DPS acknowledges past and present support in part from grant #2665 and #2934, respectively, from the PVA Research Foundation. PKS is an Alberta Innovates &#8211; Health Solutions Scientist, operating funds were provided by the Leblanc Chair for Spinal Cord Research, University of Calgary.

ملاحظة: تم تنفيذ كافة الإجراءات الحيوانية في إطار المبادئ التوجيهية التي وضعتها لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي في جامعة لويزفيل، والتمسك اللوائح الاتحادية. 1. إعداد منخفضة الكالسيوم 2+ و 2 ملي كا 2+ السائل النخاعي الاصطناعي (ACSF) Perfusates <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 2X منخفضة الكالسيوم 2+ (0.1 ملم) سهم C العازلة، 2X الكالسيوم الطبيعي 2+ (2 ملم) سهم منطقة عازلة، و2X المالية B عازلة كما هو موضح في الجدول 1. الحلول الأسهم الفردية تسمح تعديل المحتوى أيون (على سبيل المثال، منخفضة أو الصفر الكالسيوم 2+) ويمكن تخزينها في 4 درجة مئوية لمدة تصل إلى شهر واحد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لنضح داخل القلب أثناء تشريح، إضافة 100 مل من 2X منخفضة الكالسيوم 2+ سهم C و 100 مل من 2X المالية B في زجاجة من البلاستيك لجعل الكالسيوم منخفض 1X 2+ ACSF. خلط وتخزين بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية أو جعل الطازجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لنضح من خارج الحي الحبل الشوكي أثناء ايماججي، إضافة 500 مل من 2X العادي الكالسيوم 2+ المالية وو 500 مل من 2X المالية B في زجاجة 1 لتر لتوليد 1X ACSF. خلط وتخزين بين عشية وضحاها في درجة حرارة الغرفة أو جعل الطازجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط درجة الحموضة من مخازن ACSF إلى 7.4. مع الحفاظ على ACSF في درجة حرارة الغرفة، ووضع منخفض الكالسيوم 2+ ACSF على الجليد ثم فقاعة كلا مخازن بالغاز كربوجين (95٪ O 2، 5٪ CO 2) لمدة 30 دقيقة قبل الاستخدام وبشكل مستمر خلال نضح. </li></ol> 2. إعداد فيفو السابقين غرفة التصوير <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التفاف بطانية للتدفئة (أي اغلاق التلقائي) حول زجاجة ACSF وضبط الحرارة إلى منخفض / الإعداد المتوسط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج ACSF خط نضح مخصص في زجاجة متصلة مضخة نضح وتمشيا سخان التي تسيطر عليها وحدة تحكم في درجة الحرارة وردود الفعل مسبار درجة الحرارة ثنائي القطب كما هو مبين في الشكل 1A. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق مرحلة المجهر شقة إدراج (152 X 102 مم) إلى 2 الفوتون الإثارة / أسيوطocal مرحلة المجهر مزودة حاوية التسرب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع غرفة كبيرة نضح حمام مفتوح (ث ل س س ح و 12 × 24 × 8 ملم) في وعاء تسرب لاستيعاب وتوفير تدفق مستمر من ACSF الاوكسيجين الطازجة إلى الحبل الشوكي خارج الجسم الحي (انظر الشكل 1B لمناسبة السابق فيفو التصوير تصميم غرفة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط المعادن منفذ إخراج سخان على خط إلى خارج الحي غرفة التصوير باستخدام أنابيب مناسبة. وضع وسادة ماصة رقيقة تحت غرفة التصوير فيفو السابقين للمساعدة في الحفاظ على درجة حرارة المخزن المؤقت / الأنسجة أثناء التصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الالتزام غرفة التصوير خارج الحي في الجزء السفلي من إدراج الحاويات تسرب / المرحلة باستخدام تك لزجة قابلة للإزالة. فإن سهولة تشكيل تك لزجة تسمح للغرفة الى تعديلها حسب الحاجة لضمان مسار الهدف في ضوء هو عمودي على سطح الأنسجة. إذا لزم الأمر، استخدم مستوى بولس لضبط الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمينفي خط ردود الفعل سخان مسبار درجة الحرارة بالقرب من مدخل السائل غرفة وغير القابل للصدأ أنبوب الشفط الصلب متصلة خط فراغ عند مخرج القاعة. أصحاب الشريط المغناطيسي وممص مكروى المناسب والمفيد في هذا الصدد. بدوره على مصدر فراغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على مضخة نضح لبدء ملء غرفة التصوير مع ACSF المؤكسج. ضبط مضخة نضح إلى 1.5-2 مل لكل دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحكم في حجم ACSF في غرفة التصوير عن طريق ضبط خط فراغ. من المهم أن يكون هناك ما يكفي من ACSF في غرفة التصوير لتغطية جزء الحبل الشوكي والسماح مسافة العمل كافية بين هدف غمس الماء وسطح الأنسجة. المايلين ومحاور عصبية يمكن أن تتأثر ضارا إذا لم يتم المغمورة قطاع النسيج تماما في ACSF الاوكسيجين الطازجة الرائدة التحف التي يسببها المجرب ل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط تحكم في درجة الحرارة سخان في الخط بحيث درجة حرارة سائل الإرواء في غرفة التصوير هي درجة حرارة الغرفة القريب. </li></ol> &lt;ص الطبقة = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. تشريح الكبار الفئران عنق الرحم الحبل الشوكي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الموت ببطء بالغ 6-10 أسبوع thy1 القديمة -YFP الماوس المعدلة وراثيا (استخدام سلالة المناسب الذي لديه الفلورسنت التعبير البروتين في الخلايا العصبية الجذرية الظهرية العقدة) عن طريق حقن جرعة زائدة من الصوديوم بنتوباربيتال التخدير (200 ملغ / كلغ) عن طريق الحقن داخل الصفاق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة تحت المستوى المناسب من التخدير (على سبيل المثال، أي رد فعل لقرصة أخمص قدميها، وفقدان طرفة رد الفعل)، حلاقة بعناية الجلد المغطي للنخاع الشوكي والدماغ مع كليبرز الجراحية. تطهير الجلد باستخدام بتدين و 70٪ منصات الايثانول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رش الصدر / منطقة البطن مع الايثانول 70٪، ثم يروي هذا الموضوع transcardially باستخدام المبرد،-فقاعات كربوجين الكالسيوم منخفض 2+ ACSF. (انظر الشكل 1C لمقاعد البدلاء اقترح تشريح وضع أعلى متابعة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما تتضاءل الكبد، وتأمين إبرة نضح في القلب باستخدام مقطع صغير. تحويل الموضوع على الوصول إلى الجانب الظهري حلق لهذا الموضوع، ومسح منطقة حلق مع 70٪ من الإيثانول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وجعل شق الجلد الظهرية على طول خط الوسط ابتداء من الأنف إلى الورك باستخدام مقص تشريح لفضح الدماغ والعمود الفقري (الشكل 2A). تأمين إعداد من خلال وضع دبابيس في الأنف والكفل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مجهر تشريح من هذه النقطة، وقطع بقوة عبر السطح الظهري من الجمجمة على مستوى بصيلات الشم. إدراج واحدة من النصائح مقص في الحواف الجانبية للشق وقطع على طول حواف قلنسوة