Name: repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system
Uploaded: 2017-12-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 12 s
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Die Autoren haben keine Bestätigungen zu machen.

Alle Verfahren wurden von der Tongji Medical College Council auf Animal Care Ausschuss der Huazhong University of Science und Technology (Wuhan, China) genehmigt. Das Manuskript wurde nach Ankunft vorbereitet (Animal Research: Meldung von In Vivo Experimente) Richtlinien6.
1. Tierhaltung
<ol><li>Verwenden Sie Sprague-Dawley (SD) Ratten (n = 20, 10 Männer, 8 Wochen alte, 261, 291 g wiegen meine = 272.85 ±9.07 g) aus der experimentellen Tiere Mitte der Huazhong University of Science and Technology und pflegen Ratten gemäß dem Leitfaden für die Pflege und Nutzung der Versuchstiere, die von der US National Institute of Health (NIH Publikation Nr. 85-23, revidiert 1996) veröffentlicht</li>
	<li>Haus unter Standardbedingungen mit freiem Zugang zu Nahrungsmitteln und Trinkwasser. Halten Sie Ratten in 530 cm2 Käfige mit Holz-Rasur Bettwäsche. Haus zwei Ratten in jedem Käfig. Halten Sie alle Käfige für die Raumumgebung (keine Mikro-Isolierung oder belüfteten Käfighaltung) offen</li>
	<li>Stellen Sie sicher, im experimentellen Protokoll beteiligten Mitarbeiter regelmäßig die Ratten behandeln.</li>
	<li>Pflegen Sie Raumtemperatur zwischen 21 ° C und 23 ° C. Preise einer normalen salzarme Kost zu geben (0,3 % NaCl) während der gesamten Studie.</li>
</ol>2. Blut Inkasso
Hinweis: Das Sammelsystem für Vakuum Blut besteht aus einer Doppel-spitzen Nadel [22 G (0,7 mm x 25 mm)], ein Kunststoff-Halter und einer Reihe von Vakuum-Röhren (2 mL) mit Gummistopfen (Abbildung 1).
<ol><li>Legen Sie die Ratte in eine zurückhaltende Plastikhalter und waschen Sie die Rute mit Warmwasser (20-30 ° C), sichtbaren Schmutz oder Kot zu entfernen. Während ein Assistent die Rute in einer ausgefahrenen Position hält, wischen Sie die Rute mit 70 % Ethanol, und reinigen Sie mit Gaze, die Vene klar zu machen.</li>
	<li>Legen Sie die Nadelspitze 22 G Schmetterling in einer der seitlichen Schweif Venen (ca. 5 mm) an einer Stelle etwa 2-3 cm entfernt von der Schwanzspitze im Winkel von ca. 20° (Abbildung 2). Sammeln von Blut in das Vakuum Sammelröhrchen durch Einfügen der Kautschuk Ende der Schmetterling Nadel in das Vakuum Blutsammelröhrchen (Abbildung 3). Hinweis: Die maximale Sammlung Blutvolumen ist 1,2 mL-7.</li>
	<li>Nach der Blutentnahme die Nadel entfernen und vorsichtig Druck auf die Punktionsstelle mit Gaze für 15-30 s, um den Blutfluss zu stoppen. Dann lassen Sie die Ratte aus dem Kunststoff zurückhaltende Halter und zurückkehren Sie die Ratte zu seinen Käfig.</li>
	<li>Verwenden Sie Rohre, die EDTA als ein Antigerinnungsmittel enthalten, Blutplasma zu sammeln. Invertieren Sie das Rohr sanft mehrmals zu mischen Antikoagulans im Blut und die Proben auf Eis vertikal.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie Probe Blutentnahmeröhrchen in einer gekühlten Zentrifuge bei 2.000 x g für 10 min, Plasma oder Serum zu trennen.</li>
	<li>Extrahieren Sie das Plasma/Serum, kümmert sich nicht um die roten und weißen Blutkörperchen Schichten stören. Verwenden Sie zum Sammeln von Blutserum Röhren ohne Antikoagulans. Beide Arten von Proben können sofort eingesetzt oder bei-80 ° C bis zu einem Jahr gelagert werden. Hinweis: Erfolgreiche Blutentnahme wurde definiert als jedes Mal 1,2 mL Blut zu erhalten. Maximale Punktion Zeit eingestellt wurde, drei Versuche, wenn das gesamte Blutvolumen niedriger als 1,2 mL nach der dritten Punktion war wurde definiert als eine fehlgeschlagene Blutentnahme. Die Dauer der Probenahme beginnt die Rute Vene Punktion zur Beseitigung der Schmetterling Nadel nach der Blutentnahme.</li>
	<li>
Sammeln Sie Blut zweimal innerhalb von zwei Wochen7.
	<ol>
<li>Zum Testen und überprüfen die Machbarkeit dieser Methode, trainieren Sie zwei Medizinstudenten (Anfänger) für 2 h vor dem Ausführen dieses Blut-Sammlung-Protokolls. Verwenden Sie zwanzig Ratten und zeichnen Sie Blut von 10 Ratten von 2 erfahrenen Fellows (Versuchsgruppe) und von 10 Ratten durch die 2 Medizinstudenten (Anfängergruppe) zu.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. statistische Analyse
<ol><li>Daten als ein Mittelwert ± Standardabweichung auszudrücken und analysieren mit SPSS Statistics 17. Ein α-Wert von 0,05 gewählt wurde, daher p < 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Brown, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+from+the+tail+of+a+rat.">Blood collection from the tail of a rat.</a> Lab Anim (NY). 35 (8), 24-25 (2006).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessels+of+the+rat+tail:+a+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods.">Blood vessels of the rat tail: a histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Lab Anim. 37 (2), 121-125 (2003).</li><li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> J. Vis. Exp. (99), (2015).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> WHO Guidelines on Drawing Blood: Best Practices in Phlebotomy WHO Guidelines Approved by the Guidelines Review Committee. , (2010).</li><li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+bioscience+research+reporting:+ARRIVE-ing+at+a+solution.">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Anim. 44 (4), 377-378 (2010).</li><li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J Appl Toxicol. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+for+collecting+cord+blood.">A new device for collecting cord blood.</a> Obstet Gynecol. 86 (5), 850-852 (1995).</li><li>Reynolds, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+a+new+device+for+blood+sampling+in+cats+with+a+vacuum+tube+collection+system+-+plasma+biochemistry,+haematology+and+practical+usage+assessment.">Comparison of a new device for blood sampling in cats with a vacuum tube collection system - plasma biochemistry, haematology and practical usage assessment.</a> J Feline Med Surg. 9 (5), 382-386 (2007).</li><li>Wiwanitkit, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+blood+specimens+from+plain+and+gel+vacuum+blood+collection+tubes.">Comparison of blood specimens from plain and gel vacuum blood collection tubes.</a> J Med Assoc Thai. 84 (5), 723-726 (2001).</li><li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter.">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Acad Emerg Med. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben

Der vorliegende Bericht beschreibt ein einfach zu erlernendes Blut Erfassungsmethode bei Ratten. Unsere Ergebnisse zeigten, dass diese Methode zum Sammeln von immer wieder einer großen Menge an Blut von Ratten machbar ist. Darüber hinaus könnte diese Methode leicht mit einer kurzfristigen Lernkurve gemeistert werden. Dieses Verfahren kann bei nicht narkotisierten Ratten durchgeführt werden und verursacht nur minimale Belastung für die Tiere.
Blut kann von Ratten an verschiedenen Orten gesammelt werden. Die Rute Ader ist eine erstklassige Lage für Blut-Probenahme-4. Es ist jedoch nicht immer einfach, genügend Blutvolumen aus der dünnen und niedrige Blut fließen Schweif Vene der Ratten zu erhalten. Das Sammelsystem für Vakuum Blut dient in der Regel für das Sammeln von Blutproben von Patienten in der täglichen klinischen Praxis. Dieses Vakuum Blut Sammelsystem hat für eine lange Zeit8,9,10in Patienten und Versuchstiere eingesetzt. Dieses System besteht aus einem Vakuum Blutsammelröhrchen mit Silikon beschichtete Innenrohr Wand und Butterfly-Nadel. Es stützte sich auf das Vakuum Unterdruck-Prinzip und ermöglicht die kontinuierliche Zeichnung des Blutes ohne das Risiko von Blut zu sammeln, das auch die Möglichkeit der Kontamination und Hämolyse11reduziert. Das Volumen der Blutprobe in der Katheter ist ca. 0,3 mL. Nach dem Rückzug der Nadelöhrs von der Rute Vene, fließt das Blut in den Katheter blockiert in der Vakuum-Sammelrohr durch den Unterdruck. Diese Methode gilt auch für die Blutentnahme von Ratten mit einem Gewicht von weniger als 100 g mit dem Einsatz von einer kleineren Punktionsnadel.
Dieses Blut-Sammlung-Methode hat mehrere Vorteile. Diese Prozedur bewirkt nur minimalen Verletzung an Ratten und Blutentnahme kann ohne den Einsatz von Anästhetika durchgeführt werden, damit der Einfluss der Stressantwort und Anästhetika auf die Blutprobe vermieden werden. Unsere Beobachtungen zeigten, dass Ratten ruhig in den dämpfenden Kunststoffhalter während des Verfahrens waren und es keine Todesfälle während dieser Experimente gab. Zweitens wiederholt jeder Blutentnahme oder zwei Tage ist möglich, wodurch häufige Entnahme von Blut mit ausreichend Volumen für verschiedene Zwecke. Schließlich, diese Methode ist leicht erlernbar und gemeistert wurde leicht von Anfängern nach einer kurzen (2 h) lernen, wie durch die ähnliche Erfolgsraten und Punktion Zeiten zwischen den experimentellen und Anfänger Gruppen in diesem Bericht. In einem früheren Bericht zeigten Lee Et Al. eine ähnliche Methode der Probenahme Blut aus der Vene seitliche Schweif der Ratte4. Unsere Methode ist einfacher als die von Lee Et Al. berichtet 4 , dass wir direkt die Punktionsnadel in die Rute Vene und das andere Ende des Schlauches einfügen direkt mit verbunden ist das Saugrohr für die Blutentnahme, ohne den Einsatz einer zusätzlichen Spritze und manuelle Aspiration von Blut und ohne die Notwendigkeit von "Milch Ing' die Vene Blut zu erleichtern. Blutentnahme mit diesem geschlossenen System verringert die Wahrscheinlichkeit von Blut. Verwendung von bewegungseinschränkenden Kunststoffhalter auch reduziert den Stress auf die Ratte und erleichtert die Fixierung der Rute.
Die folgenden zwei Schritte sind entscheidend für die erfolgreiche Anwendung dieser Methode. (1) erweitern Sie das Heck und vermeiden Sie die Bewegung der Rute zu; (2) vorsichtig Durchstechen der Vene in einem Winkel von 20° zu vermeiden Punktion durch die Vene und halten die Punktionsnadel in die Vene.
Zusammenfassend ist die angenommene Vakuum Blut Erhebungsmethoden bei Ratten sicher, machbar und leicht zu praktizieren. Diese Methode ermöglicht häufige Entnahme von Blut mit einer angemessenen Blutvolumen nicht betäubt Ratten entnommen.

