تم دعم هذا العمل من خلال منحة التطوير التنظيمي للمعاهد الوطنية للصحة R24OD031956. نشكر سامانثا جالبرت وجيل رالستون وكورا أندرسون على مساعدتهم ودعمهم بالإضافة إلى محررنا والمراجعين الأقران المجهولين على ملاحظاتهم المفيدة

تم إجراء جميع التجارب وفقا لقواعد وأنظمة كلية الطب بجامعة هارفارد IACUC (اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام) (IS 00001365_3). تم عرض النتائج التمثيلية لكل من ذكر ألبينو ناضج غير مثقوب وغير مثقوب Xenopus laevis.
1. التحضير التجريبي 
ملاحظة: إذا تم اتباع بروتوكول التروية8 قبل أخذ العينات، فانتقل إلى الخطوة 2.2.
<ol><li>تأكد من أن المؤسسة البحثية قد وافقت على تقنية القتل الرحيم الموضحة في هذا البروتوكول.</li>
	<li>تحضير محلول 5 غ/لتر MS-222 (تريكايين ميثان سلفونات) و5 غ/لتر بيكربونات الصوديوم (انظر جدول المواد). يجب أن يكون الحجم أكبر من الحجم المطلوب لتغطية التي يتم قتلها رحيما بالكامل. تحقق من الرقم الهيدروجيني للتأكد من أنه ≥7.</li>
	<li>إجراء القتل الرحيم الأولي عن طريق وضع Xenopus في محلول القتل الرحيم ؛ سيبقى مغمورا لمدة 1 ساعة.</li>
	<li>قم بإعداد محطة التشريح بحيث يمكن شطف جميع الأنسجة بعد أخذ العينات مباشرة في برنامج تلفزيوني مبرد أو 0.7x PBS9 (حسب الاحتياجات التجريبية) ، وفحصها ، وتقليمها تحت ضوء تكبير 5x (أو أكبر). يجب أن تمكن هذه المحطة المستخدم أيضا من استبدال جميع الملقط والمقص أو مسحها نظيفة بين الاستخدامات.</li>
	<li>بمجرد أن يكون الضفدع في المحلول لمدة 1 ساعة ، يكون القتل الرحيم الأولي قد اكتمل. قم بإزالة الضفدع وتحقق من فقدان استجابة الألم عن طريق إجراء قرصة القدم.</li>
	<li>سجل التفاصيل المناسبة للحيوان ، مثل الأنواع والسلالة والجنس والعمر والحالة الصحية وكذلك ما إذا كان معطرا. قم بوزن Xenopus وأخذ أي قياسات إضافية ، مثل طول فتحة الخطم.</li>
	<li>ضع الضفدع على ظهره وثبت الأطراف القريبة من الجسم (الشكل 1).</li>
	<li>باستخدام مقص التشريح ، قم بقطع الجلد ، حتى خط الوسط ، ثم بشكل جانبي ، مما يجعل اثنين من اللوحات.</li>
	<li>بالرجوع إلى الشكل 2 ، حدد الخط العريض واستخدم الملقط للإمساك به وسحبه بعيدا عن التجويف القولوني. قطع من خلال العضلات بعناية باستخدام مقص. اصنع اثنين من اللوحات من جدار التجويف. قص أو دبوس جميع اللوحات بعيدا عن الطريق.</li>
	<li>حدد القلب الذي سيظل ينبض. استخدم مقص التشريح لتقليل العظام الغرابية (الشكل 2) للوصول بشكل أفضل إلى القلب. ملاحظة: إذا توقف القلب عن النبض قبل أخذ العينات ، تجدر الإشارة إلى أن نضارة العينة قد تعرضت للخطر.</li>
</ol>2. أخذ العينات
ملاحظة: إذا تم ترشيح ، فانتقل إلى الخطوة 2.2.
<ol><li>حدد التامور الرقيق واسحبه مشدودا بملقط الأنسجة (الشكل 3).</li>
	<li>باستخدام طرف مقص استئصال القزحية ، قم بثقب التامور برفق ، مع الحرص على عدم قطع الأنسجة الكامنة. قشر التامور بعيدا عن 3 غرف من القلب.</li>
	<li>استخدم الملقط للإمساك بالبطين من القمة ، وحدد مكان ارتباطه بالأذن والجذع الشرياني (الشكل 4) ، وقم بقصه أسفل هذه المرفقات (الشكل 5). إذا لزم الأمر ، قم بقص البطين بحيث لا تكون الأنسجة من الأذن أو الجذع الشرياني مرئية ، وسيظل نسيج الصمام ذو اللون الفاتح مرئيا داخل البطين. ملاحظة: في غير المفعمة بالحيوية ، قد تكون إزالة البطين بمثابة قتل رحيم ثانوي.</li>
	<li>ستكون 3 فصوص من الكبد مرئية (الشكل 6 والشكل 7). أمسك شفة الفص الأيسر (على يمين المشاهد) وارفعها برفق بحيث تكون القنوات الكبدية والكيسية مرئية (الشكل 8). عينة من الجزء السفلي 1/3 من الفص أسفل هذه المرفقات (الشكل 9).</li>