ثنائيا حتى المخيخ. ملاحظة: لا المكوس تماما قلنسوة كما هو مطلوب في وقت لاحق لرفع الأنسجة المغطي من الحبل الشوكي في جميع أنحاء تشريح (انظر الشكل 2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع قلنسوة لفضح الدماغ. خفض بلطف الحواف اليسرى واليمنى من العظم الجداري (الموجود في المخيخ) وتسحبه إلى الوراء نحو caudally لفضح الدماغ / الحبل الشوكي (الشكل 2C </stroنانوغرام&gt;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مقص يميل غرامة عقدت في زاوية 45 درجة إلى سطح الطاولة وقطع فقرات ثنائيا فقط أقل شأنا من الجذور الخلفية العصبية. ملاحظة: تجنب الاتصال مع الأعمدة الظهرية بيضاء مشرقة. هذه الألياف هي تلك التي سيتم تصويرها (الشكل 2D) ويمكن أن تتلف بسهولة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع قلنسوة والظهرية سطح العمود الفقري مع ملقط يميل غرامة، وسحب بلطف النسيج المغطي في قطعة واحدة كما يتم إجراء تخفيضات لفضح الحبل الشوكي. مواصلة خفض فقرات إلى المستوى الصدري العلوي لعزل شريحة 1-2 سم من الحبل عنق الرحم للتصوير لاحقة (الشكل 2E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مقص لقطع بالتوازي الأنسجة / العظام إلى العمود الفقري والانسجة واضحة تحت العمود. جعل هذه التخفيضات عن مستوى ممكن. من المهم جدا أن الأنسجة تكمن مسطحة في غرفة بحيث الحبل هو مستوى للتصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مشرط رقم 11 لالقطع جذع الدماغ (الماضيإنهاء ألياف الحزمة النواة الناحلة) وعلى مستوى الصدري العلوي لعزل جزء الحبل الشوكي العنقي (انظر الشكل 2F). استخدام المقص لقطع الأنسجة / عظم في هذه نفس نقطتين. وينبغي أن يتضمن الأنسجة المعزولة 2/3 العمود الفقري يشمل الدماغ الذيلية، وتوسيع عنق الرحم، والجزء العلوي من الحبل الشوكي الصدري (الشكل 2G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع العمود الفقري معزولة في طبق بتري من-فقاعات كربوجين، الكالسيوم منخفض المبردة 2+ ACSF. إذا لزم الأمر، وتقليم الأنسجة تحت العمود الفقري حتى انها تقع شقة في الطبق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل العمود الفقري معزول إلى غرفة التصوير خارج الحي وزيادة تدريجية في درجة حرارة سائل الإرواء أكثر من 1 ساعة إلى 36-37 درجة مئوية. الحفاظ على درجة الحرارة هذه أثناء التصوير. </li></ol> 4. التنسيب من فيفو السابقين النخاع الشوكي إلى غرفة التصوير والمايلين وصفها مع النيل الأحمر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين بعناية العمود الفقري في طغرفة maging مع شريحة المناسب المناسبة يعقدون تعديل أسفل مع منصة الشبكة العمودية التي تتكون من المواضيع ليكرا الدقيقة (إزالة المواضيع الوسطى من منصة الشبكة للسماح مساحة للالحبل الشوكي؛ انظر الشكل 3A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ذوبان الجليد قسامة من النيل الأحمر (5 ملي الأسهم في DMSO و 0.22 ميكرون تصفيتها، ويمكن تخزينها لمدة 1 شهر في 4 درجات مئوية، أو 6 أشهر في -20 درجة مئوية في الظلام). فقط قبل إضافة النيل الأحمر إلى غرفة التصوير، والحد من تدفق مضخة نضح وضبط خط فراغ لضمان السوائل في غرفة ويغطي دائما الحبل الشوكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 5-10 ميكرولتر النيل الأحمر حل الأسهم إلى غرفة التصوير قرب نهاية الذيلية من الحبل (الشكل 3B). استخدام ماصة 1 مل إلى المزيج بلطف النيل الأحمر في جميع أنحاء الغرفة. السماح النيل الأحمر على البقاء في غرفة لمدة 1-2 دقائق، ثم ضع خط فراغ ذهابا وضبط مضخة نضح إلى 1.5-2 مل لكل دقيقة ليروي باستمرار الحبل الشوكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعناية رفع المسرح المجهرومحاذاة الهدف مع مركز للجزء الحبل الشوكي وإعلامي على أعمدة الظهرية حتى الهدف غمر المياه ما يقرب من 10 مم من سطح ACSF في الغرفة. استخدام المجهر عجلة التركيز الأنفية لجلب ببطء الهدف لأسفل حتى أنها تمس برفق سطح ACSF. استخدام مصدر الضوء epifluorescent لتركيز أعمدة الظهرية في مجال الرؤية (الشكل 3C). </li></ol> 5. فيفو السابقين التصوير من الحبل الشوكي الماوس مع TPLSM والتي يسببها الليزر اصابات الحبل الشوكي (LiSCI) ملاحظة: يوفر الوريد الخلفي علامة مفيدة لتوسيط الأنسجة والألياف الحزمة النواة الناحلة (تنشأ من خلايا الجسم من الظهرية العقد الجذرية ويصعد من T6 وتحت على طول خط الوسط من الحبل الشوكي) بالتوازي مع هذه الأوعية الدموية. كما توفر YFP + عنق الرحم توقعات الجذر الظهري سمكا علامة مفيدة مثل الارتفاع الألياف وتنحدر أفقيا إلى YFP + الحزمة النواة الناحلة الألياف التي هي أصغر في قطر. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم محاذاة الأنسجة الحبل الشوكي بشكل مناسب، والتبديل إلى وضع المسح الضوئي ليزر لأداء التصوير الأساسي من الصعود الحزمة النواة الناحلة الألياف مياليني. لإثارة كلا YFP والنيل الأحمر، استخدام مصدر ليزر ثنائي الفوتون ضبطها إلى 950 نانومتر الطول الموجي (~ 17 ميغاواط قياس في الخروج من 25X، 1.1 الهدف NA) وdichroics المناسب (DM) والمرشحات ممر الموجة لعزل الانبعاثات الفلورسنت من fluorophores (نستخدم 525/50 DM560، DM640 600/60، 685/70 و، لفصل YFP، والنيل الأحمر إلى الأصفر البرتقالي، وقنوات الحمراء الموسعة، على التوالي). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا كان أكثر من 3٪ من محاور عصبية تظهر الأجسام الشبه الكروية محور عصبي أثناء التصوير الأساسي (30-60 دقيقة)، ونبذ إعداد بسبب القطع الأثرية التي يسببها المجرب. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لحث على LiSCI بواسطة المكبرة مجال الرؤية ل30.3X (لخلق ~ 20 ميكرون قطر الاجتثاث). ضبط الليزر إلى 800 نانومتر، وزيادة قوة الليزر ل~ 110 ميغاواط فيالعينة. سماح 5 ميدانية كاملة من بالاشعة عرض ليزر لضمان مقطوع الألياف تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكيد LiSCI عن طريق تغيير إعدادات الليزر إلى الإعدادات التصوير (950 نانومتر، 17 ميغاواط في العينة، 2.08X) ومسح الأنسجة لتصور الاجتثاث. تحقق من قطر الاجتثاث وأن محاور ذاب الأولية ومقطوع تماما (انظر الشكل 3D). استخدام إعدادات الوقت الفاصل على المجهر جنبا إلى جنب مع التقاط ض لتسجيل الاستجابة الديناميكية من المحاور والمايلين إلى إصابة ما يصل إلى 8-10 + ساعة بعد الإصابة. ملاحظة: إذا كان الاجتثاث غير مكتمل (أي transection ناقصة من الألياف)، ونبذ إعداد، وتحديد آليات الإصابة الأولية والثانوية سيتم مرتبك. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن تصوير شرائح الحبل الشوكي معزولة تصل إلى 24 ساعة بعد LiSCI مع خفيفة الى معتدلة فقط تلف الأنسجة LiSCI مستقل. </li></ol>

