of GFP labeled cells and neurons viewed during recording.

Yetişkin Drosophila Beyin Tüm Hücre Kayıtlar

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by ...

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

Yetişkin Drosophila melanogaster Locomotion Yüksek Çözünürlüklü Video Takip

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Dissection of Hippocampal Dentate Gyrus from Adult Mouse

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its remarkable neuronal cell plasticity, and its involvement in epilepsy, neurodegenerative diseases, and psychiatric disorders. The hippocampus is composed of distinct regions; the dentate gyrus, which comprises mainly granule neurons, and Ammon's horn, which comprises mainly pyramidal neurons, and the two regions are connected by both anatomic and functional circuits. Many different mRNAs and proteins are selectively expressed in the dentate gyrus, and the dentate gyrus is a site of adult neurogenesis; that is, new neurons are continually generated in the adult dentate gyrus. To investigate mRNA and protein expression specific to the dentate gyrus, laser capture microdissection is often used. This method has some limitations, however, such as the need for special apparatuses and complicated handling procedures. In this video-recorded protocol, we demonstrate a dissection technique for removing the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope. Dentate gyrus samples prepared using this technique are suitable for any assay, including transcriptomic, proteomic, and cell biology analyses. We confirmed that the dissected tissue is dentate gyrus by conducting real-time PCR of dentate gyrus-specific genes, tryptophan 2,3-dioxygenase (TDO2) and desmoplakin (Dsp), and Ammon's horn enriched genes, Meis-related gene 1b (Mrg1b) and TYRO3 protein tyrosine kinase 3 (Tyro3). The mRNA expressions of TDO2 and Dsp in the dentate gyrus samples were detected at obviously higher levels, whereas Mrg1b and Tyro3 were lower levels, than those in the Ammon's horn samples. To demonstrate the advantage of this method, we performed DNA microarray analysis using samples of whole hippocampus and dentate gyrus. The mRNA expression of TDO2 and Dsp, which are expressed selectively in the dentate gyrus, in the whole hippocampus of alpha-CaMKII+/- mice, exhibited 0.037 and 0.10-fold changes compared to that of wild-type mice, respectively. In the isolated dentate gyrus, however, these expressions exhibited 0.011 and 0.021-fold changes compared to that of wild-type mice, demonstrating that gene expression changes in dentate gyrus can be detected with greater sensitivity. Taken together, this convenient and accurate dissection technique can be reliably used for studies focused on the dentate gyrus.

A dissection technique for removal of the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope was demonstrated in this video-recorded protocol.

Yetişkin Mouse Hipokampal dentat girus diseksiyonu

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

Yetişkin Zebra balığı Organları diseksiyonu

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

İzolasyonu Drosophila melanogaster Testisler

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

İnsülin Enjeksiyon ve Yetişkin İnsülin Hassasiyet Tedbir hemolimf Ekstraksiyon Drosophila melanogaster</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

In ömrü ölçümü<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called imaginal discs. These discs give rise to a high percentage of adult structures that are found within the adult fly. Here we describe a protocol that has been optimized to recover these discs and prepare them for analysis with antibodies, transcriptional reporters and protein traps. This procedure is best suited for thin tissues like imaginal discs, but can be easily modified for use with thicker tissues such as the larval brain and adult ovary. The written protocol and accompanying video will guide the reader/viewer through the dissection of third instar larvae, fixation of tissue, and treatment of imaginal discs with antibodies. The protocol can be used to dissect imaginal discs from younger first and second instar larvae as well. The advantage of this protocol is that it is relatively short and it has been optimized for the high quality preservation of the dissected tissue. Another advantage is that the fixation procedure that is employed works well with the overwhelming number of antibodies that recognize Drosophila proteins. In our experience, there is a very small number of sensitive antibodies that do not work well with this procedure. In these situations, the remedy appears to be to use an alternate fixation cocktail while continuing to follow the guidelines that we have set forth for the dissection steps and antibody incubations.

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

The adult structures of Drosophila are derived from sac-like structures called imaginal discs. Analysis of these discs provides insight into many developmental processes including tissue determination, compartment boundary establishment, cell proliferation, cell fate specification, and planar cell polarity. This protocol is used to prepare imaginal discs for light/fluorescent microscopy.

Diseksiyon ve hayali Disklerin immün itibaren<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called ...