	<li>للوصول بشكل أفضل إلى أنسجة أنثى الضفدع ، من المفيد إزالة المبيض. حدد المبيض المغلف بطبقة من الصفاق الحشوي تسمى الظهارة الجرثومية. حرك الفصوص برفق حتى تصبح على جانبي كل منها لجعل منطقة التعلق مرئية (الشكل 10). هذه المرفقات بطنية مباشرة للكلية المقترنة.</li>
	<li>باستخدام المقص ، قم بإزالة المبايض بالقرب من الكلى قدر الإمكان دون إتلافها (الشكل 11).</li>
	<li>افحص الفص الإنسي (ويسمى أيضا الفص الأمامي) للكبد ولاحظ كيفية اتصاله بالمعدة والاثني عشر من خلال المساريق والقناة الكبدية (وتسمى أيضا القناة الصفراوية المشتركة) (الشكل 6 والشكل 7 والشكل 8).</li>
	<li>قطع الرباط المساريقي والكبد الاثني عشر باستخدام مقص استئصال القزحية وكذلك القناة الكبدية حيث تلتقي بالاثني عشر. قطع اتصال البنكرياس والقناة الكبدية بالفص الإنسي للكبد بحيث لا يتم ربط أنسجة الكبد الداكنة (الشكل 12).</li>
	<li>أمسك المعدة بالملقط المسنن والطرف العلوي للبنكرياس بملقط الأنسجة. تحت تكبير 5x ، ندف البنكرياس برفق من المعدة (الشكل 13). ملاحظة: إذا لم يتم التخلص منه بشكل نظيف ، فستكون أنسجة البنكرياس المتبقية مرئية ويمكن التقاطها في شظايا. بدلا من ذلك ، يمكن فصل البنكرياس بشكل منهجي باستخدام مقص استئصال القزحية وملقط الأنسجة.</li>
	<li>بالإشارة إلى الشكل 14 أ ، حدد المثانة البولية وقم بإزالتها ، مع قطعها بالقرب من العباءة قدر الإمكان. تخلص من هذا المنديل.</li>
	<li>بالرجوع إلى الشكل 14 ب، حدد الأمعاء الغليظة واسحبها مشدودة لقطع الأمعاء الغليظة بالقرب من العباءة قدر الإمكان. إزالة وتجاهل القناة الهضمية بأكملها ، وقطع الصفاق حيث تعلق على الطحال. سيتم الآن الوصول إلى الأجسام الدهنية بالكامل.</li>
	<li>ندف بعيدا عن الأجسام الدهنية بحيث تكون على جانبيها. ستكون المنطقة فوق الكلى ، حيث يتصل الجسم الدهني بالصفاق ، مرئية. أمسك قاعدة الجسم الدهني الأيسر (على يمين المشاهد) واستخدم المقص لقطعه بعيدا عن الصفاق ، تاركا هامشا صغيرا حتى لا تتلف الكلى (الشكل 15).</li>
	<li>إزالة وتجاهل الجسم الدهني المتبقي. ستكون الكلى المقترنة مرئية بالكامل الآن.</li>
	<li>في إناث الضفادع أو الذكور ذات قنوات البيض الأثرية المميزة ، أمسك قناة البيض واسحبها بعيدا عن الكلى والعباءة (الشكل 16). قطع قناة البيض حيث تلتقي بالعباءة واستمر في سحبها بعيدا عن الكلى ، وقطع أي مرفقات بريتونية واضحة عندما تصبح واضحة. تخلص من هذا المنديل.</li>
	<li>كرر هذه العملية مع قناة البيض المتبقية.</li>
	<li>لا تزال الكلى مغطاة بالصفاق الصافي (خلف الصفاق)10. استخدم الملقط لفهم الكلى وقطع الصفاق في نهايتها السفلية.</li>
	<li>ارفع الكلى من التجويف القولوني ، باستخدام مقص لقطع الصفاق بالقرب من الكلى قدر الإمكان دون إتلافها (الشكل 17).</li>
	<li>تحت التكبير 5x ، قم بقطع الصفاق الزائد وأي أنسجة أخرى متبقية (الأجسام الدهنية والطحال). إذا كان الضفدع أنثى ، فتأكد من إزالة أي نسيج مبيض متبقي (الشكل 18). إذا كان الضفدع ذكرا ، فقم بإزالة الخصية بعناية وتحقق من وجود قناة بيض أثرية ، والتي قد لا تكون مرئية بدون تكبير (الشكل 19).</li>
	<li>قم بإزالة الدبابيس من ، واقلبها على بطنه ، وأعد تثبيت أطراف.</li>
	<li>حدد أيا من الطرفين الخلفيين لأخذ عينة منه وقم بتثبيت قدم هذا الطرف.</li>
	<li>قم بإزالة رفرف جلدي على شكل لوز من فوق الساق / الشظية الظنبوبية (الشكل 20).</li>
</ol>