<ol>
	<li>Chew, D. J., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+challenges+of+long-distance+axon+regeneration+in+the+injured+CNS.">The challenges of long-distance axon regeneration in the injured CNS.</a> Prog Brain Res. 201, 253-294 (2012).</li><li>Eva, R., Andrews, M. R., Franssen, E. H., Fawcett, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+mechanisms+regulating+axon+regeneration:+an+integrin+perspective.">Intrinsic mechanisms regulating axon regeneration: an integrin perspective.</a> Int Rev Neurobiol. 106, 75-104 (2012).</li><li>McCall, J., Weidner, N., Blesch, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurotrophic+factors+in+combinatorial+approaches+for+spinal+cord+regeneration.">Neurotrophic factors in combinatorial approaches for spinal cord regeneration.</a> Cell Tissue Res. 349, 27-37 (2012).</li><li>Pernet, V., Schwab, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+Nogo-A+in+axonal+plasticity,+regrowth+and+repair.">The role of Nogo-A in axonal plasticity, regrowth and repair.</a> Cell Tissue Res. 349, 97-104 (2012).</li><li>Bradbury, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chondroitinase+ABC+promotes+functional+recovery+after+spinal+cord+injury.">Chondroitinase ABC promotes functional recovery after spinal cord injury.</a> Nature. 416, 636-640 (2002).</li><li>Cregg, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+regeneration+beyond+the+glial+scar.">Functional regeneration beyond the glial scar.</a> Exp Neurol. 253, 197-207 (2014).</li><li>Park, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Promoting+axon+regeneration+in+the+adult+CNS+by+modulation+of+the+PTEN/mTOR+pathway.">Promoting axon regeneration in the adult CNS by modulation of the PTEN/mTOR pathway.</a> Science. 322, 963-966 (2008).</li><li>Coleman, M. P., Freeman, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wallerian+degeneration,+wld(s),+and+nmnat.">Wallerian degeneration, wld(s), and nmnat.</a> Annu Rev Neurosci. 33, 245-267 (2010).</li><li>Sulaiman, W., Gordon, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiology+of+peripheral+nerve+injury,+regeneration,+and+functional+recovery:+from+bench+top+research+to+bedside+application.">Neurobiology of peripheral nerve injury, regeneration, and functional recovery: from bench top research to bedside application.</a> Ochsner J. 13, 100-108 (2013).</li><li>Bradke, F., Fawcett, J. W., Spira, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assembly+of+a+new+growth+cone+after+axotomy:+the+precursor+to+axon+regeneration.">Assembly of a new growth cone after axotomy: the precursor to axon regeneration.</a> Nat Rev Neurosci. 13, 183-193 (2012).</li><li>Erturk, A., Hellal, F., Enes, J., Bradke, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disorganized+microtubules+underlie+the+formation+of+retraction+bulbs+and+the+failure+of+axonal+regeneration.">Disorganized microtubules underlie the formation of retraction bulbs and the failure of axonal regeneration.</a> J Neurosci. 27, 9169-9180 (2007).</li><li>Seif, G. I., Nomura, H., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+axonal+degeneration+'dieback'+in+the+corticospinal+tract+after+transection+injury+of+the+rat+spinal+cord:+a+confocal+microscopy+study.">Retrograde axonal degeneration 'dieback' in the corticospinal tract after transection injury of the rat spinal cord: a confocal microscopy study.</a> J Neurotrauma. 24, 1513-1528 (2007).</li><li>Fishman, P. S., Mattu, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fate+of+severed+cortical+projection+axons.">Fate of severed cortical projection axons.</a> J Neurotrauma. 10, 457-470 (1993).</li><li>McPhail, L. T., Stirling, D. P., Tetzlaff, W., Kwiecien, J. M., Ramer, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+contribution+of+activated+phagocytes+and+myelin+degeneration+to+axonal+retraction/dieback+following+spinal+cord+injury.">The contribution of activated phagocytes and myelin degeneration to axonal retraction/dieback following spinal cord injury.</a> Eur J Neurosci. 20, 1984-1994 (2004).</li><li>Stirling, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Minocycline+treatment+reduces+delayed+oligodendrocyte+death,+attenuates+axonal+dieback,+and+improves+functional+outcome+after+spinal+cord+injury.">Minocycline treatment reduces delayed oligodendrocyte death, attenuates axonal dieback, and improves functional outcome after spinal cord injury.</a> J Neurosci. 24, 2182-2190 (2004).</li><li>Kerschensteiner, M., Schwab, M. E., Lichtman, J. W., Misgeld, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+axonal+degeneration+and+regeneration+in+the+injured+spinal+cord.">In vivo imaging of axonal degeneration and regeneration in the injured spinal cord.</a> Nat Med. 11, 572-577 (2005).</li><li>Kalb, J., Nielsen, T., Fricke, M., Egelhaaf, M., Kurtz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+two-photon+laser-scanning+microscopy+of+Ca2++dynamics+in+visual+motion-sensitive+neurons.">In vivo two-photon laser-scanning microscopy of Ca2+ dynamics in visual motion-sensitive neurons.</a> Biochem Biophys Res Commun. 316, 341-347 (2004).</li><li>Hirase, H., Qian, L., Bartho, P., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+dynamics+of+cortical+astrocytic+networks+in+vivo.">Calcium dynamics of cortical astrocytic networks in vivo.</a> PLoS Biol. 2, 96 (2004).</li><li>Fenrich, K. K., Weber, P., Rougon, G., Debarbieux, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-+and+short-term+intravital+imaging+reveals+differential+spatiotemporal+recruitment+and+function+of+myelomonocytic+cells+after+spinal+cord+injury.">Long- and short-term intravital imaging reveals differential spatiotemporal recruitment and function of myelomonocytic cells after spinal cord injury.</a> J Physiol. 591, 4895-4902 (2013).</li><li>Canty, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In-vivo+single+neuron+axotomy+triggers+axon+regeneration+to+restore+synaptic+density+in+specific+cortical+circuits.">In-vivo single neuron axotomy triggers axon regeneration to restore synaptic density in specific cortical circuits.</a> Nat Commun. 4, 2038 (2013).</li><li>Dibaj, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NO+mediates+microglial+response+to+acute+spinal+cord+injury+under+ATP+control+in+vivo.">NO mediates microglial response to acute spinal cord injury under ATP control in vivo.</a> Glia. 58, 1133-1144 (2010).</li><li>Davalos, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+in+vivo+imaging+of+densely+populated+glia,+axons+and+blood+vessels+in+the+mouse+spinal+cord+using+two-photon+microscopy.">Stable in vivo imaging of densely populated glia, axons and blood vessels in the mouse spinal cord using two-photon microscopy.</a> J Neurosci Methods. 169, 1-7 (2008).</li><li>Nimmerjahn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+imaging+of+microglia+in+the+mouse+cortex+in+vivo.">Two-photon imaging of microglia in the mouse cortex in vivo.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2012, (2012).</li><li>Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Helmchen, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resting+microglial+cells+are+highly+dynamic+surveillants+of+brain+parenchyma+in+vivo.">Resting microglial cells are highly dynamic surveillants of brain parenchyma in vivo.</a> Science. 308, 1314-1318 (2005).</li><li>Davalos, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fibrinogen-induced+perivascular+microglial+clustering+is+required+for+the+development+of+axonal+damage+in+neuroinflammation.">Fibrinogen-induced perivascular microglial clustering is required for the development of axonal damage in neuroinflammation.</a> Nat Commun. 3, 1227 (2012).</li><li>Buttermore, E. D., Thaxton, C. L., Bhat, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+and+maintenance+of+molecular+domains+in+myelinated+axons.">Organization and maintenance of molecular domains in myelinated axons.</a> J Neurosci Res. 91, 603-622 (2013).</li><li>Stirling, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toll-like+receptor+2-mediated+alternative+activation+of+microglia+is+protective+after+spinal+cord+injury.">Toll-like receptor 2-mediated alternative activation of microglia is protective after spinal cord injury.</a> Brain. 137, 707-723 (2014).</li><li>Greenspan, P., Fowler, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectrofluorometric+studies+of+the+lipid+probe,+nile+red.">Spectrofluorometric studies of the lipid probe, nile red.</a> J Lipid Res. 26, 781-789 (1985).</li><li>Greenspan, P., Mayer, E. P., Fowler, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nile+red:+a+selective+fluorescent+stain+for+intracellular+lipid+droplets.">Nile red: a selective fluorescent stain for intracellular lipid droplets.</a> J Cell Biol. 100, 965-973 (1985).</li><li>Ewald, A. J., Werb, Z., Egeblad, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+of+vital+signs+for+long-term+survival+of+mice+under+anesthesia.">Monitoring of vital signs for long-term survival of mice under anesthesia.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2011, (2011).</li><li>Tajima, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+hemodynamic+response+to+acute+hyperoxia+in+awake+mice.">Cerebral hemodynamic response to acute hyperoxia in awake mice.</a> Brain Res. 1557, 155-163 (2014).</li><li>Andermann, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+cellular+imaging+of+entire+cortical+columns+in+awake+mice+using+microprisms.">Chronic cellular imaging of entire cortical columns in awake mice using microprisms.</a> Neuron. 80, 900-913 (2013).</li><li>Nimmerjahn, A., Mukamel, E. A., Schnitzer, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+behavior+activates+Bergmann+glial+networks.">Motor behavior activates Bergmann glial networks.</a> Neuron. 62, 400-412 (2009).</li><li>Tsutsui, S., Stys, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolic+injury+to+axons+and+myelin.">Metabolic injury to axons and myelin.</a> Exp Neurol. 246, 26-34 (2013).</li><li>Matute, C., Ransom, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roles+of+white+matter+in+central+nervous+system+pathophysiologies.">Roles of white matter in central nervous system pathophysiologies.</a> ASN Neuro. 4, (2012).</li><li>Matute, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+dyshomeostasis+in+white+matter+pathology.">Calcium dyshomeostasis in white matter pathology.</a> Cell Calcium. 47, 150-157 (2010).</li><li>Stys, P. K., Lipton, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=White+matter+NMDA+receptors:+an+unexpected+new+therapeutic+target.">White matter NMDA receptors: an unexpected new therapeutic target.</a> Trends Pharmacol Sci. 28, 561-566 (2007).</li><li>Baltan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surviving+anoxia:+a+tale+of+two+white+matter+tracts.">Surviving anoxia: a tale of two white matter tracts.</a> Crit Rev Neurobiol. 18, 95-103 (2006).</li><li>Stirling, D. P., Stys, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+axonal+injury:+internodal+nanocomplexes+and+calcium+deregulation.">Mechanisms of axonal injury: internodal nanocomplexes and calcium deregulation.</a> Trends Mol Med. 16, 160-170 (2010).</li><li>Wang, H., Fu, Y., Zickmund, P., Shi, R., Cheng, J. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coherent+anti-stokes+Raman+scattering+imaging+of+axonal+myelin+in+live+spinal+tissues.">Coherent anti-stokes Raman scattering imaging of axonal myelin in live spinal tissues.</a> Biophys J. 89, 581-591 (2005).</li><li>Beirowski, B., Nogradi, A., Babetto, E., Garcia-Alias, G., Coleman, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+axonal+spheroid+formation+in+central+nervous+system+Wallerian+degeneration.">Mechanisms of axonal spheroid formation in central nervous system Wallerian degeneration.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 69, 455-472 (2010).</li><li>Shi, R., Asano, T., Vining, N. C., Blight, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+membrane+sealing+in+injured+mammalian+spinal+cord+axons.">Control of membrane sealing in injured mammalian spinal cord axons.</a> J Neurophysiol. 84, 1763-1769 (2000).</li><li>Stirling, D. P., Cummins, K., Wayne Chen, ., R, S., Stys, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axoplasmic+reticulum+Ca(2+)+release+causes+secondary+degeneration+of+spinal+axons.">Axoplasmic reticulum Ca(2+) release causes secondary degeneration of spinal axons.</a> Ann Neurol. 75, 220-229 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

