Name: repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system
Uploaded: 2017-12-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 12 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System at JoVE.com

الكتاب قد لا شكر وعرفان لجعل.

جميع إجراءات أقرها "مجلس الكلية الطبية تونغجى" في الحيوان رعاية اللجنة هواتشونغ جامعة للعلوم والتكنولوجيا (ووهان، الصين). أعدت المخطوطة وفقا سيصلون (بحوث الحيوان: الإبلاغ عن التجارب في فيفو )6من المبادئ التوجيهية.
1-تربية
<ol><li>استخدام الفئران سبراغ داولي (SD) (n = 20، 10 ذكور، يزن ز 261 إلى 291، يعني عمره الأسبوع 8، = 272.85 ±9.07 ز) من جامعة العلوم والتكنولوجيا "مركز هواتشونغ الحيوانات التجريبية" والحفاظ على الفئران وفقا للدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية التي نشرتها "لنا المعهد الوطني للصحة" (المعاهد الوطنية للصحة المنشور No.85-23، تنقيح عام 1996)</li>
	<li>منزل تحت الظروف القياسية مع حرية الوصول إلى الغذاء ومياه الشرب. الاحتفاظ بالفراش الفئران في أقفاص2 سم 530 مع حلق الخشب. بيت الفئران اثنين في كل قفص. إبقاء جميع الأقفاص مفتوحة إلى غرفة البيئة (لا الصغرى والعزل أو حبس التهوية)</li>
	<li>ضمان معالجة الموظفين المشاركين في البروتوكول التجريبي بانتظام على الفئران.</li>
	<li>الحفاظ على درجة حرارة الغرفة بين 21 درجة مئوية و 23 درجة مئوية. تعطي معدلات غذائي ملح عادي (0.3% كلوريد الصوديوم) طوال فترة الدراسة.</li>
</ol>2-الدم جمع الإجراءات
ملاحظة: يتكون نظام جمع الدم فراغ إبرة سهماً مزدوج [ز 22 (0.7 مم × 25 مم)]، حامل بلاستيك، وسلسلة من أنابيب فراغ (2 مل) مع سدادات مطاطية (الشكل 1).
<ol><li>وضع الفئران في حامل زجري بلاستيك وتغسل الذيل مع الماء الدافئ (20-30 درجة مئوية) لإزالة أي أوساخ مرئية أو البراز. بينما يشغل مساعد الذيل في وضع موسعة، يمسح الذيل مع الإيثانول 70%، وتنظيف مع الشاش لجعل هذا السياق واضحة.</li>
	<li>إدراج تلميح إبرة الفراشة ز 22 في أحد الأوردة الذيل الأفقي (حوالي 5 ملم) في وضع يمكنها من 2-3 سم تقريبا بعيداً عن غيض الذيل في زاوية من حوالي 20 درجة (الشكل 2). جمع الدم في أنبوب جمع الفراغ عن طريق إدراج نهاية إبرة الفراشة المطاط إلى أنبوب جمع الدم فراغ (الشكل 3). ملاحظة: حجم الدم جمع القصوى هو 1.2 مل7.</li>
	<li>وبعد جمع الدم، وإزالة الإبرة والضغط بلطف إلى موقع الثقب مع الشاش عن 15-30 ثانية لوقف تدفق الدم. ثم الإفراج عن الفئران من صاحب الزجري البلاستيك وتعود الفئران إلى قفصة.</li>
	<li>استخدام أنابيب تحتوي على يدتا تخثر لجمع بلازما الدم. برفق عكس الأنبوب عدة مرات مزيج تخثر في الدم ووضع العينات في الثلج رأسياً.</li>
	<li>الطرد المركزي أنابيب جمع عينة الدم في أجهزة الطرد مركزي مبردة في 2,000 س ز لمدة 10 دقائق لفصل البلازما أو المصل.</li>
	<li>استخراج البلازما/المصل، مع الحرص على عدم تعكير طبقات خلايا الدم الحمراء والبيضاء. جمع مصل الدم، استخدام أنابيب دون تخثر الدم. كلا النوعين من عينة يمكن استخدامها فورا، أو تخزينها في-80 درجة مئوية لمدة تصل إلى سنة واحدة. ملاحظة: يعرف أنه جمع الدم نجاح الحصول على الدم 1.2 مل كل مرة. تم تعيين وقت ثقب القصوى إلى ثلاث محاكمات، إذا كان حجم الدم الإجمالي أقل من 1.2 مل بعد الثقب الثالث، تم تعريفه كمجموعة دم فاشلة. يبدأ فترة أخذ العينات من ثقب الوريد ذيل إزالة إبرة فراشة بعد جمع الدم.</li>