بروتوكول التشريح وأخذ العينات الموحد لأعضاء Xenopus البالغة

<ol>
	<li>Porro, L. B., Richards, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Digital+dissection+of+the+model+organism+Xenopus+laevis+using+contrast-enhanced+computed+tomography.">Digital dissection of the model organism Xenopus laevis using contrast-enhanced computed tomography.</a> J Anat. 231 (2), 169-191 (2017).</li><li>Ruehl-Fehlert, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55 (23), 91-106 (2003).</li><li>Kittel, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Morawietz, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice+-+Part+3+-+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice - Part 3 - A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Patmann, M. D., Shewade, L. H., Schneider, K. A., Buchholz, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenopus+tadpole+tissue+harvest.">Xenopus tadpole tissue harvest.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2017 (11), 097675 (2017).</li><li>L&#337;w, P., Moln&#225;r, K., Kriska, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+a+Frog+(Rana+sp.).">Dissection of a Frog (Rana sp.).</a> Atlas of Animal Anatomy and Histology. , 213-263 (2016).</li><li>O'Rourke, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphibians+used+in+research+and+teaching.">Amphibians used in research and teaching.</a> ILAR J. 48 (3), 183-187 (2007).</li><li>Jonas-Closs, R. A., Peshkin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+rapid+blood+perfusion+in+Xenopus.">Effective rapid blood perfusion in Xenopus.</a> JoVE. (issue), e65287 (2023).</li><li>Balls, M., Worley, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphibian+cells+in+vitro.+II.+Effects+of+variations+in+medium+osmolarity+on+a+permanent+cells+line+isolated+from+Xenopus.">Amphibian cells in vitro. II. Effects of variations in medium osmolarity on a permanent cells line isolated from Xenopus.</a> Exp Cell Res. 76 (2), 333-336 (1973).</li><li>Holz, P. H., Raidal, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+renal+anatomy+of+exotic+species.">Comparative renal anatomy of exotic species.</a> Vet North Am Exot Anim Pract. 9 (1), 1-11 (2006).</li><li>Trott, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+Mycobacterium+ulcerans-like+infection+in+a+colony+of+African+tropical+clawed+frogs+(Xenopus+tropicalis).">Characterization of a Mycobacterium ulcerans-like infection in a colony of African tropical clawed frogs (Xenopus tropicalis).</a> Comp Med. 54 (3), 309-317 (2004).</li><li>Fremont-Rahl, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mycobacterium+liflandii+outbreak+in+a+research+colony+of+Xenopus+(Silurana)+tropicalis+frogs.">Mycobacterium liflandii outbreak in a research colony of Xenopus (Silurana) tropicalis frogs.</a> Vet Pathol. 48 (4), 856-867 (2011).</li><li>Green, S. L., Parker, J., Davis, C., Bouley, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ovarian+hyperstimulation+syndrome+in+gonadotropin-treated+laboratory+South+African+clawed+frogs+(Xenopus+laevis).">Ovarian hyperstimulation syndrome in gonadotropin-treated laboratory South African clawed frogs (Xenopus laevis).</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 64-67 (2007).</li><li>Vitt, L. J., Caldwell, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+amphibians+and+reptiles.+Herpetol.">Anatomy of amphibians and reptiles. Herpetol.</a> Herpetol. , 35-81 (2009).</li></ol>