نحن تصف طريقة التصوير خارج الحي الحبل الشوكي محاور العصبي (أي الحزمة النواة الناحلة) جنبا إلى جنب مع إصابة الحبل الشوكي التي يسببها الليزر لدراسة تطور ديناميكي كل من انحطاط محور عصبي مياليني الابتدائي والثانوي مع مرور الوقت. خارج الحي التصوير من سطح ال...

انحطاط المحاور هو سبب بارز للمراضة والتي تمتد عدة شروط العصبية بما في ذلك رضح عصبي والسكتة الدماغية وأمراض المناعة الذاتية، والأمراض العصبية. وخلافا للنظام العصبي المحيطي (السندات الإذنية)، والجهاز العصبي المركزي (CNS) محاور لديها قدرة محدودة على التجدد أصيب مرة واحدة على حد سواء بسبب الحواجز الجوهرية وخارجي (أي الجزيئات المثبطة لنمو محور عصبي أنتجت خلال تشكيل ندبة وحررت خلال انحطاط المايلين) 1 -7. على الرغم من أن العديد من هذه الحواجز قد تم استكشافها على نطاق واسع، والتدخلات العلاجية التي تهدف لمنع CNS انحطاط محور عصبي، وتعزيز تجدد المحاور قوي، واستعادة connectively وظيفية، تظل محدودة. محاور مرة واحدة وفصلها عن سوما على الخضوع لعملية النمطية للانحطاط المعروفة باسم ولري انحطاط التي تتميز تورم محور عصبي، وتشكيل كروي والتفتت في نهاية المطاف (استعراضها في 8). فيالنقيض من ذلك، الجدعة الداني أن يبقى في الاستمرارية مع سوما من محور عصبي محيطي مقطوع، يشكل تورم في نهايته، يموت العودة إلى أقرب عقدة رانفييه، ومن ثم يمكن بدء تشكيل مخروط النمو، وهو شرط أساسي حيوي ضروري لتجدد المحاور لاحق 9-11. في المقابل، فإن النهايات محور عصبي القريبة من العديد من المحاور المركزية تشكل &quot;endbulbs&quot; سمة أو المصابيح التراجع، تفشل في تشكيل مخاريط النمو، وبدلا من التراجع بعيدا عن موقع الإصابة حيث تبقى لأشهر بعد الإصابة 12-15. بالإضافة إلى إصابة محور عصبي الأولية، قد تحدث إضافية محور عصبي الضرر / الخسارة أيضا إلى المحاور التي نجت إلى حد كبير من الإصابة الأولية. ويشار إلى هذا تأخر فقدان محور عصبي من المحاور يدخر في البداية إلى انحطاط محور عصبي الثانوي. هذا الرد المتأصلة من المحاور CNS إلى إصابة يجعل تجدد المحاور وظيفية هدفا أكثر صعوبة لتحقيق في الدماغ والحبل الشوكي. وعلى الرغم من هكتارllmarks الإصابة محور عصبي (على سبيل المثال، وتشكيل كروي، والمصابيح تراجع) اتسمت جيدا من الأنسجة بعد الوفاة ونماذج تجريبية من انحطاط محور عصبي، وقد تم تقييد توضيح الآليات الجزيئية الكامنة وراء هذه العمليات الديناميكية. تعتمد معظم هذه الدراسات على الملاحظات نقطة النهاية الثابتة التي فشلت بطبيعتها لالتقاط الردود محور عصبي الفردية مع مرور الوقت. على الرغم من تطبيقها خارجيا كانت استشفاف محور عصبي مفيد لتوضيح الردود محواري من أقسام ثابتة وخلال التصوير الحي، وتوافر علامات محور عصبي المشفرة وراثيا قد تحسنت كثيرا قدرتنا على تصور محاور في الوقت الحقيقي باستخدام المجهر مضان. في الواقع، قدمت تقريرا المنوي من Kerschensteiner وزملاؤه أول دليل مباشر على انحطاط محور عصبي والتجديد في الجسم الحي باستخدام Thy1 -GFP-S الفئران التي تكود البروتين الفلوري الأخضر في مجموعات فرعية من الخلايا العصبية التي ترسل توقعاتهم في الأعمدة الظهرية من العمود الفقريالحبل 16. تصوير حي النهج باستخدام اثنين من الفوتون المجهري المسح الضوئي ليزر (TPLSM) ويستمر الجيني وضع العلامات بروتين فلوري الخلايا التي تهم تقديم أدلة مباشرة والبصيرة الميكانيكية في العديد من العمليات الحيوية المختلفة مثل التنكس محور عصبي، كاليفورنيا 2+ الإشارات، تجدد المحاور، نجمية علم وظائف الأعضاء، علم وظائف الأعضاء دبقية، واستجابة لإصابات 17-25. وعلى النقيض من محاور عصبية، لا يعرف إلا القليل جدا من الردود المايلين الاصابة في الوقت الحقيقي. المايلين هو مكون أساسي من مكونات المادة البيضاء المنتجة والتي تحتفظ بها قليلة التغصن في خلايا الجهاز العصبي المركزي والجهاز العصبي المحيطي شوان في. المايلين يعزل 99٪ من سطح محاور وبذلك يوفر عالية المقاومة ومنخفضة السعة أغطية واقية التي تدعم نشر دفعة قفزي السريع والفعال، استعرض مؤخرا من قبل Buttermore وآخرون. 26. للقبض على الاستجابة الديناميكية المايلين إلى إصابة نستخدم solvatochromic، محبة للدهونصبغة الفلورسنت النيل الأحمر 27. خصائص solvatochromic هذا وصمة عار الحيوية تسمح التحولات الطيفية من الطيف الانبعاثات التي تعتمد على البيئة الفيزيائية والكيميائية 28،29. هذه الخصائص هي مفيدة لاكتساب نظرة ثاقبة آليات الإصابة axomyelinic ويمكن تصور استخدام dichroics اختيار مناسب والمرشحات الانبعاثات أو حلها باستخدام المجهر الطيفي 27. على سبيل المثال، النيل الأحمر طيف الانبعاث هو الأزرق تحول في بيئات غنية بالدهون أقل القطبية مثل تلك الموجودة في الخلايا الشحمية وطبيعية CNS المايلين (الانبعاثات ذروة ~ 580-590 نانومتر) 27. في المقابل، قمم طيف الانبعاث هذه الصبغة الحيوية في في ~ 625 نانومتر في endbulbs كما شكلت محاور تخضع السقم محور عصبي 27. على الرغم من أن الآليات الدقيقة الكامنة وراء هذه التحولات الطيفية تحديدا في endbulbs مقابل المايلين طبيعيا لا تزال غير واضحة، قد مثل هذه التغييرات الطيفية تكشف عن التعديلات الأساسية في تراكم البروتين أو الفوضى مما أدى إلىتعرض مواقع الربط مسعور 27. بينما التصوير في الجسم الحي هو المقياس النهائي لمراقبة الحبل الشوكي ديناميات إصابة محور عصبي في بيئتهم المحلية، فمن الصعب فنيا ويتطلب خبرة جراحية كبيرة، وغالبا ما يكرر عملية جراحية لفضح العمود الظهري التي قد يعرض القطع الأثرية التجريبية (على سبيل المثال، والتهاب وندبة التأسيس). وبالإضافة إلى ذلك، في كثير من الأحيان هناك حاجة إلى معدات مكلفة للسماح للتعليق وتحديد المواقع حيوان سليمة تحت المجهر عدسة موضوعية. تحتاج الحيوانات التي يتعين رصدها بعناية وكذلك لضمان أنها لا تزال دافئة، لضمان تجديد السوائل، وضمان عدم وجود علامات نقص الأكسجين بسبب جلسات التصوير تخدير لفترة طويلة. وهذا الأخير هو في غاية الأهمية كما المحاور والمايلين تتطلب تماما نضح المستمر ومستويات الأكسجين الكافية لتبقى قابلة للحياة. ومع ذلك، وهذا هو في كثير من الأحيان لم يبلغ عنها أو رصدها في معظم الدراسات المجراة لالتاريخ. وبالإضافة إلى ذلك، والتحف الحركة نظرا لمعدل ضربات القلب والتنفس (الأيزوفلورين تخدير الماوس الكبار: ~ 300-450 نبضة في الدقيقة (BPM) هو الأمثل للحفاظ على 97-98٪ تشبع الأكسجين (المعدل الطبيعي ~ 632 BPM) و ~ 55-65 الأنفاس لكل دقيقة (المعدل الطبيعي هو ~ 163 نفسا في