이 작품은 엘리슨 의료 재단 (SDP에서 자금이 지원 된 <a href="http://www.ellisonfoundation.org/index.jsp" target="_blank">http://www.ellisonfoundation.org/index.jsp</a> ), NIH K01AG031917 (NJL, <a href="http://www.nih.gov" target="_blank">http://www.nih.gov/</a> ), NIH 5T32GM007315-35 (JR)와 NIH R01AG030593 (SDP). 이 작품은 P30-AG-013283 (노화의 국립 연구소에 의해 자금 지원을 노화의 생물학에 우수의 나단 충격 센터의 Drosophila 노화 코어 (DAC)의 자원을 활용 <a href="http://www.nih.gov" target="_blank">http://www.nih.gov/을</a> ). 저자는 원고의 중요한 읽기에 도움이 토론 및 특히 브라이언 정에 대한 Pletcher 연구소 감사드립니다. 우리는 데이터 수집과 지원을 닉 아셀과 캐서린 Borowicz을 인정하고 싶습니다.

우리는 4 ° C에서의 프로토콜에 나타납니다 실험 식품, 효모 붙여 넣기, 그리고 포도 한천 플레이트를 저장 및 금형과 건조는 애벌레의 성인 모두 표준 환경 조건 들어 설정하지 않은 한, 1~2개월 이내에를 사용하는 것이 좋습니다 12시 12분 시간 등 어두운주기와 60 % 상대 습도 25 ° C에서 보육에 파리의 유지를 포함 무대. 1. 실험 식품의 작성 <ol><li> 애벌레의 성장을위한, 우리는 중부 표준시로이 프로토콜에 축약 된 수정 칼 테크 보통 5를 사용합니다. </li><li> 우리는 (10 설탕 (자당)과 항생제 및 안티 곰팡이 요원과 보충 삶은 된 2 % 한천베이스에 효모 (동결 건조 된 전체 맥주의 효모)로 구성 성인 Drosophila (SY)에 대한식이 요법을 추천하고, 분산 ML 당 유리 병) 6. 음식은 고체화 및 저장하기 전에 12-24 시간에 증발 할 수 있어야합니다. 영양 환경 substan 수 있기 때문에요리 과정에서 tially 영향 장수, 일관성이 실험에서와 실험 사이의 비교를 위해 모두 필수적입니다. </li><li> 약리 에이전트가 성인 음식에 추가 할 경우,이 약물은 혼자 차량을 포함하는 레이어를 수신 제어 튜브로 음식 표면에 음식과 계층의 작은 배치 (2 ML)로 혼합 할 수 있습니다. </li></ol> 2. 라이브 효모 붙여 넣기의 작성 활성 건조 효모의 3g에 물을 5-6 ML을 결합하여 잘 섞는다. 효모 붙여 넣기의 일관성은 부드러운 땅콩 버터의해야합니다. 3. 포도 한천 플레이트의 작성 <ol><li> 1000 ML 플라스크에 증류수 500 ML에 포도 한천 premix의 패킷을 추가하고 포도 한천 믹스를 분해하기 위해 패킷의 지시 사항을 따르십시오. </li><li> 거품 형성을 피하고있는 동안주의 깊게 100mm 배양 접시에 혼합물의 두꺼운 층을 부어. premix 중 하나 패킷 약 14 GRA를 생산PE 한천 플레이트. </li><li> 미디어 냉각과 15 분에에 뚜껑을 실내 온도에 막혀 보자. 플레이트는 4에서 유지 될 수 있습니다 ° C, 플라스틱 랩에 싸서, 또는 즉시 사용됩니다. </li></ol> 4. 동기화 계란 수집 이 프로토콜에 사용 된 모든 미디어, 즉 효모, 포도 한천 플레이트, CT와 10 % SY 식품은 실온에서해야합니다. <ol><li> 포도 한천 플레이트에 붙여 넣으 효모의 2-3cm 직경 레이어를 확산하고 옆으로 설정합니다. </li><li> 파리를 마취 아래로 메쉬 측과 CO 2 패드에서 큰 계란 수집 케이지를 놓습니다. 질소 기반 마취 고품질 검색 할 때 7 생산할 수있는 실험실에서 사용하는 CO 2에 대한 대안입니다. </li><li> 유입 경로 사용하여 계란 수집 케이지에 파리 1백50~2백쌍를 전송할 수 있습니다. </li><li> 새장 열린 끝을 커버하고 엔드 캡과 보호를 위해 포도 한천 플레이트를 배치합니다. </li><li> 파리 일어 났을 때까지 그 쪽의 새장을 놓는다.