Die Blutabnahme von Ratten ist für eine Vielzahl von experimentellen Untersuchungen erforderlich. Techniken für die Blutentnahme aus der Ratte gehören Punktion des Herzens, Retro-Orbital Plexus, Halsschlagader, Stammvenen, Tail Blutgefäße, Halsschlagader, Bauchschlagader und Vena Cava. Die meisten Techniken (außer Stammvenen und Schweif Blutgefäß Punktion) erfordern Anästhesie1,2. Adern von den Rattenschwanz werden routinemäßig für Blutabnahme und vaskuläre Injektion punktiert. Nach der Behandlung der Rute mit warmem Wasser, sind die Blutgefäße gut geweitet und eignet sich für Manipulation, auch bei Ratten narkotisierten3.
Trotz der Entwicklung von neuen und verbesserten Techniken, um Blutproben im kleinen Labor Tiere2zu erhalten ist es nicht immer einfach, genügend Blut zu erhalten, bei der Probenahme von Kleintieren. Die Rute Ader von Ratten ist eine erstklassige Lage für Blut-Probenahme-4. Jedoch die Rute Vene ist dünn, damit es ist manchmal schwer zu durchstechen und würde sehr lange dauern, genügend Blut aufgrund seiner niedrigen Blutfluss zu bekommen. Blutentnahme über eine Absauganlage Rohr ist eine typische Methode in der täglichen klinischen Praxis. Dieses geschlossene System für Blut sammeln reduziert das Risiko einer direkten Kontakt mit Blut und hat es leichter gemacht, mehrere Proben von einem einzigen Venenpunktion5nehmen. Der vorliegende Bericht beschreibt eine einfache Rute Vene Blut Sampling-Methode in nicht betäubt Ratten mit Absauganlage für die Röhre. Diese Methode ist leicht zu beherrschen und kann verwendet werden, um eine große Menge an Blut wiederholt bei Ratten zu erhalten.