الدقيقة)، على التوالي)) 30 واجهتها خلال المجراة الشوكي جعل التصوير الحبل التفريق الردود إصابة محور عصبي الابتدائية والثانوية باستخدام عالية الدقة مضان المجهر تحدي حتى أسرع المسح الضوئي الليزر هي حتما تخضع لهذه الحركة التحف. التقدم في فائق السرعة الماسحات الضوئية الرنانة جنبا إلى جنب مع جامدة الفقري نافذة زرع مؤطرة قد يسمح التصوير من الحبل الشوكي الفئران في الحيوانات المستيقظة، ولكن مرات أسرع المسح الضوئي حتما يقلل من إشارة إلى نسبة الضوضاء جودة الصورة المهينة. المزيد من التحسينات في تقنيات التصوير الحبل الشوكي تستخدم حاليا لتصوير الدماغ قد التغلب على كثير من هذه العقبات وتحد يفند المحتملة التي أدخلتها ماننضح الأنسجة dequate، على سبيل المثال، 31-33. وقد تم تحديد معظم ما هو معروف عن البيض علم وظائف الأعضاء وآليات الإصابة المادة البيضاء مسألة استخدام في المختبر أو خارج الحي الاستعدادات من المادة البيضاء من العصب البصري، الأعصاب الطرفية، وشرائح من الحبل الشوكي المادة البيضاء 34-41. استمرت هذه التحضيرات لدفع معرفتنا آليات إصابة المادة البيضاء، التي تسمح تسيطر التغيرات في العوامل البيئية، وتطبيق رقابة من الأدوية والكواشف، وتقييمات الوظيفية باستخدام الكهربية، والملاحظات مضان المجهر مباشرة من المحاور والميلين في الأنسجة الحية. ومع ذلك، وبعض الأساليب السابقة لمراقبة محاور عصبية من الحبل الشوكي شرائط العمود الظهري البطني أو شرائط المادة البيضاء حتما تجرح محاور السطح خلال مرحلة إزالة التي قد تؤثر على استجابة من المحاور تعارض بشكل وثيق. للاستفادة من التلاعب التجريبية أعلاه وتجنب الأضرار التي لحقت هاءالألياف راي قيد التحقيق، ونحن نستخدم نموذج الحبل الشوكي العنقي خارج الحي كما أنه يمنع الاتصال المباشر من الجانب الظهري للحبل. وهكذا، فإن بنية الأم الحنون والمجاورة محاور العمود الظهري سطحية لا تزال قابلة للحياة ورابط الجأش أثناء العزلة. نحن هنا وصف نهج بسيط نسبيا التي تسمح التصور المباشر لmyelinated محاور عصبية مركزية كما أنها تستجيب بشكل ديناميكي لإصابة تنسيق في الوقت الحقيقي يصل إلى 8 - 10+ ساعة بعد الإصابة. إصابة الحبل الشوكي (LiSCI) نموذج الليزر التي يسببها يسمح التفريق بين آليات إصابة محور عصبي الابتدائية والثانوية والآفة الأولية (الموقع الاجتثاث) ما زال مقيدا مكانيا مع مرور الوقت. غرفة التصوير حمام مفتوح يمكن الوصول إلى التدخل العلاجي، والتسليم الكاشف، والتلاعب البيئية. وكلاء واقية axomyelinic المفترضة يمكن تقييم بسرعة في الوقت الحقيقي من خلال الملاحظات المباشرة مقابل تجارب طويلة ومكلفة تنطوي عملية النسيججي، باجتزاء، المناعية، والتقاط الصور، والتحليل، وبالتالي تقدم نموذجا بديل مفيد لتقييم الردود الحادة والتلاعب وقائية قبل اختبار وكلاء التجريبية في الحيوانات الحية.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="968">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Material/ Equipment</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:113px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:341px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Large bath chamber with slice supports</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>RC-27L</td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Standard Slice Supports</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>SS-3</td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plastic Slice hold-down for RC-27L and RC-29 chambers</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>SHD-27LP/10</td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Suction Tube, Series 20 Classic Design, left handed</td>
			<td style="width:139px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:113px;">ST-1L</td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Solution In-line heater/cooler</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>SC-20</td>
			<td>To regulate perfusate temperature during imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Bipolar temperature controller</td>
			<td style="width:139px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:113px;">CL-100</td>
			<td>To regulate perfusate temperature during imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Liquid Cooling System</td>
			<td style="width:139px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:113px;">LCS-1</td>
			<td>To regulate perfusate temperature during imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Cable assembly for heater controllers</td>
			<td style="width:139px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:113px;">CC-28</td>
			<td>To regulate perfusate temperature during imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Replacement bead thermisitor for CC-28 cable</td>
			<td style="width:139px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:113px;">TS-70B</td>
			<td>To regulate perfusate temperature during imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Magnetic holder with suction tubing</td>
			<td style="width:139px;">Bioscience Tools</td>
			<td style="width:113px;">MTH-S</td>
			<td>To hold the stainless steel vacuum suction tubing&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Adjustable holder</td>
			<td style="width:139px;">Bioscience Tools</td>
			<td style="width:113px;">MTH</td>
			<td>To hold the temperature probe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">clear silicone sealant</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">superglue</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">thin plexiglass strips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">nile red</td>
			<td style="width:139px;">Life Technologies</td>
			<td>N-1142</td>
			<td>For labeling myelin</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an ex vivo laser-induced spinal cord injury model to assess mechanisms of axonal degeneration in real-time