그런 다음, 밤새 보육에, 아래 케이지, 포도 한천 플레이트 측을 유지. </li><li> 다음 날, 새로 yeasted 포도 판과 포도 판을 교체. 만 판의 표면에 효모 붙여 넣기의 약 1 cm의 직경을 넣어. 1 일 포도 판을 폐기하십시오. </li><li> 배아는 16-22 시간의 포도 한천 플레이트의 표면에 수집 할 수 있습니다. 완료되면 포도 한천 플레이트를 수집하고 부모 파리를 폐기하십시오. </li><li> 1X 인산과 포도 한천 플레이트의 표면을 씻어 식염 (PBS)는 버퍼. 달걀은 부드럽게 면봉으로 스크랩으로 동원 할 수 있습니다. 스크래치, 손상 않도록주의를, 또는 접시의 표면에 묻은 한천의 얇은 조각을 다 쳤어요. 유입 경로의 도움으로 15 ML 원뿔 튜브에 씻은 계란을 부어. </li><li> 달걀 튜브의 바닥에 정착하고 계란을 잃지 않도록주의하는 것 표면에 뜨는을 부어 보자. 나머지 볼륨 2-3 ML 주변에 있어야합니다. </li><li> 관에 PBS의 8-10 ML를 추가하고 위의 단계 2-3를 반복 mor표면에 뜨는가 명확 할 때까지 전자 시간은 철저하게 계란을 씻어합니다. 잔여 효모를 제거하면이 단계에서 열쇠입니다. </li><li> 나머지 볼륨은 2 ML 때까지 세척 한 후 모든 표면에 뜨는을 배수한다. 넓은 구멍 피펫 팁을 사용하여 중부 표준시 병에 나누어지는 계란의 32 μl합니다. 피펫 팁의 알은 흡입없이 액체 거의 함께 소형해야합니다. 이것은 계란 정착에 깊은 피펫 팁을 삽입하고 신속하게 기음 할 수있는 플런저를 출시함으로써 달성 될 수있다. </li><li> 장소 시드 CT도 플라이 개발을 통해 보육에 다시 병. </li></ol> 5. 나이 검색 성인의 컬렉션은 파리 <ol><li> 성인은 일반적으로 일에서 9 이후를 eclose합니다. 보육의 밤에 다시 첫 날과 장소 병에 등장한 파리 폐기하십시오. 이 연습은 초기 emergents에 대한 부주의 선택을 방지하고 동기화 파리의 최대 수의 모음에 대한 수 있습니다. </li><li> 16-22 시간 후, 하루 지난 어른 INT 날아 전송O 10% SY 식품 병. 필요한 경우, 다른 배치는 다음 날 수령하실 수 있습니다. </li><li> 돌아 가기 인큐베이터에 다시 이동하고 파리는 이틀 동안 성적 성숙과 짝을 도달 할 수 있습니다. 성인의 첫날을 10 %로 SY 병에 전송의 하루를 기록합니다. </li></ol> 6. 파리 정렬과 장수 실험 설정 <ol><li> 붓을 사용하여 두 그룹으로 다음 마취 패드에 파리의 작은 그룹, 정렬 남성과 여성을 마취. CO 2를 사용하는 경우, 그것은 장수 실험의 무결성을 손상 할 수 있습니다 가능한 오래 지속 건강 문제를 방지하기 위해 노출을 최소화하는 것이 중요합니다. </li><li> 개별 병에 같은 성별의 30 파리를 놓습니다. 인구 및 건강 자손에 균형의 염색체 특별한 일 없으면, 각 병은 각 성 3-4 병 주위를 생산해야합니다. 개인 튜브에 파리가 Aliquoting하면 총에 파리 만의 최대 마취에 노출되어 있도록, 3-4 분보다 더 이상을지지한다9-10 분. </li><li> 8-10 병이 각 성별 및 실험 치료 복제가 때까지 반복 6.1-6.2 단계를 반복합니다. </li></ol> 7. 장수 실험을 추적하는 Excel 스프레드 시트를 설정 <ol><li> 우리는 보육의 약병 위치와 관련된 편견을 방지하고 실험에 약병 ID를 가리는하기 위해 실험 조건에서 유리 병의 위치가 아닌 그룹화 병을 randomizing하시기 바랍니다. 이 작업을 수행하려면 먼저 스프레드 시트 프로그램의 각 유리 병에 무작위로 숫자 ID를 할당 한 다음 ID 번호로 트레이에 튜브를 배열합니다. 당신이 dLife 실험 관리 소프트웨어를 사용하는 경우, 각 유리 병의 ID 번호를 생성하는 실험 설정에 자습서를 따르십시오. </li><li> 당신이 RFID 리더 또는 dLife과 관련하여 바코드 리더를 사용하는 경우 (선택 사항) 각 유리 병에 RFID 나 바코드 태그를 첨부하여 dLife에있는 유리 병의 숫자 ID와 태그를 연결합니다. 