המחברים יש אין תודות לעשות.

כל ההליכים אושרו על ידי המועצה המכללה הרפואית טונגג'י חיה טיפול הוועדה של Huazhong האוניברסיטה למדעים וטכנולוגיה (ווהאן, סין). כתב היד הוכן לפי יגיעו (חיה מחקר: דיווח של ניסויים ב- Vivo ) הנחיות6.
1. גידול
<ol><li>השתמש חולדות ספראג-Dawley (SD) (n = 20, 10 אנשים, 8 בת שבוע, שוקל 261 ל 291 g, כלומר = 272.85 ±9.07 g) מאוניברסיטת מרכז חיות הניסוי של Huazhong של המדע והטכנולוגיה ולשמור על חולדות לפי המדריך טיפול ושימוש חיות מעבדה שפרסם את בנו המכון הלאומי לבריאות (NIH הפרסום No.85-23, תוקן 1996)</li>
	<li>בית בתנאים סטנדרטיים עם גישה חופשית מזון ומים לשתיה. לשמור על מצעים חולדות בכלובים2 ס מ 530 עם עץ-גילוח. בית שני עכברושים בכל כלוב. פקח כל הכלובים לסביבת חדר (לא מיקרו-בידוד או שכולאת מאוורר)</li>
	<li>ודא הצוות מעורב פרוטוקול נסיוני לטפל באופן קבוע את החולדות.</li>
	<li>לשמור על טמפרטורת חדר בין 21 ° C ל- 23 ° C. תן המחירים מלח דיאטה רגילה (0.3% NaCl) לאורך כל תקופת המחקר.</li>
</ol>2. הליך איסוף הדם
הערה: מערכת איסוף הדם ואקום מורכב מחט דו-ראשי [22 גרם (0.7 מ"מ x 25 מ"מ)], בעל פלסטיק, וסדרה של שפופרות ואקום (2 מ"ל) עם stoppers גומי (איור 1).
<ol><li>מניחים את החולדה בעל הרחקה פלסטיק ולשטוף את הזנב עם מים חמים (20-30 ° C) כדי להסיר את כל הלכלוך גלוי או צואה. בעוד עוזרת מחזיקה בזנב במצב מורחב, לנגב את הזנב עם 70% אתנול, ולנקות עם גזה כדי להפוך את הווריד לנקות.</li>
	<li>להוסיף 22 גרם פרפר מחט לתוך אחד העורקים הזנב לרוחב (בסביבות 5 מ מ) במיקום כ 2-3 ס מ מן קצה הזנב בזווית של 20 ° (איור 2). איסוף הדם לתוך הצינור אוסף אבק על-ידי הוספת הסוף גומי של המחט הפרפר לתוך הצינור אוסף דם ואקום (איור 3). הערה: נפח הדם אוסף המקסימלי הוא 1.2 מ ל7.</li>
	<li>לאחר איסוף דם, הסר את המחט, בעדינות אל תפעילו לחץ על החדירה עם גזה עבור 15-30 s לעצור את זרימת הדם. לאחר מכן, לשחרר את החולדה ממחזיק הרחקה פלסטיק וחוזרים העכברוש בכלוב.</li>
	<li>השתמש צינורות מכילה EDTA בתור נוגדת קרישה כדי לאסוף פלזמה דם. בעדינות היפוך ברכבת התחתית מספר פעמים כדי לערבב קרישה בדם ומניחים את הדגימות על הקרח אנכית.</li>
	<li>Centrifuge את צינורות אוסף דגימת דם צנטריפוגה בקירור ב g x 2,000 10 דקות להפריד בין פלזמה או סרום.</li>
	<li>תמצית הפלזמה/הסרום, דואגת שלא להפריע את השכבות תא דם אדום ולבן. כדי לאסוף דם בסרום, השתמש צינורות ללא נוגד קרישה. שני סוגי הדגימה שאפשר שימוש באופן מיידי או לאחסן ב- 80 ° C עד שנה אחת. הערה: איסוף דם מוצלח מוגדר כקבלת 1.2 מ ל דם בכל פעם. ניקוב מקסימלי פעם היה להגדיר שלושה ניסויים, אם נפח הדם הכולל היה נמוך יותר מ 1.2 לאחר הניקוב השלישי, הוא הוגדר כאוסף דם שנכשלו. משך דגימת מתחיל מ הניקוב וריד הזנב הסרת המחט פרפר לאחר איסוף דם.</li>
	<li>
לאסוף דם פעמיים בתוך שבועיים7.
	<ol>
<li>כדי לבדוק ולוודא את הכדאיות של שיטה זו, הרכבת שני סטודנטים לרפואה (למתחילים) כבר שעתיים לפני ביצוע פרוטוקול אוסף זה דם. השתמש חולדות עשרים, דם של 10 חולדות על ידי העמיתים מנוסים 2 (קבוצת הניסוי) ושל 10 חולדות על ידי 2 סטודנטים לרפואה (קבוצה למתחילים).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. ניתוח סטטיסטי
<ol><li>אקספרס נתונים כמו הערך הממוצע ± סטיית תקן ולנתח עם SPSS 17 סטטיסטיקה. ערך α של 0.05 נבחר, לכן p < 0.05 נחשב משמעותי סטטיסטית.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Brown, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+from+the+tail+of+a+rat.">Blood collection from the tail of a rat.</a> Lab Anim (NY). 35 (8), 24-25 (2006).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessels+of+the+rat+tail:+a+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods.">Blood vessels of the rat tail: a histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Lab Anim. 37 (2), 121-125 (2003).</li><li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> J. Vis. Exp. (99), (2015).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> WHO Guidelines on Drawing Blood: Best Practices in Phlebotomy WHO Guidelines Approved by the Guidelines Review Committee. , (2010).</li><li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+bioscience+research+reporting:+ARRIVE-ing+at+a+solution.">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Anim. 44 (4), 377-378 (2010).</li><li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J Appl Toxicol. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+for+collecting+cord+blood.">A new device for collecting cord blood.</a> Obstet Gynecol. 86 (5), 850-852 (1995).</li><li>Reynolds, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+a+new+device+for+blood+sampling+in+cats+with+a+vacuum+tube+collection+system+-+plasma+biochemistry,+haematology+and+practical+usage+assessment.">Comparison of a new device for blood sampling in cats with a vacuum tube collection system - plasma biochemistry, haematology and practical usage assessment.</a> J Feline Med Surg. 9 (5), 382-386 (2007).</li><li>Wiwanitkit, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+blood+specimens+from+plain+and+gel+vacuum+blood+collection+tubes.">Comparison of blood specimens from plain and gel vacuum blood collection tubes.</a> J Med Assoc Thai. 84 (5), 723-726 (2001).</li><li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter.">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Acad Emerg Med. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li></ol>