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

نظرا لأن هذا البروتوكول يهدف إلى زيادة النضارة إلى أقصى حد ، فقد تتضمن بعض العينات أنسجة غير مرغوب فيها. على سبيل المثال ، يتم أخذ عينات من القناة الكبدية وبعض المساريق مع البنكرياس ، وسيتم دائما أخذ عينات من بعض الأنسجة البريتونية والغدد الكظرية والحالب مع الكلى المقترنة.  إذا لم تكن النض...

على الرغم من أن "التشريح الرقمي" ل Xenopus البالغ " متاح1 ، إلا أن أخذ عينات الأعضاء والأنسجة القابلة للتكرار من Xenopus البالغ لا يزال يمثل تحديا بدون التعليمات التفصيلية المتاحة لنماذج البالغين الأخرى (مثل الفئران2،3،4). تهدف هذه المقالة إلى توفير إرشادات واضحة لأخذ عينات دقيقة وقابلة للتكرار من أعضاء Xenopus البالغة على غرار ما هو متاح حاليا ليرقاتها5. يتم التركيز على سهولة الإكمال للحفاظ على أقصى قدر من النضارة وجعل البروتوكول في متناول جميع المستخدمين.
على الرغم من وجود دليل تشريح شامل ل Rana sp.6 ، بالإضافة إلى العديد من أدلة تشريح الفصول الدراسية ل anurans7 الأخرى ، لا يتوفر حاليا دليل تشريح وأخذ عينات Xenopus. بالنسبة لأولئك الذين ليسوا على دراية بممارسات أخذ العينات أو تشريح البرمائيات ، فإن الاختلافات الصغيرة بين Xenopus و anurans الأخرى تجعل هذه الموارد دون المستوى الأمثل لأخذ عينات الأنسجة القابلة للتكرار.
لم يتم تضمين العديد من الأنسجة القيمة بل يتم التخلص منها في هذا الدليل ؛ هذا لضمان نضارة الأنسجة. ست عينات محدودة بما يكفي لضمان إمكانية جمع هذه الأنسجة في أقل من ساعة بعد أن يبدأ القلب في النبض ، بغض النظر عن خبرة أو مستوى مهارة المستخدم. ويجري إعداد أدلة أكثر تقدما وتفصيلا لجمع العديد من الأنسجة الأخرى كأوراق مصاحبة منفصلة.
بالنسبة للمستخدمين الأقل خبرة ، يوصى دائما بتجربة هذا البروتوكول أولا على التي يتم قتلها رحيما لأسباب أخرى غير التجريب قبل أخذ عينات من أي يصعب استبدالها (مثل الجينات المحورة ، في سن متقدمة ، وما إلى ذلك). من الناحية المثالية ، ستكون جميع التي تم أخذ عينات منها صحية ، وإذا كانت أنثى ، فلن تكون قد تم التبويض في الأسبوعين الماضيين.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>5x Magnifying Glass with LED Light and Stand</td>
			<td>amazon.com</td>
			<td>B08QJ6J8P1</td>
			<td>light must not produce heat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Transfer Pipets</td>
			<td>VWR</td>
			<td>414004-036</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Fine-Pointed Forceps</td>
			<td>Fisher Scinetific</td>
			<td>08-875</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scissors sharp piont, straight 6.5&#34;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>76457-374</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection Tray</td>
			<td>Fisher Scinetific</td>
			<td>14-370-284</td>
			<td>styrofoam sheets are an acceptable alternative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euthanasia container</td>
			<td>US Plastic&#160;</td>
			<td>Item&#160;2860</td>
			<td>alternative opaque containers acceptable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euthanasia container lid</td>
			<td>US Plastic&#160;</td>
			<td>Item&#160;3047</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iridectomy Scissors 6&#34;</td>
			<td>vwr</td>
			<td>470018-938</td>
			<td>iris scissors are an acceptable alternative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MS-222: Syncaine (formerly tricaine)</td>
			<td>Pentair AES</td>
			<td>TRS1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS 1x</td>
			<td>Corning</td>
			<td>21-040-CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Bicarbonate, Powder, USP</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>18-606-333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Specimen Forceps, Serrated</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82027-442</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T-Pins for Dissecting</td>
			<td>Fisher Scinetific</td>
			<td>S99385</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