리더로 스캔 할 때이 프로그램은 각 병을 인식 할 수와 스프레드 시트에서 올바른 위치에 데이터를 기록 한을지도. dLife와 함께 태그 리더의 사용이 크게 데이터 수집 시간을 기록 오류를 줄일 수 있습니다. </li></ol> 8. 장수 실험을 유지 신선한 음식을 포함하는 튜브는 각 전송에 대한 실온에서해야합니다. <ol><li> 실험 기간 동안, 새로운 병로 전송 파리는 신선한 음식을 포함하는 매 2 일 (젊은 여성), 또는 3 회 (남성 또는 여성 시대&gt; 3 주). 이 단계는 젊은 여성의 먹이 환경이 애벌레의 존재에 의해 중단되지 않도록합니다. 이 전송은 특히 오래된 파리 (Pletcher, 개인 관찰)에, 급성 사망률을 일으킬 수있는 마취없이 완료해야합니다. </li><li> 각 유리 병 전송하는 동안, 나이를 기록 오래된 병에 죽은 파리를 계산하고, 새로운 유리 병에 수행 된 죽은 파리. 에 별도로 정보를 기록스프레드 시트의 두 열 (dLife 고객님의 스프레드 시트 중). 이 수행 파리를 두 번 계산되지 않도록합니다. 사망자의 총 수는 (죽은 + 수행)해야 이전 전송에서 수행 파리의 적어도 동일한 번호입니다. 새 사망자의 수를 결정하기 위해 사망자의 총 개수에서 이전에 수행 파리의 수를 뺍니다. </li><li> 이 탈출하거나 우발적 인 살인을 통해 자연사하기 전에 실험을 떠난 경우 플라이는 마우스 오른쪽 검열로 간주됩니다. 이 방법으로 실험을 종료 동물은 파리가 실험을 종료하는 날에 별도의 항목으로 입력해야합니다. 검열 파리는 (아래) 죽음의 장소로 기록되지 않습니다. </li><li> 최후의 생존자가 죽을 때까지 단계 8.1-8.2를 반복하고 있습니다. 파리 시대로, 일부 파리가 자신의 뒤쪽에 누워 자신의 inactiveness으로 인해 죽은 나타날 수 있음에 유의해야합니다. 따라서 (죽은) 수행 파리를 계산하면, 다리 움직임이 있는지 확인하기 위해 병의 측면을 터치하세요. 만약 그렇다면, thes전자 파리는 아직 살아 있습니다. 파리는 기존의 유리 병 만 살아에서 식품에 붙어 남아있는 경우에, 그들은 죽음의 장소로 간주되어서는 안됩니다 및 추가 플라이를 제거하기 위해 병을 활용하여 구출해야합니다. 이 실험 바이어스 될 수 있으므로 검열 등 파리는주의와 함께 사용되어야합니다. </li></ol> 9. 데이터 분석 <ol><li> survivorship 곡선은 개인이 주어진 세에 남아 일반적으로 카플란 - 마이어 방식 (그림 1) 8을 사용하여 계산되는 확률을 표시합니다. 마우스 오른쪽 검열 데이터의 부재에서 수식이 세 X (S X)에서 그러한 그 나이 별 survivorship을 단순화 할 수는 세 X (N x)를에서 인구 조사 시간의 시작에서 살아 개인의 수를 나누어 결정됩니다 실험에서 파리의 총 개수 (N 0)에 의해, S X = N X / N 0. 9.2) Survivorship 곡선은 데이터 프리젠 테이션의 가장 일반적인 형태이며로그 순위 테스트를 사용하여 그룹 간의 평등을 테스트 할 수 있습니다. 합리적인 추론이 일대에서 50-100 개인처럼 몇에서 얻을 수 있습니다. Survivorship 그러나 누적 측정이며, 따라서 이러한 평생에 일찍 노화 관련없는 죽음은, 노화와 관련된 규명 효과가 어렵게 수명에 걸쳐 survivorship를 놓으면됩니다. </li><li> 두 번째 데이터 시각화 방법은 각 연령 간격을 통해 죽음의 위험을 표시하고 생존 데이터 9,10의 더 nuanced 설명을 제시 시대 별 사망률 기능입니다. 사망률 조치 한 세에서 다른 독립적이며, 치료는 성인 생활 동안 조정됩니다 특히 때 사망률 곡선의 모양은 노화의 역학에 대한 추론에 유용합니다. 나이 별 사망률의 추정하지만, 작은 샘플 크기와 정밀도와 정확성이 부족하고, 종종 신뢰할 수있는 에스에 대한 일대 당 개인의 여러 일대 수백이 필요합니다11 timate. </li><li> 장수의 차이를 계산하는 다른 방법은 파라 메트릭 (예 : Gompertz) 및 준 파라 메트릭 (예 : 콕스 회귀) 모델이 포함되어 있습니다. 이 모델은 강력한 될 수 있지만, 때문에 사망률 곡선의 모양과 잘못된 추론 11,12으로 이어질 수 치료 효과의 자연 현상에 대해 한 가정의주의 적용해야합니다. </li></ol>