המחברים אין לחשוף

ח הנוכחי מתאר את שיטת איסוף דם קל-כדי-ללמוד אצל חולדות. התוצאות שלנו הראה כי שיטה זו אפשרית לאיסוף שוב ושוב כמויות גדולות של דם של עכברים. יתר על כן, שיטה זו יכולה להיות בקלות מומחה עם עקומת למידה לטווח קצר. הליך זה יכול להתבצע בחולדות שאינם מרדימים וגורם רק לחץ מינימלי החיות.
ניתן לאסוף דם של עכברים במקומות שונים. תקחי את הזנב הוא מיקום מעולה עבור דגימה דם4. עם זאת, זה לא תמיד קל להשיג מספיק נפח הדם של וריד הזנב זרימת דם דליל ונמוך העכברושים מערכת איסוף הדם ואקום משמש בדרך כלל לאיסוף דגימות דם מחולים יומי הקלינית. זו מערכת איסוף הדם ואקום שימש בבית חולים ובעלי מחקר במשך זמן רב8,9,10. מערכת זו מורכבת צינור אוסף דם ואקום עם מחט קיר, פרפר של הצינור הפנימי מצופה סיליקון. הוא היה מבוסס על העיקרון לחץ שלילי ואקום ומאפשר את הציור רציף של דם ללא הסיכון של איסוף הדם, אשר גם מפחית את הסיכוי לזיהום וזיהום המוליזה11. אמצעי האחסון של דגימת דם הקטטר נמצא בערך 0.3 מ. לאחר נסיגתה המחט מן הווריד של הזנב, יזרום הדם החסומים הקטטר לתוך שפופרת הואקום איסוף בשל הוואקום. שיטה זו ישימה גם עבור איסוף דם של עכברים במשקל של פחות מ- 100 גרם עם השימוש של מחט דקירה קטנה יותר.
שיטה זו של אוסף דם יש מספר יתרונות. הליך זה רק גורמת פגיעה מינימלית חולדות, איסוף דם יכול להתבצע ללא השימוש בהרדמה, ובכך ניתן למנוע את השפעת תגובת המתח ואת חומרי הרדמה על דגימת הדם. התצפיות הראו כי חולדות היו שקטים, המחזיק הרחקה פלסטיק במהלך ההליך, היו מקרי מוות לא במהלך ניסויים אלה. שנית, חזר על איסוף דם כל אחד או יומיים אפשרית, אשר מאפשר בתדירות דגימה של דם עם אמצעי אחסון נאותים למטרות מחקר שונים. לבסוף, שיטה זו קל ללמוד, היה בקלות לשלוט על ידי מתחילים אחרי תקופה קצרה (2h) למידה, כפי שמציין את שיעורי הצלחה דומים והשעות לנקב בין הקבוצות ניסיוני ואני מתחיל בדו ח זה. בדוח הקודם, הוכיח לי. et al. שיטה דומה של דגימת דם וריד הזנב לרוחב העכברוש4. השיטה שלנו היא פשוט יותר מזה שדווח על ידי Lee. et al. 4 כי אנחנו ישירות להכניס את המחט לנקב את הווריד הזנב ואת הקצה השני של הצינור מחובר ישירות אל שפופרת הואקום לאיסוף הדם, ללא השימוש מזרק נוסף ושאיפה ידנית של הדם וללא הצורך של ' חלב אינג ' הווריד כדי להקל על זרימת הדם. איסוף דם עם מערכת סגורה זו מקטינה את הסיכוי לזיהום דם. שימוש של בעל הרחקה פלסטיק גם מפחית את הלחץ חולדה ואסטמה ומקילה על הקיבעון של הזנב.
שני השלבים הבאים הם קריטיים עבור היישום המוצלח של שיטה זו. 1) להרחיב את הזנב ולהימנע התנועה של הזנב; 2) בעדינות לנקב את הווריד בזווית של ° 20 כדי למנוע חדירה דרך הווריד של ולשמור את המחט לנקב בווריד.
לסיכום, שיטת איסוף דם ואקום המאומץ בחולדות הוא בטוח, ריאלי וקל להתאמן. שיטה זו מאפשרת בתדירות דגימה של דם עם אמצעי אחסון הדם המתקבל חולדות שאינם מרדימים.