فشلت محاور CNS المصابين إلى تجديد وغالبا ما تتراجع بعيدا عن موقع الإصابة. محاور تنج من الإصابة الأولية قد يخضع لاحقا انحطاط محواري الثانوي. عدم تشكيل مخروط النمو، والتجديد، وفقدان التوقعات محور عصبي مياليني إضافية داخل الحبل الشوكي يحد بشكل كبير الانتعاش العصبية التالية الإصابة. لتقييم مدى أهمية myelinated محاور عصبية من الحبل الشوكي تستجيب للإصابة، وضعنا على فيفو السابقين الذين يعيشون نموذج الحبل الشوكي باستخدام الفئران المعدلة وراثيا التي تعبر عن البروتين أصفر فلوري في المحاور والوصل واستنساخه للغاية إصابات الحبل الشوكي التي يسببها الليزر لتوثيق مصير محاور والمايلين (محبة للدهون صبغة الفلورسنت النيل الأحمر) مع مرور الوقت باستخدام اثنين من الفوتون الإثارة الوقت الفاصل بين المجهري. العمليات الديناميكية مثل الإصابة الحادة محور عصبي، تراجع محور عصبي، وانحطاط المايلين هي أفضل درس في الوقت الحقيقي. ومع ذلك، فإن الطبيعة غير المحورية لإصابات القائم على كدمة والتحف واجهت الحركةخلال المجراة الشوكي جعل التصوير الحبل التفريق الردود إصابة محور عصبي الابتدائية والثانوية باستخدام عالية الدقة المجهر تحديا. وفيفو السابقين نموذج الحبل الشوكي هو موضح هنا يحاكي جوانب عديدة من كدمة / التي يسببها ضغط الأمراض محور عصبي ذات الصلة سريريا بما في ذلك تورم محور عصبي، وتشكيل كروي، transection محور عصبي، وشبه محواري تورم تقديم نموذجا مفيدا لدراسة هذه العمليات الدينامية في الوقت الحقيقي. المزايا الرئيسية لهذا النموذج هي قرار الزماني المكاني الممتاز الذي يسمح التمايز بين إهانة الأولية أن يجرح مباشرة محاور وآليات الإصابة الثانوية؛ ضخ تسيطر عليها من الكواشف مباشرة إلى الاستحمام سائل الإرواء الحبل. التعديلات دقيقة من الوسط البيئي (على سبيل المثال، والكالسيوم، أيونات الصوديوم، والمساهمين المعروف أن الإصابة محور عصبي، ولكن بالقرب من المستحيل التلاعب في الجسم الحي)؛ ونماذج الفئران كما تقدم ميزة لأنها توفر فرصة لتصور والتلاعب السكان الخلية التي تم تحديدها وراثيا والهياكل التحت خلوية. هنا، نحن تصف كيفية عزل وصورة الحبل الشوكي الحية من الفئران لالتقاط ديناميات إصابة محور عصبي حاد.

تفاصيل مختبر المناسب اقامة اللازمة لعزل، والحفاظ على قدرتها على البقاء، وصورة يظهر الحبل الشوكي خارج الحي في الشكل 1. ويحتاج المجهر لتكون مجهزة ليزر الفيمتو ثانية الانضباطي نابض، dicroics الاقتضاء والمرشحات الانبعاثات، والإمداد غمس عدسة موضوعية مع فتحة ع...

Watch this Scientific Journal Video about An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time at JoVE.com

An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

We present a protocol utilizing two-photon excitation time-lapse microscopy to simultaneously visualize the dynamics of axon and myelin injuries in real time. This proposed protocol permits studies of both intrinsic and extrinsic factors which can influence central myelinated axon fate after injury and contribute to permanent clinical disability.