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관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

여기에 제시된 프로토콜은 유전자, 약리, 환경 개입의 평가에 적용 할 수 있습니다 Drosophila에 성인 장수의 재현 측정을 생산하는 방법을 설명합니다. 프로토콜의 중요한 측면을주의 깊게, 애벌레의 개발 환경을 제어하는​​ 성인 스트레스를 최소화하고, 실험 그룹과 통제에서 바이어스를 최소화 등이 있습니다. 우리는 또한 dLife 수명 실험 관리 소프트웨어의 사용을 제시한다. 단순히 각 ?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 코멘트 (선택 사항) </td></tr><tr><td> 활성 건조 효모 </td><td> Fleishmann의 효모 </td><td> 2192 </td><td></td></tr><tr><td> 포도 한천 분말 Premix </td><td> Genesee 과학 </td><td> 47-102 </td><td></td></tr><tr><td> 대형 배아 컬렉션 연습장 </td><td> Genesee 과학 </td><td> 59-101 </td><td></td></tr><tr><td> 대형 교체 엔드 캡 </td><td> Genesee 과학 </td><td> 59-103 </td><td></td></tr><tr><td> 6온스 광장 바닥 병, 폴리 프로필렌 </td><td> Genesee 과학 </td><td> 32-130 </td><td></td></tr><tr><td> 주식 병에 대한 Flugs 클로저 </td><td> Genesee 과학 </td><td> 49-100 </td><td></td></tr><tr><td> Drosophila병 와이드, Polystrene </td><td> Genesee 과학 </td><td> 32-117 </td><td></td></tr><tr><td> 와이드 튜브에 대한 Flugs 클로저 </td><td> Genesee 과학 </td><td> 49-101 </td><td></td></tr><tr><td> 와이드 구멍 Aardvark의 Pipet 팁, 200 UL </td><td> Denville 과학 </td><td> P1105-CP </td><td></td></tr><tr><td> Flystuff Flypad, 표준 크기 </td><td> Genesee 과학 </td><td> 59-114 </td><td></td></tr><tr><td> BD 매 15 ML 원뿔형 원심 분리기 튜브 </td><td> 피셔 과학 </td><td> 14-959 - 70C </td><td></td></tr><tr><td> 지우기 뚜껑이있는 Fisherbrand 배양 접시는 리지를 모금, 100 OD X 15mm H; </td><td> 피셔 과학 </td><td> 08-757-12 </td><td></td></tr><tr><td> Kimax * Colorware 플라스크 1,000 ML 노란색 </td><td> 피셔 과학 </td><td> 10-200-47 </td><td></td></tr><tr><td> 10X PBS 산도 7.4 </td><td> 에vitrogen </td><td> 70011044 </td><td></td></tr><tr><td> Gelidium 한천 </td><td> Mooragar </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> 브루어의 효모 </td><td> MP의 Biomedicals </td><td> 0290331280 </td><td></td></tr><tr><td> 입자가 굵은 설탕 </td><td> Kroger </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> Tegosept </td><td> Genesee 과학 </td><td> 20-266 </td><td> 식품 방부제 플라이 </td></tr><tr><td> 프로피온산, 99% </td><td> Acros의 유기물 </td><td> 149300025 </td><td> 식품 방부제 플라이 </td></tr><tr><td> Kanamycin의 황산 </td><td> ISC BioExpress </td><td> 0408-​​10G </td><td></td></tr><tr><td> 테트라 사이클린 HCL </td><td> VWR </td><td> 80058-724 </td><td></td></tr></tbody></table>