לקיחת דמים של חולדות נדרש עבור מגוון רחב של מחקרים ניסיוניים. טכניקות לאיסוף דם מהחולדה כוללות ניקוב של הלב, מקלעת רטרו-מסלולית, ומוחלף, וריד saphenous, כלי הדם הזנב, העורק הראשי, העורק הראשי, הנבוב. רוב הטכניקות (למעט וריד saphenous ואת הזנב כלי דם פנצ'רים) לדרוש הרדמה1,2. ורידים של זנב החולדה הן ניקב באופן שגרתי עבור לקיחת דמים, הזרקת הדם. לאחר טיפול הזנב עם מים חמים, כלי הדם הם מורחבים טוב ומתאים מניפולציה, אפילו כאשר הם מרדימים3.
למרות ההתפתחות של טכניקות חדשות ומשופרות להשיג דגימות דם חיות מעבדה קטנה2, זה לא תמיד קל להשיג מספיק דם בעת דגימה של חיות קטנות. וריד הזנב חולדות הוא מיקום מעולה עבור דגימה דם4. אולם, וריד הזנב הוא דק, ובכך זה לפעמים קשה לנקב, היה לוקח זמן רב להגיע מספיק דם עקב זרימת דם נמוך שלו. איסוף הדם באמצעות מערכת צינור שאיבת ואקום היא שיטה אופיינית יומי הקלינית. זו מערכת סגורה. דם איסוף מפחיתה את הסיכון בחשיפה ישירה דם והוא עשה את זה קל יותר לקחת מספר דגימות venipuncture יחידה5. ח הנוכחי מתאר את שיטת דגימה דם וריד הזנב פשוטה בחולדות שאינם מרדימים באמצעות מערכת צינור שאיבת ואקום. שיטה זו קל לשלוט והוא יכול לשמש כדי לקבל כמויות גדולות של דם שוב ושוב אצל חולדות.