ل<em&gt; فيفو السابقين</em&gt; يسببها الليزر اصابات الحبل الشوكي نموذج لتقييم آليات محور عصبي تنكس في الوقت الحقيقي

Injured CNS axons fail to regenerate and often retract away from the injury site. Axons spared from the initial injury may later undergo secondary axonal ...

an-ex-vivo-laser-induced-spinal-cord-injury-model-to-assess

Research

JoVE Journal

Neuroscience

An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

10.8K Views.  University of Louisville. We present a protocol utilizing two-photon excitation time-lapse microscopy to simultaneously visualize the dynamics of axon and myelin injuries in real time. This proposed protocol permits studies of both intrinsic and extrinsic factors which can influence central myelinated axon fate after injury and contribute to permanent clinical disability. 

Video: An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and mortality. Based on the nature of primary injury following TBI, complex and heterogeneous secondary consequences result, which are followed by regenerative processes 1,2. Primary injury can be induced by a direct contusion to the brain from skull fracture or from shearing and stretching of tissue causing displacement of brain due to movement 3,4. The resulting hematomas and lacerations cause a vascular response 3,5, and the morphological and functional damage of the white matter leads to diffuse axonal injury 6-8. Additional secondary changes commonly seen in the brain are edema and increased intracranial pressure 9. Following TBI there are microscopic alterations in biochemical and physiological pathways involving the release of excitotoxic neurotransmitters, immune mediators and oxygen radicals 10-12, which ultimately result in long-term neurological disabilities 13,14. Thus choosing appropriate animal models of TBI that present similar cellular and molecular events in human and rodent TBI is critical for studying the mechanisms underlying injury and repair.
Various experimental models of TBI have been developed to reproduce aspects of TBI observed in humans, among them three specific models are widely adapted for rodents: fluid percussion, cortical impact and weight drop/impact acceleration 1. The fluid percussion device produces an injury through a craniectomy by applying a brief fluid pressure pulse on to the intact dura. The pulse is created by a pendulum striking the piston of a reservoir of fluid. The percussion produces brief displacement and deformation of neural tissue 1,15. Conversely, cortical impact injury delivers mechanical energy to the intact dura via a rigid impactor under pneumatic pressure 16,17. The weight drop/impact model is characterized by the fall of a rod with a specific mass on the closed skull 18. Among the TBI models, LFP is the most established and commonly used model to evaluate mixed focal and diffuse brain injury 19. It is reproducible and is standardized to allow for the manipulation of injury parameters. LFP recapitulates injuries observed in humans, thus rendering it clinically relevant, and allows for exploration of novel therapeutics for clinical translation 20.
We describe the detailed protocol to perform LFP procedure in mice. The injury inflicted is mild to moderate, with brain regions such as cortex, hippocampus and corpus callosum being most vulnerable. Hippocampal and motor learning tasks are explored following LFP.

Lateral fluid percussion (LFP), an established model of traumatic brain injury in mice, is demonstrated. LFP fulfills three major criteria for animal models: validity, reliability and clinical relevance. The procedure, consisting of surgical craniotomy, fixation of hub followed by induction of injury, resulting in focal and diffuse injuries, is described.

الوحشي قرع السائل : نموذج لإصابات في الدماغ لدى الفئران

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and ...

DiI-Labeling of DRG Neurons to Study Axonal Branching in a Whole Mount Preparation of Mouse Embryonic Spinal Cord

Here we present a technique to label the trajectories of small groups of DRG neurons into the embryonic spinal cord by diffusive staining using the lipophilic tracer 1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'-tetramethylindocarbocyanine perchlorate (DiI)1. The comparison of axonal pathways of wild-type with those of mouse lines in which genes are mutated allows testing for a functional role of candidate proteins in the control of axonal branching which is an essential mechanism in the wiring of the nervous system. Axonal branching enables an individual neuron to connect with multiple targets, thereby providing the physical basis for the parallel processing of information. Ramifications at intermediate target regions of axonal growth may be distinguished from terminal arborization. Furthermore, different modes of axonal branch formation may be classified depending on whether branching results from the activities of the growth cone (splitting or delayed branching) or from the budding of collaterals from the axon shaft in a process called interstitial branching2 (Fig. 1).
The central projections of neurons from the DRG offer a useful experimental system to study both types of axonal branching: when their afferent axons reach the dorsal root entry zone (DREZ) of the spinal cord between embryonic days 10 to 13 (E10 - E13) they display a stereotyped pattern of T- or Y-shaped bifurcation. The two resulting daughter axons then proceed in rostral or caudal directions, respectively, at the dorsolateral margin of the cord and only after a waiting period collaterals sprout from these stem axons to penetrate the gray matter (interstitial branching) and project to relay neurons in specific laminae of the spinal cord where they further arborize (terminal branching)3. DiI tracings have revealed growth cones at the dorsal root entry zone of the spinal cord that appeared to be in the process of splitting suggesting that bifurcation is caused by splitting of the growth cone itself4 (Fig. 2), however, other options have been discussed as well5.
This video demonstrates first how to dissect the spinal cord of E12.5 mice leaving the DRG attached. Following fixation of the specimen tiny amounts of DiI are applied to DRG using glass needles pulled from capillary tubes. After an incubation step, the labeled spinal cord is mounted as an inverted open-book preparation to analyze individual axons using fluorescence microscopy.

The stereotyped projections of sensory afferents into the rodent spinal cord offer an easily accessible experimental system to study axonal branching through the tracing of single axons.

الجاذبة - DRG وصفها من الخلايا العصبية لدراسة المحاور المتفرعة في إعداد جبل الجامعة الحبل الشوكي الفأر الجنينية

Here we  present a technique to label the trajectories of small groups of DRG neurons  into the embryonic spinal cord by diffusive staining using the ...

Real-time Imaging of Axonal Transport of Quantum Dot-labeled BDNF in Primary Neurons

BDNF plays an important role in several facets of neuronal survival, differentiation, and function. Structural and functional deficits in axons are increasingly viewed as an early feature of neurodegenerative diseases, including Alzheimer&#8217;s disease (AD) and Huntington&#8217;s disease (HD). As yet unclear is the mechanism(s) by which axonal injury is induced. We reported the development of a novel technique to produce biologically active, monobiotinylated BDNF (mBtBDNF) that can be used to trace axonal transport of BDNF. Quantum dot-labeled BDNF (QD-BDNF) was produced by conjugating quantum dot 655 to mBtBDNF. A microfluidic device was used to isolate axons from neuron cell bodies. Addition of QD-BDNF to the axonal compartment allowed live imaging of BDNF transport in axons. We demonstrated that QD-BDNF moved essentially exclusively retrogradely, with very few pauses, at a moving velocity of around 1.06 &#956;m/sec. This system can be used to investigate mechanisms of disrupted axonal function in AD or HD, as well as other degenerative disorders.

Axonal transport of BDNF, a neurotrophic factor, is critical for the survival and function of several neuronal populations. Some degenerative disorders are marked by disruption of axonal structure and function. We demonstrated the techniques used to examine live trafficking of QD-BDNF in microfluidic chambers using primary neurons.

التصوير في الوقت الحقيقي من محور عصبي نقل الكم دوت المسمى عامل التغذية العصبية في الخلايا العصبية الابتدائية

BDNF plays an important role in several facets of neuronal survival, differentiation, and function. Structural and functional deficits in axons are ...