	<li>
جمع الدم مرتين في غضون أسبوعين7.
	<ol>
<li>لاختبار والتحقق من جدوى هذا الأسلوب، تدريب طلاب الطب اثنين (للمبتدئين) ح 2 قبل تنفيذ هذا البروتوكول جمع الدم. استخدام الفئران العشرين وسحب الدم من الفئران 10 من الزملاء ذوي الخبرة 2 (المجموعة التجريبية) ومن الفئران 10 من طلاب الطب 2 (مجموعة المبتدئين).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. التحليل الإحصائي
<ol><li>التعبير عن البيانات كقيمة متوسط ± انحراف المعياري، وتحليل الإحصاءات الإحصائي للعلوم الاجتماعية 17. تم اختيار قيمة α 0.05، ولذلك ف < 0.05 اعتبرت يعتد به إحصائيا.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Brown, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+from+the+tail+of+a+rat.">Blood collection from the tail of a rat.</a> Lab Anim (NY). 35 (8), 24-25 (2006).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessels+of+the+rat+tail:+a+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods.">Blood vessels of the rat tail: a histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Lab Anim. 37 (2), 121-125 (2003).</li><li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> J. Vis. Exp. (99), (2015).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> WHO Guidelines on Drawing Blood: Best Practices in Phlebotomy WHO Guidelines Approved by the Guidelines Review Committee. , (2010).</li><li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+bioscience+research+reporting:+ARRIVE-ing+at+a+solution.">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Anim. 44 (4), 377-378 (2010).</li><li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J Appl Toxicol. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+for+collecting+cord+blood.">A new device for collecting cord blood.</a> Obstet Gynecol. 86 (5), 850-852 (1995).</li><li>Reynolds, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+a+new+device+for+blood+sampling+in+cats+with+a+vacuum+tube+collection+system+-+plasma+biochemistry,+haematology+and+practical+usage+assessment.">Comparison of a new device for blood sampling in cats with a vacuum tube collection system - plasma biochemistry, haematology and practical usage assessment.</a> J Feline Med Surg. 9 (5), 382-386 (2007).</li><li>Wiwanitkit, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+blood+specimens+from+plain+and+gel+vacuum+blood+collection+tubes.">Comparison of blood specimens from plain and gel vacuum blood collection tubes.</a> J Med Assoc Thai. 84 (5), 723-726 (2001).</li><li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter.">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Acad Emerg Med. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li></ol>