<table><tbody><tr><td>a double-pointed needle</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>22G&amp;nbsp;</td><td>(0.7&amp;times;25mm)</td></tr><tr><td>vacuum tubes</td><td>Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China</td><td>2 ml</td><td></td></tr><tr><td>rat restraining holder&amp;nbsp;</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>250g rat hoder model</td><td></td></tr><tr><td>normal salt diet for rats</td><td></td><td></td><td>Rats received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study</td></tr><tr><td>SPSS software for statistical analysis</td><td>SPSS Inc,&amp;nbsp; Chicago; USA&amp;nbsp;</td><td>Version 17.0.&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system

ניתן לאסוף דם של עכברים במספר מיקומי הדגימה. למשל, וריד הזנב הוא מיקום מעולה עבור לקיחת דמים. אולם, וריד הזנב הוא דק כך שקשה לפעמים לנקב. בנוסף, וריד הזנב יש זרימת דם נמוך ודורש זמן הדגימה ארוך כדי לקבל מספיק דם. ח הנוכחי מתאר את שיטת דגימה דם פשוטה, שיטת איסוף דם ואקום, אשר משמש בדרך כלל כדי להשיג דגימות דם מחולים, משמש כאן חולדות שאינם מרדימים. קצה המחט פרפר 22 גרם הוכנס לתוך אחד העורקים הזנב לרוחב כ- 2-3 ס מ בקצה הזנב בזווית של 20°, ואת הדם נאסף בצינור אוסף אבק על-ידי הוספת הסוף גומי של המחט פרפר החיילים המשוחררים cuum דם אוסף שפופרת. תוצאות הניסוי הנוכחי הראה כי שיעור ההצלחה היה 95% בקבוצה ניסיוני ל- 90% בקבוצה למתחילים. שיעור ההצלחה לנקב פעמים היו דומים בין שתי הקבוצות. משך דגימת היה נמוך באופן משמעותי בקבוצת הניסוי בהשוואה לקבוצת למתחילים. לסיכום, דם ואקום אוסף שיטה זו עבור לקיחת דמים רציפים של וריד הזנב שאינם מרדימים עכברי - היא ריאלי, קל-אל-ללמוד, אשר יכול לשמש אלטרנטיבה אמינה השני בשימוש כמקובל טכניקות דגימה דם חולדות.