M&#252;ller Glia Cell Activation in a Laser-induced Retinal Degeneration and Regeneration Model in Zebrafish

A fascinating difference between teleost and mammals is the lifelong potential of the teleost retina for retinal neurogenesis and regeneration after severe damage. Investigating the regeneration pathways in zebrafish might bring new insights to develop innovative strategies for the treatment of retinal degenerative diseases in mammals. Herein, we focused on the induction of a focal lesion to the outer retina in adult zebrafish by means of a 532 nm diode laser. A localized injury allows investigating biological processes that take place during retinal degeneration and regeneration directly at the area of damage. Using non-invasive optical coherence tomography (OCT), we were able to define the location of the damaged area and monitor subsequent regeneration in vivo. Indeed, OCT imaging produces high-resolution, cross-sectional images of the zebrafish retina, providing information which was previously only available with histological analyses. In order to confirm the data from real-time OCT, histological sections were performed and regenerative response after the induction of the retinal injury was investigated by immunohistochemistry.

M&amp;#252;ller Glia Cell Activation in a Laser-induced Retinal Degeneration and Regeneration Model in Zebrafish

The zebrafish is a popular animal model to study mechanisms of retinal degeneration/regeneration in vertebrates. This protocol describes a method to induce localized injury disrupting the outer retina with minimal damage to the inner retina. Subsequently, we monitor in vivo the retinal morphology and the M&#252;ller glia response throughout retinal regeneration.

إطلاق مولر خلية التنشيط في تنكس الشبكية المستحثة بالليزر ونموذج التجديد في الزرد

A fascinating difference between teleost and mammals is the lifelong potential of the teleost retina for retinal neurogenesis and regeneration after ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

التصوير النشاط العصبي في القشرة الأولية Somatosensory باستخدام Thy1-GCaMP6s الفئران المحورة وراثيا

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

An In Vivo Duo-color Method for Imaging Vascular Dynamics Following Contusive Spinal Cord Injury

Spinal cord injury (SCI) causes significant vascular disruption at the site of injury. Vascular pathology occurs immediately after SCI and continues throughout the acute injury phase. In fact, endothelial cells appear to be the first to die after a contusive SCI. The early vascular events, including increased permeability of the blood-spinal cord barrier (BSCB), induce vasogenic edema and contribute to detrimental secondary injury events caused by complex injury mechanisms. Targeting the vascular disruption, therefore, could be a key strategy to reduce secondary injury cascades that contribute to histological and functional impairments after SCI. Previous studies were mostly performed on postmortem samples and were unable to capture the dynamic changes of the vascular network. In this study, we have developed an in vivo duo-color two-photon imaging method to monitor acute vascular dynamic changes following contusive SCI. This approach allows detecting blood flow, vessel diameter, and other vascular pathologies at various sites of the same rat pre- and post-injury. Overall, this method provides an excellent venue for investigating vascular dynamics.

An In Vivo Duo-color Method for Imaging Vascular Dynamics Following Contusive Spinal Cord Injury

We introduce an in vivo imaging method using two different fluorescent dyes to track dynamic spinal vascular changes following a contusive spinal cord injury in adult Sprague-Dawley rats.

فيفو في الأسلوب الثنائي-اللون لتصوير الأوعية الدموية ديناميات بعد إصابة الحبل الشوكي كونتوسيفي

Spinal cord injury (SCI) causes significant vascular disruption at the site of injury. Vascular pathology occurs immediately after SCI and continues ...

A Neurosphere Assay to Evaluate Endogenous Neural Stem Cell Activation in a Mouse Model of Minimal Spinal Cord Injury

Neural stem cells (NSCs) in the adult mammalian spinal cord are a relatively mitotically quiescent population of periventricular cells that can be studied in vitro using the neurosphere assay. This colony-forming assay is a powerful tool to study the response of NSCs to exogenous factors in a dish; however, this can also be used to study the effect of in vivo manipulations with the proper understanding of the strengths and limitations of the assay. One manipulation of the clinical interest is the effect of injury on endogenous NSC activation. Current models of spinal cord injury provide a challenge to study this as the severity of common contusion, compression, and transection models cause the destruction of the NSC niche at the site of the injury where the stem cells reside. Here, we describe a minimal injury model that causes localized damage at the superficial dorsolateral surface of the lower thoracic level (T7/8) of the adult mouse spinal cord. This injury model spares the central canal at the level of injury and permits analysis of the NSCs that reside at the level of the lesion at various time points following injury. Here, we show how the neurosphere assay can be utilized to study the activation of the two distinct, lineally-related, populations of NSCs that reside in the spinal cord periventricular region - primitive and definitive NSCs (pNSCs and dNSCs, respectively). We demonstrate how to isolate and culture these NSCs from the periventricular region at the level of injury and the white matter injury site. Our post-surgical spinal cord dissections show increased numbers of pNSC and dNSC-derived neurospheres from the periventricular region of injured cords compared to controls, speaking to their activation via injury. Furthermore, following injury, dNSC-derived neurospheres can be isolated from the injury site &#8212; demonstrating the ability of NSCs to migrate from their periventricular niche to sites of injury.

Here, we demonstrate the performance of a minimal spinal cord injury model in an adult mouse that spares the central canal niche housing endogenous neural stem cells (NSCs). We show how the neurosphere assay can be used to quantify activation and migration of definitive and primitive NSCs following injury.

الفحص نيوروسفيري لتقييم تنشيط الخلايا الجذعية العصبية الذاتية في نموذج الفأر من إصابات النخاع الشوكي الحد الأدنى

Neural stem cells (NSCs) in the adult mammalian spinal cord are a relatively mitotically quiescent population of periventricular cells that can be studied ...

Activity-based Training on a Treadmill with Spinal Cord Injured Wistar Rats

Spinal cord injury (SCI) results in lasting deficits that include both mobility and a multitude of autonomic-related dysfunctions. Locomotor training (LT) on a treadmill is widely used as a rehabilitation tool in the SCI population with many benefits and improvements to daily life. We utilize this method of activity-based task-specific training (ABT) in rodents after SCI to both elucidate the mechanisms behind such improvements and to enhance and improve upon existing clinical rehabilitation protocols. Our current goal is to determine the mechanisms underlying ABT-induced improvements in urinary, bowel, and sexual function in SCI rats after a moderate to severe level of contusion. After securing each individual animal in a custom-made adjustable vest, they are secured to a versatile body weight support mechanism, lowered to a modified three-lane treadmill and assisted in step-training for 58 minutes, once a day for 10 weeks. This setup allows for the training of both quadrupedal and forelimb-only animals, alongside two different non-trained groups. Quadrupedal-trained animals with body weight support are aided by a technician present to assist in stepping with proper hind limb placement as necessary, while forelimb-only trained animals are raised at the caudal end to ensure no hind limb contact with the treadmill and no weight-bearing. One non-trained SCI group of animals is placed in a harness and rests next to the treadmill, while the other control SCI group remains in its home cage in the training room nearby. This paradigm allows for the training of multiple SCI animals at once, thus making it more time-efficient in addition to ensuring that our pre-clinical animal model mimics the clinical representation as close as possible, particularly with respect to the body weight support with manual assistance.

This protocol demonstrates our model of activity-based locomotor treadmill training for rats with spinal cord injury (SCI). Included is both quadrupedal and forelimb-only groups, in addition to two distinct types of non-trained control groups. Investigators are able to assess training effects on SCI rats using this protocol.

التدريب القائم على النشاط في حلقة مفرغة مع النخاع الشوكي أصيب ويستار

Spinal cord injury (SCI) results in lasting deficits that include both mobility and a multitude of autonomic-related dysfunctions. Locomotor training (LT) ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

التسليم داخل الشرايين للخلايا الجذعية العصبية إلى الدماغ الفئران والفأر: تطبيق على الإقفاري الدماغي

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

تحريض كامل من إصابة الحبل الشوكي من نوع الترانصيب في الفئران

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...