الكتاب لا تمت بصلة إلى الكشف عن

ويصف هذا التقرير أسلوب جمع دم سهلة لتعلم في الفئران. وأظهرت النتائج التي توصلنا إليها أن هذا الأسلوب من الممكن جمع كمية كبيرة من الدم مرارا وتكرارا من الفئران. وعلاوة على ذلك، يمكن بسهولة يتقن هذا الأسلوب مع منحنى التعلم قصيرة الأجل. هذا الإجراء يمكن أن يؤديها في الفئران غير تخديره وإلا تسبب الإجهاد الحد الأدنى للحيوانات.
ويمكن جمع الدم من الفئران في أماكن مختلفة. وعلى المنوال الذيل موقع متفوقة ل أخذ عينات الدم4. بيد أنها ليست دائماً سهلة للحصول على ما يكفي من حجم الدم من الوريد ذيل تدفق الدم رقيقة ومنخفضة من الفئران. نظام جمع الدم فراغ عادة ما تستخدم لجمع عينات الدم من المرضى في الممارسة السريرية اليومية. قد استخدمت هذا النظام جمع الدم فراغ في المرضى وأبحاث الحيوانات لوقت طويل8،،من910. يتكون هذا النظام من أنبوب جمع الدم فراغ سيليكون الأنبوب الداخلي المغلفة بالجدار والفراشة إبرة. أنها كانت تقوم على مبدأ الضغط السلبي فراغ ويسمح الرسم المستمر للدم دون التعرض لخطر لجمع الدم، مما يقلل أيضا من فرصة ل التلوث وانحلال الدم11. حجم عينة الدم في القسطرة حوالي 0.3 مل. بعد سحب الإبرة من الوريد الذيل، سوف يتدفق الدم منعت في القسطرة إلى أنبوب جمع بسبب الفراغ. هذا الأسلوب ينطبق أيضا لجمع الدم من الفئران وزنها أقل من 100 غرام باستخدام إبرة الثقب أصغر.
هذا أسلوب جمع الدم على العديد من المزايا. يؤدي هذا الإجراء سوى الحد الأدنى من الضرر للفئران وجمع الدم يمكن القيام بها دون استخدام المسكنات، وهكذا يمكن تجنب تأثير إجهاد استجابة والمسكنات في عينة الدم. ملاحظاتنا أظهرت أن الفئران كانت هادئة في حامل الزجري البلاستيك أثناء الإجراء وكانت هناك أية وفيات خلال هذه التجارب. ثانيا، وكرر جمع الدم كل واحد أو يومين من الممكن، التي تمكن المتكررة لأخذ العينات من الدم مع وحدة تخزين كافية لأغراض بحثية مختلفة. وأخيراً، هذا الأسلوب سهلة التعلم وكان بسهولة يتقن من المبتدئين وبعد فترة قصيرة (ح 2) تعلم، كما يتبين من معدلات نجاح مماثل وأوقات ثقب بين المجموعات التجريبية والمبتدئين في هذا التقرير. في تقرير سابق، أظهر لي et al. أسلوب مماثل لأخذ عينات من الدم من الوريد الذيل الأفقي من الفئران4. أسلوبنا أبسط من ذلك عنها لي et al. 4 في هذا نحن مباشرة إدراج ثقب الإبرة في الوريد الذيل وعلى الطرف الآخر من الأنبوب متصل مباشرة بالانبوب لجمع الدم، دون استخدام حقنه إضافية والشفط اليدوي للدم، ودون الحاجة إلى ' الحليب جي ' السياق لتسهيل تدفق الدم. جمع الدم مع هذا النظام المغلق يقلل من فرصة تلوث الدم. استخدام حامل الزجري البلاستيك أيضا يقلل من الإجهاد للفئران ويسهل تثبيت الذيل.
اثنين الخطوات التالية حاسمة بالنسبة لنجاح تطبيق هذا الأسلوب. 1) تمديد الذيل وتجنب حركة الذيل؛ 2) برفق ثقب في الاتجاه بزاوية مقدارها 20 درجة تجنب ثقب عن طريق الوريد، وإبقاء ثقب الإبرة في الوريد.
وفي الختام، أسلوب جمع الدم الفراغ الذي اعتمد في الفئران آمنة ومجدية وسهلة للممارسة. يتيح هذا الأسلوب المتكرر لأخذ العينات من الدم مع حجم دم كافية التي تم الحصول عليها من الفئران غير تخديره.