משך דגימת, מסת הגוף, ונפח הדם אוסף של שתי הקבוצות דם נאסף מתוך 10 חולדות (5 גברים) פעמיים תוך שבועיים בכל קבוצה. מסת הגוף אומר בשתי הקבוצות הייתה דומה (272.00 ±9.66 g ו g 273.70 ±8.87). משך דגימת היה נמוך באופן משמעותי בקבוצת הניסוי בהשוואה לקבוצת מתחילים (2.77 min ±0.53 לעומת 3.28 ±0.83 מין, p < 0.05) (טבלה 1).
הצלחה דרג ו לנקב פעמים של שתי הקבוצות שיעור ההצלחה היה 95% (19/20) בתוך קבוצת הניסוי ו- 90% (18/20) בקבוצה למתחילים (p > 0.05). ניקוב פעמים לא היו שונים באופן משמעותי בין שתי הקבוצות (1.50 min ±0.61 לעומת 1.85 ±0.75 מין, p > 0.05) (טבלה 2). תוצאות אלה מצביעים על שיטה זו קל ללמוד הטכניקה יכולה להיות מומחה לאחר אימון עבור 2 h.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig1.jpg"> איור 1 : 2 מ"ל דם ואקום אוסף שפופרת (משמאל); 22 גרם פרפר המחט (מרכז); בעל הרחקה פלסטיק (מימין)- <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig2.jpg"> איור 2 : קצה המחט היה מוכנס לתוך הווריד של הזנב לרוחב (בסביבות 5 מ מ) במיקום כ 2-3 ס מ מן קצה הזנב בזווית של ° 20 משוער. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig3.jpg"> איור 3 : מוצלח venipuncture. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="5">קבוצת הניסוי</td>
			<td></td>
			<td colspan="5">קבוצה למתחילים</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>מגדר</td>
			<td>משקל הגוף (g)</td>
			<td>נפח הדם שנאספו (mL)</td>
			<td>משך דגימת (שלי)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>מגדר</td>
			<td>משקל הגוף (g)</td>
			<td>נפח הדם שנאספו (mL)</td>
			<td>משך דגימת (שלי)</td>
		</tr>
<tr>
<td>E1-1</td>
			<td>זכר</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
			<td></td>
			<td>B1-1</td>
			<td>זכר</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>E1-2</td>
			<td>זכר</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B1-2</td>
			<td>זכר</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>E2-1</td>
			<td>זכר</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.3</td>
			<td></td>
			<td>B2-1</td>
			<td>זכר</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.73</td>
		</tr>
<tr>
<td>E2-2</td>
			<td>זכר</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.37</td>
			<td></td>
			<td>B2-2</td>
			<td>זכר</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.47</td>
		</tr>
<tr>
<td>E3-1</td>
			<td>זכר</td>
			<td>267</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B3-1</td>
			<td>זכר</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.52</td>
		</tr>
<tr>
<td>E3-2</td>
			<td>זכר</td>
			<td>267</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3.88</td>
			<td></td>
			<td>B3-2</td>
			<td>זכר</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E4-1</td>
			<td>זכר</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.41</td>
			<td></td>
			<td>B4-1</td>
			<td>זכר</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.32</td>
		</tr>
<tr>
<td>E4-2</td>
			<td>זכר</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B4-2</td>
			<td>זכר</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.62</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-1</td>
			<td>זכר</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.61</td>
			<td></td>
			<td>B5-1</td>
			<td>זכר</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.48</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-2</td>
			<td>זכר</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B5-2</td>
			<td>זכר</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-1</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.33</td>
			<td></td>
			<td>B6-1</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>274</td>
			<td>0.9</td>
			<td>4.87</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-2</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.03</td>
			<td></td>
			<td>B6-2</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>274</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.37</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-1</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.82</td>
			<td></td>
			<td>B7-1</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>268</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3.93</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-2</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B7-2</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.82</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-1</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.93</td>
			<td></td>
			<td>B8-1</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.07</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-2</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.05</td>
			<td></td>
			<td>B8-2</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.67</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-1</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B9-1</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-2</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.17</td>
			<td></td>
			<td>B9-2</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.57</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-1</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.82</td>
			<td></td>
			<td>B10-1</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-2</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.25</td>
			<td></td>
			<td>B10-2</td>
			<td>נקבה</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.28</td>
		</tr>
<tr>
<td>ממוצע</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2.77</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.28</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">En-1: מספר סידורי של חולדות בקבוצה ניסיוני לאיסוף הדם הראשונה.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">En-2: מספר סידורי של חולדות בקבוצה ניסיוני לאיסוף הדם השני.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">בסון-1: מספר סידורי של חולדות בקבוצה למתחילים לאיסוף הדם הראשונה.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">בסון-2: מספר סידורי של חולדות בקבוצה למתחילים עבור האוסף השני של דם.</td>
		</tr>
</tbody></table>טבלה 1: תוצאות של דם שנאסף קבוצת הניסוי וקבוצת למתחילים.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td>דם אוסף פעמים</td>
			<td>ניקוב הממוצע פעמים</td>
			<td>ניקוב בפעם אחת</td>
			<td>שתי פעמים לנקב</td>
			<td>שלוש פעמים לנקב</td>
			<td>נכשל</td>
			<td>אחוזי הצלחה</td>
		</tr>
<tr>
<td>קבוצת הניסוי</td>
			<td>20</td>
			<td>1.50 ±0.61</td>
			<td>11</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>95%</td>
		</tr>
<tr>
<td>קבוצה למתחילים</td>
			<td>20</td>
			<td>1.85 ±0.75</td>
			<td>7</td>
			<td>9</td>
			<td>2</td>
			<td>2</td>
			<td>90%</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">ניקוב הזמן אחד: מספר עכברים עם איסוף דם מוצלח לאחר הניקוב הראשון</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">ניקוב פעמיים: מספר עכברים עם איסוף דם מוצלח לאחר הניקוב השני</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">ניקוב שלוש פעמים: מספר עכברים עם איסוף דם מוצלח לאחר הניקוב השלישי</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="5">נכשל: מספר עכברים עם נכשל איסוף דם לאחר הניקוב השלישי</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>טבלה 2: השוואה של ניקוב פעמים, אחוזי ההצלחה של קבוצת הניסוי וקבוצת למתחילים.

Watch this Scientific Journal Video about Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System at JoVE.com

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

כאן, אנו מתארים שיטה פשוטה הזנב וריד דם הדגימה בחולדות שאינם מרדימים באמצעות מערכת צינור שאיבת ואקום. שיטה זו מפחיתה את הסיכון בחשיפה ישירה דם ומפשטת לקיחת דגימות מרובים venipuncture יחיד.

חזר על איסוף דם של וריד הזנב של חולדות שאינם מרדימים עם מערכת איסוף דם ואקום

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

repeated-blood-collection-from-tail-vein-non-anesthetized-rats-with

Research

JoVE Journal

Medicine

35.5K Views.  Jianghan University. כאן, אנו מתארים שיטה פשוטה הזנב וריד דם הדגימה בחולדות שאינם מרדימים באמצעות מערכת צינור שאיבת ואקום. שיטה זו מפחיתה את הסיכון בחשיפה ישירה דם ומפשטת לקיחת דגימות מרובים venipuncture יחיד.