measurement of lifespan in drosophila melanogaster

노화는 감소 물리적 성능을 이끌어가 검사를 마쳤있는 거의 모든 생물의 꾸준한 생리 저하의 결과, 질병의 위험을 증가하는 현상입니다. 개인 노화는 종종 나이에 일치하는 개인의 큰 무리에서 관찰 수명에 의해 실험실에서 측정 나이에 따라 사망에 증가로 인구 수준에서 명단입니다. 범위를 수량화을 추구 실험 간단한 모델 생물의 유전자 나 환경 조작 영향 수명은 수명을 연장하고 포유류 나이 관련 질병을 예방하기위한 taxa에서와 감동을 새로운 전략에 대한 보존 아르 노화의 측면을 이해하는 매우 성공적인하는 방법 . 식초 파리, Drosophila melanogaster는 자사의 상대적으로 짧은 수명, 편리한 축산 및 손쉬운 유전학에 의한 노화의 메커니즘을 연구하기위한 매력적인 모델 생물이다.그러나, 나이 별 생존과 사망 등의 노화의 인구 통계 학적 조치는, 실험 설계 및 환경에도 작은 변화에 매우 민감하며, 노화 실험 기간 동안 엄격한 실험실 관행의 유지 보수가 필요합니다. 함께 유전 배경의주의 통제를 연습 할 필요가있는이 고려, 강력한 측정을 생성하기위한 필수적입니다. 사실, 효모의 수명 실험, 웜, 파리, 환경이나 유전 유물 1-4으로 추적 된 생쥐에서 추론을 둘러싼 많은 중요한 논쟁이 있습니다. 이 프로토콜에서는, 우리는 실험실 유리 병을 사용하여 Drosophila의 장수를 측정 오랜 세월에 걸쳐 최적화 된 절차의 집합을 설명합니다. 우리는 또한 실험실에서 개발 및 다운로드 (사용할 수 있습니다되었습니다 dLife 소프트웨어의 사용을 설명 <a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/ple</a>tcherlab / 소프트웨어). dLife는 처리량을 가속화하고 즉시 처리 및 데이터 수집을 단순화하고, 데이터 분석을 표준화, 통합 최적의 실험 설계에 의해 좋은 관행을 촉진합니다. 우리는 또한 설계, 수집 및 수명 데이터의 해석에 많은 잠재적 인 함정을 논의 할 것이다, 우리는 이러한 위험을 방지하기위한 조치를 제공합니다.