techniques for rapidly sampling six crucial organs in adult xenopus

كان Xenopus كائنا نموذجيا قويا لفهم تطور الفقاريات وأمراضها لأكثر من مائة عام. في حين تم توثيق التحليل التجريبي وتقنيات تشريح الجنين بشكل جيد ، لم يتم تحديث أوصاف هياكل وأعضاء Xenopus البالغة ، جنبا إلى جنب مع تقنيات العمل مع البالغين ، لمراعاة متطلبات الأساليب الحديثة مثل البروتينات الكمية والنسخ أحادي الخلية. تتطلب وجهات النظر من نوع الخلية والجينات ملاحظات متناقضة في المراحل الجنينية لتلك الموجودة في الأنسجة البالغة. تخضع أعضاء اليرقة لتغييرات كبيرة في هيكلها العام ، ومورفولوجيتها ، وموقعها التشريحي على طول انتقال اليرقات إلى البالغين ، وعلى الأخص أثناء إعادة تشكيل التحول الهائل. يعد وضع معايير قوية لتحديد الأعضاء وتشريحها أمرا بالغ الأهمية لضمان اتساق مجموعات البيانات الناتجة عن الدراسات التي أجريت في مختبرات مختلفة. يحدد البروتوكول الحالي ستة من الأعضاء في Xenopus البالغ ، مما يوضح طرق تشريح وأخذ عينات من بطين القلب والكبد والجسم الدهني والبنكرياس والكلى المزدوجة وجلد Xenopus البالغ. اعتمادا على طرق الحفظ ، يمكن استخدام الأعضاء المشرحة للبروتينات الكمية ، ونسخ الخلية المفردة / النوى ، والتهجين في الموقع ، والكيمياء الهيستولوجية المناعية ، والأنسجة ، إلخ. يهدف هذا البروتوكول إلى توحيد أخذ عينات الأنسجة وتسهيل التحقيقات متعددة المختبرات لأنظمة الأعضاء البالغة.

Though the &#34;digital dissection&#34; of adult Xenopus&#8221; is available1, replicable organ and tissue sampling of adult Xenopus remains challenging without the detailed instruction available for other adult models (e.g. mice2,3,4). This article aims to provide clear guidance for accurate and replicable organ sampling of adult Xenopus similar to what is currently available for their larvae5. An emphasis is placed on ease of completion to maintain maximum freshness and make the protocol accessible to all users.
Though there is a thorough dissection guide for Rana sp.6, as well as numerous classroom dissection guides for other anurans7, no Xenopus dissection and sampling guide is currently available. For those not familiar with sampling practices or amphibian anatomy, the small differences between Xenopus and other anurans render these resources suboptimal for replicable tissue sampling.
Many valuable tissues are not included and are even discarded in the present guide; this is to ensure tissue freshness. Six samples are limited enough to ensure that these tissues can be collected in under an hour after the heart starts beating, regardless of the experience or skill level of the user. More advanced and detailed guides for collecting many other tissues are under preparation as separate companion papers.
For less experienced users, it is always recommended that this protocol be first attempted on animals being euthanized for reasons other than experimentation before sampling any animals that are challenging to replace (i.e., transgenics, animals of advanced age, etc). Ideally, all animals sampled will be healthy and, if female, will not have been ovulated in the past two weeks.