أخذ عينات من الدم من الفئران مطلوب لمجموعة متنوعة من الدراسات التجريبية. وتشمل تقنيات لجمع الدم من الفئران ثقب القلب والضفيرة الرجعية-المداري، حبل الوريد، الوريد الصافن، والأوعية الدموية الذيل، والشريان السباتي، الشريان الاورطي البطني، والوريد الأجوف. تتطلب معظم التقنيات (ما عدا الوريد الصافن وثقب السفينة الدم الذيل) التخدير1،2. يتم ثقب الأوردة ذيل الفئران بصورة روتينية لأخذ عينات من الدم وحقن الأوعية الدموية. بعد علاج الذيل مع الماء الدافئ، الأوعية الدموية المتوسعة جيد ومناسب للتلاعب، حتى عندما تكون الفئران تخديره من3.
وعلى الرغم من تطوير تقنيات جديدة ومحسنة للحصول على عينات الدم في الحيوانات المختبرية الصغيرة2، ليس دائماً سهلة للحصول على ما يكفي من الدم عند أخذ العينات من الحيوانات الصغيرة. والسياق ذيل الفئران موقع متفوقة ل أخذ عينات الدم4. بيد أن على المنوال الذيل رقيقة، وبالتالي من الصعب في بعض الأحيان للثقب وسوف يستغرق وقتاً طويلاً للحصول على ما يكفي من الدم بسبب تدفق الدم منخفض عن. جمع الدم عن طريق نظام أنبوب استخراج بالمحجم أسلوب نموذجي في الممارسة السريرية اليومية. هذا نظام مغلق لجمع الدم يقلل من خطر التعرض المباشر للدم، وجعلت من الأسهل لأخذ عينات متعددة من فينيبونكتوري واحد5. ويصف هذا التقرير طريقة أخذ عينات دم الوريد ذيل بسيط في الفئران تخديره من عدم استخدام نظام أنبوب الاستخراج بالمحجم. هذا الأسلوب السهل لإتقان ويمكن استخدامها للحصول على كمية كبيرة من الدم مرارا وتكرارا في الفئران.

<table><tbody><tr><td>a double-pointed needle</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>22G&amp;nbsp;</td><td>(0.7&amp;times;25mm)</td></tr><tr><td>vacuum tubes</td><td>Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China</td><td>2 ml</td><td></td></tr><tr><td>rat restraining holder&amp;nbsp;</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>250g rat hoder model</td><td></td></tr><tr><td>normal salt diet for rats</td><td></td><td></td><td>Rats received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study</td></tr><tr><td>SPSS software for statistical analysis</td><td>SPSS Inc,&amp;nbsp; Chicago; USA&amp;nbsp;</td><td>Version 17.0.&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system

ويمكن جمع الدم من الفئران في عدد من مواقع أخذ العينات. على سبيل المثال، السياق الذيل موقع متفوقة لأخذ عينات من الدم. ومع ذلك، السياق ذيل رقيقة حيث أنه من الصعب في بعض الأحيان للثقب. وبالإضافة إلى ذلك، السياق ذيل تدفق الدم منخفضة ويتطلب وقتاً طويلاً أخذ عينات للحصول على الدم كافية. ويصف هذا التقرير أسلوب أخذ عينات دم بسيطة، طريقة جمع الدم الفراغ، الذي يستخدم عادة للحصول على عينات دم من المرضى، وهنا تستخدم للفئران غير تخديره. نصيحة إبرة الفراشة ز 22 تم إدراجه في أحد شرايين الذيل الأفقي وجمعت حوالي 2-3 سم من طرف الذيل بزاوية مقدارها حوالي 20 درجة، والدم في أنبوب جمع الفراغ عن طريق إدراج نهاية إبرة الفراشة المطاط في التحالف أنابيب جمع الدم كووم. وتبين النتائج التجريبية الحالية أن معدل النجاح كان 95 في المائة في المجموعة التجريبية و 90% في مجموعة المبتدئين. أن معدل النجاح وأوقات ثقب متشابهة بين الفريقين. وكانت مدة أخذ العينات أقصر بكثير في المجموعة التجريبية مقارنة بالمجموعة المبتدئين. وفي الختام، هذا الأسلوب جمع الدم فراغ لأخذ عينات من الدم متسلسلة من هذا السياق ذيل من غير تخديره من الفئران ممكنة وسهلة لتعلم، التي قد تكون بمثابة إيجاد بديل موثوق للآخر تقليديا تستخدم تقنيات أخذ عينات الدم الفئران.