프로토콜의 단순화 된 구조는 주요 단계가 설명되어 그림 1에 표시됩니다. 프로토콜의 동기화 부분은 연령 일치 파리 성충을 필요로 다양한 assays에 사용하실 수 있습니다. 야생 형 파리의 전형적인 survivorship 곡선은 dLife 실험 관리 소프트웨어 (그림 2B, C)를 사용하여, 그림 2A에 표시됩니다. 성인 남성은 일반적으로 모두 인구가 25 ° C.에 1...

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Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster는 장수 규제의 분자 기초를 탐험하기위한 강력한 모델 생물이다. 이 프로토콜은 재현, 장수뿐만 아니라 잠재적 인 함정의 인구 기반의 측정 방법과 그들을 피하기 위해를 생성하는 단계에 대해 설명합니다.

의 수명 측정<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

measurement-of-lifespan-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Biology

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

34.0K 조회수.  University of Michigan. Drosophila melanogaster는 장수 규제의 분자 기초를 탐험하기위한 강력한 모델 생물이다. 이 프로토콜은 재현, 장수뿐만 아니라 잠재적 인 함정의 인구 기반의 측정 방법과 그들을 피하기 위해를 생성하는 단계에 대해 설명합니다.

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Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Drosophila Melanogaster에서 애벌레 CNS의 해부

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

연구

생물학

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

성인 Drosophila Melanogaster의 로코의 고해상도 비디오 추적

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

애벌레의 모니터링 심장​​ 기능 Drosophila melanogaster 생리 연구

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

라이브 영상 Drosophila melanogaster 배아 Hemocyte 마이 그 레이션

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

성인에서 Oenocytes의 해부 Drosophila melanogaster</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

의 분리 Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled analysis of cell and developmental biology from a variety of methodological angles. Live imaging is an emerging method for observing dynamic cell processes, such as cell division or cell motility. Having isolated mutations in uncharacterized putative cell cycle proteins it became essential to observe mitosis in situ using live imaging. Most live imaging studies in Drosophila have focused on the embryonic stages that are accessible to manipulation and observation because of their small size and optical clarity. However, in these stages the cell cycle is unusual in that it lacks one or both of the gap phases. By contrast, cells of the pupal wing of Drosophila have a typical cell cycle and undergo a period of rapid mitosis spanning about 20 hr of pupal development. It is easy to identify and isolate pupae of the appropriate stage to catch mitosis in situ. Mounting intact pupae provided the best combination of tractability and durability during imaging, allowing experiments to run for several hours with minimal impact on cell and animal viability. The method allows observation of features as small as, or smaller than, fly chromosomes. Adjustment of microscope settings and the details of mounting, allowed extension of the preparation to visualize membrane dynamics of adjacent cells and fluorescently labeled proteins such as tubulin. This method works for all tested fluorescent proteins and can capture submicron scale features over a variety of time scales. While limited to the outer 20 &#181;m of the pupa with a conventional confocal microscope, this approach to observing protein and cellular dynamics in pupal tissues in vivo may be generally useful in the study of cell and developmental biology in these tissues.