تسليط الضوء على المؤلف: توحيد أخذ عينات الأنسجة في أبحاث البروتيوميات والكيمياء المناعية

تقنيات لأخذ عينات سريعة من ستة أعضاء حاسمة في Xenopus البالغين

Prior to this work, I developed a protocol for rapid amphibian perfusion. This protocol should be utilized before sampling for research such as proteomics and immunochemistry, where the presence of excessive amounts of blood in tissues is undesirable. Though there are many diagrams and other aids available, there are currently no comprehensive guides on how to dissect tissues out of adult xenopus rapidly and reliably.We hope that having standardized sampling techniques will allow labs to easily share tissues. This is especially advantageous in situations where importing and exporting animals is not possible due to biosecurity concerns or shipping constraints.

من خلال استخدام الشكل 1 إلى الشكل 20 واتباع جميع خطوات هذا البروتوكول ، تم استئصال البطين القلبي والفص الأيسر من الكبد والبنكرياس والأجسام الدهنية اليسرى والكلى المقترنة وسديلة من الجلد بشكل نظيف في غضون ساعة من القتل الرحيم. خلال هذا الوقت ، يتم شطف العينا?...

Watch this Scientific Journal Video about Author Spotlight: Standardizing Tissue Sampling in Proteomics and Immunochemistry Research at JoVE.com

تقدم هذه المقالة دليلا لأخذ عينات من ستة أعضاء مهمة ومتنوعة في Xenopus للبالغين يمكن الوصول إليها بسرعة وسهولة: بطين القلب وشحمة الكبد والبنكرياس والأجسام الدهنية والكلى المقترنة والجلد.

Xenopus has been a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease for over a hundred years. While experimental analysis and ...

قبل هذا العمل ، قمت بتطوير بروتوكول للنضح البرمائي السريع. يجب استخدام هذا البروتوكول قبل أخذ العينات لأبحاث مثل البروتينات والكيمياء المناعية ، حيث يكون وجود كميات زائدة من الدم في الأنسجة أمرا غير مرغوب فيه. على الرغم من وجود العديد من الرسوم البيانية والمساعدات الأخرى المتاحة ، لا توجد حاليا أدلة شاملة حول كيفية تشريح الأنسجة من xenopus البالغ بسرعة وموثوقية.نأمل أن يسمح وجود تقنيات موحدة لأخذ العينات للمختبرات بمشاركة الأنسجة بسهولة. هذا مفيد بشكل خاص في الحالات التي يكون فيها استيراد وتصدير غير ممكن بسبب مخاوف الأمن البيولوجي أو قيود الشحن.

techniques-for-rapidly-sampling-six-crucial-organs-in-adult-xenopus

Research

JoVE Journal

Biology

Techniques for Rapidly Sampling Six Crucial Organs in Adult Xenopus

645 Views.  Harvard Medical School. قبل هذا العمل ، قمت بتطوير بروتوكول للنضح البرمائي السريع. يجب استخدام هذا البروتوكول قبل أخذ العينات لأبحاث مثل البروتينات والكيمياء المناعية ، حيث يكون وجود كميات زائدة من الدم في الأنسجة أمرا غير مرغوب فيه. على الرغم من وجود العديد من الرسوم البيانية والمساعدات الأخرى ?...