<table><tbody><tr><td>a double-pointed needle</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>22G&amp;nbsp;</td><td>(0.7&amp;times;25mm)</td></tr><tr><td>vacuum tubes</td><td>Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China</td><td>2 ml</td><td></td></tr><tr><td>rat restraining holder&amp;nbsp;</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>250g rat hoder model</td><td></td></tr><tr><td>normal salt diet for rats</td><td></td><td></td><td>Rats received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study</td></tr><tr><td>SPSS software for statistical analysis</td><td>SPSS Inc,&amp;nbsp; Chicago; USA&amp;nbsp;</td><td>Version 17.0.&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system

Blut kann bei Ratten in einer Reihe von Probenahme Standorten abgeholt. Zum Beispiel ist die Rute Vene eine erstklassige Lage für die Blutabnahme. Allerdings ist die Rute Vene dünn, so, dass es manchmal schwer zu durchstechen. Darüber hinaus die Rute Vene hat geringe Durchblutung und erfordert eine lange Abtastzeit, ausreichend Blut zu bekommen. Der vorliegende Bericht beschreibt eine einfache Blut-Sampling-Methode, die Erfassungsmethode Vakuum Blut, das normalerweise verwendet wird, um Blutproben von Patienten, die hier verwendet für Ratten nicht betäubt zu erhalten. Die 22 G Schmetterling Nadelspitze wurde in einer der seitlichen Schweif Venen eingefügt, ca. 2-3 cm von der Spitze der Rute in einem Winkel von ca. 20° und Blut in das Vakuum Sammelröhrchen gesammelt wurden, indem man Kautschuk Ende der Schmetterling Nadel in die va Cuum Blutsammelröhrchen. Die vorliegenden experimentellen Ergebnisse zeigen, dass die Erfolgsquote bei 95 % in der experimentellen Gruppe und 90 % in der Anfängergruppe war. Die Erfolgsquote und Punktion Zeiten waren zwischen beiden Gruppen ähnlich. Die Dauer der Probenahme war deutlich kürzer in der experimentellen Gruppe im Vergleich zur Anfängergruppe. Zusammenfassend ist dieses Vakuum Blut Erfassungsmethode für sequentielle Blutentnahme aus der Vene Schweif nicht anästhesierten Ratten möglich und einfach zu erlernen, die könnte als eine zuverlässige Alternative zu konventionell Blut Stichprobenverfahren für verwendet dienen Ratten.