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

This paper demonstrates the use of a fast scanning confocal microscope to image cell behavior directly through the puparium. By leaving the pupal case intact, this method allows observation and measurement of dynamic cell processes at a stage of Drosophila development that is difficult to study directly.

의 번데기 케이스를 통해서 영상<em&gt; 초파리</em

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled ...

Enhanced Northern Blot Detection of Small RNA Species in Drosophila Melanogaster

The last decades have witnessed the explosion of scientific interest around gene expression control mechanisms at the RNA level. This branch of molecular biology has been greatly fueled by the discovery of noncoding RNAs as major players in post-transcriptional regulation. Such a revolutionary perspective has been accompanied and triggered by the development of powerful technologies for profiling short RNAs expression, both at the high-throughput level (genome-wide identification) or as single-candidate analysis (steady state accumulation of specific species). Although several state-of-art strategies are currently available for dosing or visualizing such fleeing molecules, Northern Blot assay remains the eligible approach in molecular biology for immediate and accurate evaluation of RNA expression. It represents a first step toward the application of more sophisticated, costly technologies and, in many cases, remains a preferential method to easily gain insights into RNA biology. Here we overview an efficient protocol (Enhanced Northern Blot) for detecting weakly expressed microRNAs (or other small regulatory RNA species) from Drosophila melanogaster whole embryos, manually dissected larval/adult tissues or in vitro cultured cells. A very limited amount of RNA is required and the use of material from flow cytometry-isolated cells can be also envisaged.

Enhanced Northern Blot Detection of Small RNA Species in Drosophila Melanogaster

The aim of this publication is to visualize and discuss the operative steps of an Enhanced Northern Blot protocol on RNA extracted from Drosophila melanogaster embryos, cells, and tissues. This protocol is particularly useful for the efficient detection of small RNA species.

작은 RNA 종의 북부 오 탐지의 향상된<em&gt; 초파리 Melanogaster</em

The last decades have witnessed the explosion of scientific interest around gene expression control mechanisms at the RNA level. This branch of molecular ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

(A)의 유지 보수<em&gt; 노랑 초파리</em&gt; 인구 케이지

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Measurement of Carbon Dioxide Production from Radiolabeled Substrates in Drosophila melanogaster

The power of Drosophila genetics is increasingly being applied to questions of hormone signaling and metabolism and to the development of models of human disease in this organism. Sensitive methods for measurements of parameters such as metabolic rates are needed to drive the understanding of physiology and disease in small animals such as the fruit fly. The method described here assesses fuel oxidation in small numbers of adult flies fed food containing trace amounts of 14C-labeled substrates such as glucose or fatty acid. After the feeding period and any additional experimental manipulations, flies are transferred to short tubes capped with mesh, which are then placed in glass vials containing KOH-saturated filter paper that traps exhaled, radiolabeled CO2 generated from oxidation of radiolabeled substrates as potassium bicarbonate, KHCO3. This radiolabeled bicarbonate is measured by scintillation counting. This is a quantitative, reproducible, and simple approach for the study of fuel oxidation. The use of radiolabeled glucose, fatty acids, or amino acids allows determination of the contribution of these different fuel sources to energy metabolism under different conditions such as feeding and fasting and in different genetic backgrounds. This complements other approaches used to measure in vivo energy metabolism and should further the understanding of metabolic regulation.

Measurement of Carbon Dioxide Production from Radiolabeled Substrates in Drosophila melanogaster

This paper describes a method for the measurement of fuel oxidation in Drosophila melanogaster in which trace amounts of specific radiolabeled metabolic substrates are fed to flies. The exhaled radiolabeled CO2 that is a produced from fuel oxidation is collected and measured.

방사성 표지 된 기판에서 이산화탄소 생산에서의 측정<em&gt; 노랑 초파리</em

The power of Drosophila genetics is increasingly being applied to questions of hormone signaling and metabolism and to the development of models of human ...

Methods Article

의 수명 측정