Video: تسليط الضوء على المؤلف: توحيد أخذ عينات الأنسجة في أبحاث البروتيوميات والكيمياء المناعية

Xenopus has been a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease for over a hundred years. While experimental analysis and dissection techniques of the embryo have been well documented, descriptions of adult Xenopus structures and organs, together with techniques for working with adults, have not been updated to take into consideration the requirements of such modern approaches as quantitative proteomics and single-cell transcriptomics. The cell-type and gene-centric perspectives require contrasting observations in embryonic stages to those in adult tissues. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location all along the larval to adult transition, most notably during massive metamorphosis remodeling. Establishing robust standards for organ identification and dissection is crucial to ensure datasets resulting from studies performed at different laboratories can be consistent. The present protocol identifies six of the organs in the adult Xenopus, demonstrating methods for dissection and sampling of the heart ventricle, liver, fat body, pancreas, paired kidney, and skin of the adult Xenopus. Depending on the preservation methods, the dissected organs can be used for quantitative proteomics, single cell/nuclei transcriptomics, in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, etc. This protocol aims to standardize tissue sampling and facilitate multi-lab investigations of the adult organ systems.

This article presents a guide for sampling six significant and diverse organs in adult Xenopus that can be rapidly and easily accessed: the heart ventricle, liver lobe, pancreas, fat bodies, paired kidneys, and skin.

Methods for Dissection and Sampling Six Organs of the Adult Xenopus

To begin, take the frog that has been immersed in the euthanasia solution for one hour, and pinch its foot to check for the absence of a pain response. Weigh the Xenopus, and take additional measurements such as the length from snout to vent. Place the frog on its back, and secure its limbs close to the body.Using dissection scissors, make an incision through the skin along the midline, and then extend it laterally to create two skin flaps. Then locate the linea alba and grasp it with forceps. Gently pull it from the coelomic cavity, and using scissors, cut through the underlying musculature.Create two flaps from the cavity wall. Identify the still beating heart, and use dissecting scissors to trim the coracoid bones for better access. Now employ tissue forceps to identify the thin pericardium and stretch it.Using the tip of iridectomy scissors, carefully perforate the pericardium. Then remove the pericardium away from the heart's three chambers. In this protocol, the sampling of the heart ventricle, left lobe of liver, pancreas, fat body, paired kidneys are shown.To sample the heart ventricle, grasp the ventricle at the apex with forceps, locate its connection to the auricles and arterial trunk, and sever it below these points. Next, observe the three lobes of the liver. Lift the left lobe gently to expose the hepatic and cystic ducts, and sample one third of this lobe below the ducts.If the frog is female, locate the ovary covered by the germinal epithelium. Gently reposition the lobes to each side to reveal the area of attachment. Use scissors to excise the ovaries as close to the kidneys as possible without damaging them.Then examine the medial lobe of the liver and its connections to the stomach and duodenum through the mesentery and the hepatopancreatic duct. Using iridectomy scissors, cut the mesentery, hepatoduodenal ligament, and hepatopancreatic duct near the duodenum. Detach the pancreas and duct from the liver's medial lobe without leaving dark liver tissue attached.Next, hold the stomach with the help of toothed forceps, then use tissue forceps to hold the pancreas superior end. Under 5X magnification, carefully separate the pancreas from the stomach. Now locate and excise the urinary bladder, cutting as close to the cloaca as possible, and then discard the tissue.After that, identify the large intestine and stretch it, severing it near the cloaca. Next, separate the fat bodies to each side, grasp the base of the left fat body, and cut it from the peritoneum. In cases of female frogs or males with visible vestigial oviducts, hold an oviduct and separate it from the kidney and cloaca.Cut at the cloaca junction and continue to detach it from the kidney, removing any clear peritoneal attachments. Now use forceps to hold the kidneys, and cut the peritoneum at their lower end. Lift the kidneys from the coelomic cavity using scissors.Detach the peritoneum as close to the kidneys as possible without causing harm. Under 5X magnification, remove any excess peritoneum and residual tissues such as testis, fat bodies, or spleen. After releasing the animal, place it on its stomach, and secure its limbs.Choose one hind limb for sampling, and secure its foot. Excise an almond shaped skin flap from over the gastrocnemius or tibiofibula area. Afterward, rinse all samples in PBS, check for excess tissues, and trim before use if required.The heart ventricle, the left lobe of the liver, the pancreas, the left fat bodies, paired kidneys, and a flap of skin were cleanly excised within an hour of euthanasia.