Video: Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Collection Protocol for Human Pancreas

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation of pancreas recovered from cadaveric organ donors. The pancreas is divided into 3 main regions (head, body, tail) followed by serial transverse sections throughout the medial to lateral axis. Alternating sections are used for fixed paraffin and fresh frozen blocks and remnant samples are minced for snap frozen sample preparations, either with or without RNAse inhibitors, for DNA, RNA, or protein isolation. The overall goal of the pancreas dissection procedure is to sample the entire pancreas while maintaining anatomical orientation.
Endocrine cell heterogeneity in terms of islet composition, size, and numbers is reported for human islets compared to rodent islets 1. The majority of human islets from the pancreas head, body and tail regions are composed of insulin-containing &beta;-cells followed by lower proportions of glucagon-containing &alpha;-cells and somatostatin-containing &delta;-cells. Pancreatic polypeptide-containing PP cells and ghrelin-containing epsilon cells are also present but in small numbers. In contrast, the uncinate region contains islets that are primarily composed of pancreatic polypeptide-containing PP cells 2. These regional islet variations arise from developmental differences. The pancreas develops from the ventral and dorsal pancreatic buds in the foregut and after rotation of the stomach and duodenum, the ventral lobe moves and fuses with the dorsal 3. The ventral lobe forms the posterior portion of the head including the uncinate process while the dorsal lobe gives rise to the rest of the organ. Regional pancreatic variation is also reported with the tail region having higher islet density compared to other regions and the dorsal lobe-derived components undergoing selective atrophy in type 1 diabetes4,5.
Additional organs and tissues are often recovered from the organ donors and include pancreatic lymph nodes, spleen and non-pancreatic lymph nodes. These samples are recovered with similar formats as for the pancreas with the addition of isolation of cryopreserved cells. When the proximal duodenum is included with the pancreas, duodenal mucosa may be collected for paraffin and frozen blocks and minced snap frozen preparations.

This video demonstrates a dissection procedure for processing human pancreas into multiple storage formats. Anatomical orientation is maintained throughout the pancreatic regions to allow definition of regional islet composition and density.

אוסף פרוטוקול לבלב אנוש

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation ...

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

איסוף ששונה דם מן הוורידים הזנב של עכברים שאינם מרדימים עם מערכת איסוף הדם ואקום, זכוכית מגדלת מוכספת

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Behavior

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

בריחי וריד לנקב כאמצעי חלופי של איסוף דגימת דם בחולדות

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

דגימת דם מוריד הזנב לרוחב של העכברוש

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

Biology

נוזל מוחי ונסיגת דם מחולדות עם רישום EEG במקביל

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

מחבר זרקור: השגת CSF באיכות גבוהה ודגימות דם לגילוי סמנים ביולוגיים לאפילפסיה 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

דגימת נוזל מוחי ודם מווריד זנב לטרלי בחולדות במהלך רישומי EEG

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neuroscience

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

דגימת דם חוזרת מהווריד הסובקלבי של חולדה מודעת

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

מחקר השוואתי של טכניקות איסוף דם בחולדות

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

מחבר זרקור: שיטות איסוף דם תלויות הקשר בחולדות 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

וריד זנב שונה וניקוב ורידים פין לדגימת דם במודל החולדה

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

חזר על איסוף דם של וריד הזנב של חולדות שאינם מרדימים עם מערכת איסוף דם ואקום

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

אוסף פרוטוקול לבלב אנוש

איסוף ששונה דם מן הוורידים הזנב של עכברים שאינם מרדימים עם מערכת איסוף הדם ואקום, זכוכית מגדלת מוכספת

בריחי וריד לנקב כאמצעי חלופי של איסוף דגימת דם בחולדות

דגימת דם מוריד הזנב לרוחב של העכברוש

דגימת נוזל מוחי ודם מווריד זנב לטרלי בחולדות במהלך רישומי EEG

דגימת נוזל מוחי ודם מווריד זנב לטרלי בחולדות במהלך רישומי EEG

דגימת נוזל מוחי ודם מווריד זנב לטרלי בחולדות במהלך רישומי EEG

דגימת דם חוזרת מהווריד הסובקלבי של חולדה מודעת

וריד זנב שונה וניקוב ורידים פין לדגימת דם במודל החולדה

וריד זנב שונה וניקוב ורידים פין לדגימת דם במודל החולדה