Dauer der Probenahme, Körpermasse und Blut Auffangvolumen der beiden Gruppen Blut wurde zweimal innerhalb von zwei Wochen in jeder Gruppe aus 10 Ratten (5 Rüden) gesammelt. Der mittlere Body Mass in beiden Gruppen war ähnlich (272,00 ±9.66 g und 273.70 ±8.87 g). Probenahme von Dauer war deutlich kürzer in der experimentellen Gruppe im Vergleich zur Anfängergruppe (2,77 ±0.53 min vs. 3,28 ±0.83 min, p < 0,05) (Tabelle 1).
Erfolg bewerten und Zeiten der beiden Gruppen zu durchbohren Die Erfolgsquote betrug 95 % (19/20) in der experimentellen Gruppe und 90 % (18/20) in der Anfängergruppe (p > 0.05). Punktion Zeiten unterschieden sich nicht signifikant zwischen den beiden Gruppen (1,50 ±0.61 min vs. 1,85 ±0.75 min, p > 0,05) (Tabelle 2). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, diese Methode ist leicht zu erlernen und die Technik könnte nach dem Training für 2 h bewältigt werden.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig1.jpg"> Abbildung 1 : 2 mL Vakuum Blut Sammelrohr (links), 22 G Schmetterling Nadel (Mitte); der zurückhaltende Kunststoffhalter (rechts). <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig2.jpg"> Abbildung 2 : Die Nadelspitze in die seitlichen Schweif Vene (ca. 5 mm) an der Position eingefügt wurde etwa 2-3 cm entfernt von der Schwanzspitze im Winkel von ca. 20°. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig3.jpg"> Abbildung 3 : Erfolgreiche Venenpunktion. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="5">Experimentelle Gruppe</td>
			<td></td>
			<td colspan="5">Anfängergruppe</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Geschlecht</td>
			<td>Gewicht (g)</td>
			<td>Gesammelte Blutvolumen (mL)</td>
			<td>Probenahme-Dauer (min.)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Geschlecht</td>
			<td>Gewicht (g)</td>
			<td>Gesammelte Blutvolumen (mL)</td>
			<td>Probenahme-Dauer (min.)</td>
		</tr>
<tr>
<td>E1-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
			<td></td>
			<td>B1-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>E1-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B1-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>E2-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.3</td>
			<td></td>
			<td>B2-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,73</td>
		</tr>
<tr>
<td>E2-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2,37</td>
			<td></td>
			<td>B2-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.47</td>
		</tr>
<tr>
<td>E3-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>267</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B3-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.52</td>
		</tr>
<tr>
<td>E3-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>267</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3.88</td>
			<td></td>
			<td>B3-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E4-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.41</td>
			<td></td>
			<td>B4-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.32</td>
		</tr>
<tr>
<td>E4-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B4-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.62</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.61</td>
			<td></td>
			<td>B5-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.48</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B5-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.33</td>
			<td></td>
			<td>B6-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>274</td>
			<td>0,9</td>
			<td>4,87</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.03</td>
			<td></td>
			<td>B6-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>274</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.37</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.82</td>
			<td></td>
			<td>B7-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>268</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3.93</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B7-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,82</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.93</td>
			<td></td>
			<td>B8-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.07</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.05</td>
			<td></td>
			<td>B8-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,67</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B9-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.17</td>
			<td></td>
			<td>B9-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.57</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1,82</td>
			<td></td>
			<td>B10-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.25</td>
			<td></td>
			<td>B10-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.28</td>
		</tr>
<tr>
<td>Durchschnitt</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2,77</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.28</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">En-1: Seriennummer der Ratten in der experimentellen Gruppe zur ersten Blutentnahme.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">En-2: Seriennummer der Ratten in der experimentellen Gruppe zur zweiten Blutentnahme.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">BN-1: Seriennummer der Ratten in der Anfängergruppe für die erste Blutentnahme.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">BN-2: Seriennummer der Ratten in der Anfängergruppe für die zweite Blutentnahme.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Ergebnisse des Blutes in der experimentellen Gruppe und der Anfängergruppe gesammelt.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td>Blut-Abholzeiten</td>
			<td>Durchschnittliche Punktion Zeiten</td>
			<td>Ein Zeit-Punktion</td>
			<td>Zwei Mal Punktion</td>
			<td>Drei Mal Punktion</td>
			<td>Fehler beim</td>
			<td>Erfolgsquote</td>
		</tr>
<tr>
<td>Experimentelle Gruppe</td>
			<td>20</td>
			<td>1,50 ±0.61</td>
			<td>11</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>95 %</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anfängergruppe</td>
			<td>20</td>
			<td>1.85 ±0.75</td>
			<td>7</td>
			<td>9</td>
			<td>2</td>
			<td>2</td>
			<td>90 %</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Ein Zeit-Punktion: Anzahl von Ratten mit erfolgreichen Blutentnahme nach der ersten Punktion</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Zwei Mal Punktion: Anzahl von Ratten mit erfolgreichen Blutentnahme nach der zweiten Punktion</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Drei Mal Punktion: Anzahl von Ratten mit erfolgreichen Blutentnahme nach der dritten Punktion</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="5">Fehler: Anzahl der Ratten mit fehlgeschlagenen Blutentnahme nach der dritten Punktion</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 2: Vergleich der Punktion Zeiten und Erfolgsraten von der Versuchsgruppe und die Anfängergruppe.