مدة أخذ العينات، وكتلة الجسم، وحجم جمع الدم بين الفريقين تم جمع الدم من الفئران 10 (5 ذكور) مرتين في غضون أسبوعين في كل مجموعة. كانت كتلة الجسم يعني في كلتا المجموعتين مماثلة (272.00 ±9.66 ز وز 273.70 ±8.87). أخذ عينات من مدة كان أقصر بكثير في المجموعة التجريبية مقارنة بالمجموعة المبتدئين (2.77 ±0.53 دقيقة مقابل ±0.83 3.28 دقيقة، ف < 0.05) (الجدول 1).
نجاح معدل وثقب مرات مجموعتين وكان معدل نجاح 95% (19/20) في المجموعة التجريبية و 90 في المائة (18/20) في مجموعة المبتدئين (p > 0.05). مرات ثقب لم تكن تختلف اختلافاً كبيرا بين المجموعتين (1.50 دقيقة ±0.61 مقابل 1.85 ±0.75 دقيقة, p > 0.05) (الجدول 2). تشير هذه النتائج إلى هذا الأسلوب من السهل على التعلم، ويمكن أن يتقن هذه التقنية بعد تدريب ح 2.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig1.jpg"> الشكل 1 : 2 مل جمع الدم فراغ أنبوب (يسار)؛ ز 22 الفراشة إبرة (في الوسط)؛ صاحب الزجري البلاستيك (يمين)- <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig2.jpg"> الشكل 2 : تم إدراج تلميح إبرة الوريد الذيل الأفقي (حوالي 5 ملم) في الموضع 2-3 سم تقريبا بعيداً عن غيض الذيل في زاوية 20 درجة تقريبية. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig3.jpg"> الشكل 3 : نجاح فينيبونكتوري. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="5">المجموعة التجريبية</td>
			<td></td>
			<td colspan="5">مجموعة المبتدئين</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>نوع الجنس</td>
			<td>وزن الجسم (ز)</td>
			<td>حجم الدم التي تم جمعها (mL)</td>
			<td>أخذ العينات المدة (دقيقة)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>نوع الجنس</td>
			<td>وزن الجسم (ز)</td>
			<td>حجم الدم التي تم جمعها (mL)</td>
			<td>أخذ العينات المدة (دقيقة)</td>
		</tr>
<tr>
<td>هاء-1-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
			<td></td>
			<td>B1-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>هاء-1-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B1-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>هاء-2-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.3</td>
			<td></td>
			<td>B2-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.73</td>
		</tr>
<tr>
<td>هاء-2-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.37</td>
			<td></td>
			<td>B2-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.47</td>
		</tr>
<tr>
<td>هاء-3-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>267</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B3-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.52</td>
		</tr>
<tr>
<td>هاء-3-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>267</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3.88</td>
			<td></td>
			<td>B3-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>هاء-4-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.41</td>
			<td></td>
			<td>B4-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.32</td>
		</tr>
<tr>
<td>هاء-4-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B4-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.62</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.61</td>
			<td></td>
			<td>B5-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.48</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B5-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.33</td>
			<td></td>
			<td>(ب) 6-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>274</td>
			<td>0.9</td>
			<td>4.87</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.03</td>
			<td></td>
			<td>B6-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>274</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.37</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7 1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.82</td>
			<td></td>
			<td>B7-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>268</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3.93</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B7-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.82</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.93</td>
			<td></td>
			<td>B8-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.07</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.05</td>
			<td></td>
			<td>ب 8-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.67</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B9-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.17</td>
			<td></td>
			<td>B9-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.57</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.82</td>
			<td></td>
			<td>B10-1</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.25</td>
			<td></td>
			<td>B10 2</td>
			<td>أنثى</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.28</td>
		</tr>
<tr>
<td>في المتوسط</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2.77</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.28</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">أون-1: الرقم التسلسلي للفئران في المجموعة التجريبية لجمع الدم الأولى.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">أون-2: الرقم التسلسلي للفئران في المجموعة التجريبية لجمع الدم الثاني.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">Bn-1: الرقم التسلسلي للفئران في مجموعة المبتدئين لجمع الدم الأولى.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">Bn-2: الرقم التسلسلي للفئران في مجموعة المبتدئين لجمع الدم الثاني.</td>
		</tr>
</tbody></table>الجدول 1: نتائج الدم التي تم جمعها في مجموعة المبتدئين ومجموعة تجريبية.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td>أوقات جمع الدم</td>
			<td>مرات ثقب متوسط</td>
			<td>ثقب مرة واحدة</td>
			<td>ثقب مرتين</td>
			<td>ثقب ثلاث مرات</td>
			<td>فشل</td>
			<td>معدل النجاح</td>
		</tr>
<tr>
<td>المجموعة التجريبية</td>
			<td>20</td>
			<td>1.50 ±0.61</td>
			<td>11</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>95 في المائة</td>
		</tr>
<tr>
<td>مجموعة المبتدئين</td>
			<td>20</td>
			<td>1.85 ±0.75</td>
			<td>7</td>
			<td>9</td>
			<td>2</td>
			<td>2</td>
			<td>90%</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">ثقب مرة واحدة: عدد من الفئران بجمع الدم ناجحة بعد الثقب الأول</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">ثقب مرتين: عدد الفئران مع جمع الدم ناجحة بعد ثقب الثانية</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">ثقب ثلاث مرات: عدد الفئران مع جمع الدم ناجحة بعد الثقب الثالث</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="5">فشل: فشل عدد من الفئران بجمع الدم بعد الثقب الثالث</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>الجدول 2: مقارنة بين أوقات ثقب ومعدلات النجاح للمجموعة التجريبية والمجموعة المبتدئين.

Watch this Scientific Journal Video about Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System at JoVE.com

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

هنا، نحن تصف طريقة أخذ عينات دم الوريد ذيل بسيط في الفئران تخديره من عدم استخدام نظام أنبوب استخراج بالمحجم. هذا الأسلوب يقلل من خطر التعرض المباشر للدم، ويبسط بأخذ عينات متعددة من فينيبونكتوري واحد.

وكرر جمع الدم من الوريد الذيل من الفئران غير تخديره مع نظام لجمع دم فراغ

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

repeated-blood-collection-from-tail-vein-non-anesthetized-rats-with

Research

JoVE Journal

Medicine

35.5K Views.  Jianghan University. هنا، نحن تصف طريقة أخذ عينات دم الوريد ذيل بسيط في الفئران تخديره من عدم استخدام نظام أنبوب استخراج بالمحجم. هذا الأسلوب يقلل من خطر التعرض المباشر للدم، ويبسط بأخذ عينات متعددة من فينيبونكتوري واحد.

Video: Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Collection Protocol for Human Pancreas

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation of pancreas recovered from cadaveric organ donors. The pancreas is divided into 3 main regions (head, body, tail) followed by serial transverse sections throughout the medial to lateral axis. Alternating sections are used for fixed paraffin and fresh frozen blocks and remnant samples are minced for snap frozen sample preparations, either with or without RNAse inhibitors, for DNA, RNA, or protein isolation. The overall goal of the pancreas dissection procedure is to sample the entire pancreas while maintaining anatomical orientation.
Endocrine cell heterogeneity in terms of islet composition, size, and numbers is reported for human islets compared to rodent islets 1. The majority of human islets from the pancreas head, body and tail regions are composed of insulin-containing &beta;-cells followed by lower proportions of glucagon-containing &alpha;-cells and somatostatin-containing &delta;-cells. Pancreatic polypeptide-containing PP cells and ghrelin-containing epsilon cells are also present but in small numbers. In contrast, the uncinate region contains islets that are primarily composed of pancreatic polypeptide-containing PP cells 2. These regional islet variations arise from developmental differences. The pancreas develops from the ventral and dorsal pancreatic buds in the foregut and after rotation of the stomach and duodenum, the ventral lobe moves and fuses with the dorsal 3. The ventral lobe forms the posterior portion of the head including the uncinate process while the dorsal lobe gives rise to the rest of the organ. Regional pancreatic variation is also reported with the tail region having higher islet density compared to other regions and the dorsal lobe-derived components undergoing selective atrophy in type 1 diabetes4,5.
Additional organs and tissues are often recovered from the organ donors and include pancreatic lymph nodes, spleen and non-pancreatic lymph nodes. These samples are recovered with similar formats as for the pancreas with the addition of isolation of cryopreserved cells. When the proximal duodenum is included with the pancreas, duodenal mucosa may be collected for paraffin and frozen blocks and minced snap frozen preparations.

This video demonstrates a dissection procedure for processing human pancreas into multiple storage formats. Anatomical orientation is maintained throughout the pancreatic regions to allow definition of regional islet composition and density.

بروتوكول لجمع البنكرياس الإنسان

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation ...

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

جمع الدم معدلة من الأوردة ذيل الفئران غير تخديره بنظام جمع الدم فراغ والنظارات المكبر

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Behavior

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

ثقب الوريد Subclavian كطريقة بديلة لجمع عينات الدم في الفئران

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

أخذ عينات الدم من الوريد الذيل الأفقي من الفئران

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

Biology

السائل الدماغي الشوكي وسحب الدم من الفئران مع تسجيل EEG المتزامن

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

تسليط الضوء على المؤلف: الحصول على عينات عالية الجودة من السائل الدماغي الشوكي والدم لاكتشاف العلامات الحيوية للصرع 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

أخذ عينات من السائل الدماغي الشوكي والدم من الوريد الذيل الجانبي في الفئران أثناء تسجيلات EEG

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neuroscience

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

أخذ عينات الدم المتكررة من الوريد تحت الترقوة للفأر الواعي

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

دراسة مقارنة لتقنيات جمع الدم في الفئران

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

تسليط الضوء على المؤلف: طرق جمع الدم المعتمدة على السياق في الفئران 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

تعديل الوريد الذيل وثقب الوريد القضيب لأخذ عينات الدم في نموذج الفئران

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

وكرر جمع الدم من الوريد الذيل من الفئران غير تخديره مع نظام لجمع دم فراغ

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

بروتوكول لجمع البنكرياس الإنسان

جمع الدم معدلة من الأوردة ذيل الفئران غير تخديره بنظام جمع الدم فراغ والنظارات المكبر

ثقب الوريد Subclavian كطريقة بديلة لجمع عينات الدم في الفئران

أخذ عينات الدم من الوريد الذيل الأفقي من الفئران

أخذ عينات من السائل الدماغي الشوكي والدم من الوريد الذيل الجانبي في الفئران أثناء تسجيلات EEG

أخذ عينات من السائل الدماغي الشوكي والدم من الوريد الذيل الجانبي في الفئران أثناء تسجيلات EEG

أخذ عينات من السائل الدماغي الشوكي والدم من الوريد الذيل الجانبي في الفئران أثناء تسجيلات EEG

أخذ عينات الدم المتكررة من الوريد تحت الترقوة للفأر الواعي

تعديل الوريد الذيل وثقب الوريد القضيب لأخذ عينات الدم في نموذج الفئران

تعديل الوريد الذيل وثقب الوريد القضيب لأخذ عينات الدم في نموذج الفئران