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Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Hier beschreiben wir eine einfache Rute Vene Blut Sampling-Methode in nicht betäubt Ratten mit einer Absauganlage Rohr. Diese Methode verringert das Risiko der direkten Kontakt mit Blut und vereinfacht, wobei mehrere Proben aus einem einzigen Venenpunktion.

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

35.5K Aufrufe.  Jianghan University. Hier beschreiben wir eine einfache Rute Vene Blut Sampling-Methode in nicht betäubt Ratten mit einer Absauganlage Rohr. Diese Methode verringert das Risiko der direkten Kontakt mit Blut und vereinfacht, wobei mehrere Proben aus einem einzigen Venenpunktion.

Serie: Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Collection Protocol for Human Pancreas

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation of pancreas recovered from cadaveric organ donors. The pancreas is divided into 3 main regions (head, body, tail) followed by serial transverse sections throughout the medial to lateral axis. Alternating sections are used for fixed paraffin and fresh frozen blocks and remnant samples are minced for snap frozen sample preparations, either with or without RNAse inhibitors, for DNA, RNA, or protein isolation. The overall goal of the pancreas dissection procedure is to sample the entire pancreas while maintaining anatomical orientation.
Endocrine cell heterogeneity in terms of islet composition, size, and numbers is reported for human islets compared to rodent islets 1. The majority of human islets from the pancreas head, body and tail regions are composed of insulin-containing &beta;-cells followed by lower proportions of glucagon-containing &alpha;-cells and somatostatin-containing &delta;-cells. Pancreatic polypeptide-containing PP cells and ghrelin-containing epsilon cells are also present but in small numbers. In contrast, the uncinate region contains islets that are primarily composed of pancreatic polypeptide-containing PP cells 2. These regional islet variations arise from developmental differences. The pancreas develops from the ventral and dorsal pancreatic buds in the foregut and after rotation of the stomach and duodenum, the ventral lobe moves and fuses with the dorsal 3. The ventral lobe forms the posterior portion of the head including the uncinate process while the dorsal lobe gives rise to the rest of the organ. Regional pancreatic variation is also reported with the tail region having higher islet density compared to other regions and the dorsal lobe-derived components undergoing selective atrophy in type 1 diabetes4,5.
Additional organs and tissues are often recovered from the organ donors and include pancreatic lymph nodes, spleen and non-pancreatic lymph nodes. These samples are recovered with similar formats as for the pancreas with the addition of isolation of cryopreserved cells. When the proximal duodenum is included with the pancreas, duodenal mucosa may be collected for paraffin and frozen blocks and minced snap frozen preparations.

This video demonstrates a dissection procedure for processing human pancreas into multiple storage formats. Anatomical orientation is maintained throughout the pancreatic regions to allow definition of regional islet composition and density.

Sammlung Protokoll zur menschlichen Pankreas

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation ...

Forschung

Medizin

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Verhalten

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

Vene subclavia Punktion als eine Alternative Methode zur Probe Blutentnahme bei Ratten

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

Biologie

Liquor- und Blutentnahme bei Ratten mit gleichzeitiger EEG-Aufzeichnung

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

Autor im Rampenlicht: Gewinnung hochwertiger Liquor- und Blutproben für die Entdeckung von Epilepsie-Biomarkern 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neurowissenschaften

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Vergleichende Studie zu Blutentnahmetechniken bei Ratten

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Autor im Rampenlicht: Kontextabhängige Blutentnahmemethoden bei Ratten 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Sammlung Protokoll zur menschlichen Pankreas

Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe

Vene subclavia Punktion als eine Alternative Methode zur Probe Blutentnahme bei Ratten

Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell