Este trabajo fue financiado por el R24OD031956 de subvenciones OD de los NIH. Agradecemos a Samantha Jalbert, Jill Ralston y Cora Anderson por su asistencia y apoyo, así como a nuestro editor y revisores anónimos por sus útiles comentarios

Todos los experimentos se realizaron de acuerdo con las normas y reglamentos del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IS 00001365_3) de la Escuela de Medicina de Harvard. Se muestran los resultados representativos tanto para un macho albino maduro perfundido como para un macho albino maduro no perfundido, Xenopus laevis.
1. Preparación experimental 
NOTA: Si se sigue el protocolode perfusión 8 antes de la toma de muestras, vaya al paso 2.2.
<ol><li>Asegurarse de que la institución de investigación ha aprobado la técnica de eutanasia descrita en este protocolo.</li>
	<li>Prepare una solución de 5 g/L de MS-222 (metanosulfonato de tricaína) y 5 g/L de bicarbonato de sodio (ver Tabla de Materiales). El volumen debe ser mayor que el volumen requerido para cubrir completamente a los animales que se van a sacrificar. Verifique el pH para asegurarse de que esté ≥7.</li>
	<li>Realizar la eutanasia primaria colocando el Xenopus en la solución de eutanasia; El animal permanecerá sumergido un total de 1 h.</li>
	<li>Configure la estación de disección de modo que inmediatamente después de la toma de muestras, todos los tejidos puedan enjuagarse con PBS frío o PBS9 de 0,7x (dependiendo de las necesidades experimentales), revisarse y recortarse bajo una luz de aumento de 5x (o más). Esta estación también debe permitir al usuario reemplazar todas las pinzas y tijeras o limpiarlas entre usos.</li>
	<li>Una vez que la rana ha estado en la solución durante 1 h, se ha completado la eutanasia primaria. Retire la rana y verifique la pérdida de respuesta al dolor realizando un pellizco en el pie.</li>
	<li>Registre los detalles apropiados para el animal, como la especie, la cepa, el sexo, la edad y el estado de salud, así como si fue perfundido. Pesa al Xenopus y toma cualquier medida adicional, como la longitud del hocico.</li>
	<li>Coloque la rana boca arriba y sujete las extremidades proximales al cuerpo (Figura 1).</li>
	<li>Con unas tijeras de disección, corta la piel, sube por la línea media y luego lateralmente, haciendo dos solapas.</li>
	<li>Refiriéndose a la Figura 2, identifique la línea alba y use fórceps para agarrarla y alejarla de la cavidad celómica. Corta la musculatura con cuidado con unas tijeras. Haz dos solapas fuera de la pared de la cavidad. Corta o sujeta con alfileres todas las solapas para que no estorben.</li>
	<li>Identifica el corazón que seguirá latiendo. Use tijeras de disección para reducir los huesos coracoideos (Figura 2) para obtener un mejor acceso al corazón. NOTA: Si el corazón ha dejado de latir antes de la toma de muestras, debe tenerse en cuenta que la frescura de la muestra se ha visto comprometida.</li>
</ol>2. Muestreo
NOTA: Si el animal ha sido perfundido, vaya al paso 2.2.
<ol><li>Identifique el pericardio delgado y tire de él con pinzas de tejido (Figura 3).</li>
	<li>Con la punta de las tijeras de iridectomía, perfore suavemente el pericardio, teniendo cuidado de no cortar los tejidos subyacentes. Pela el pericardio lejos de las 3 cavidades del corazón.</li>
	<li>Use fórceps para agarrar el ventrículo por el ápice, identificar dónde se une a las aurículas y al tronco arterial (Figura 4) y cortarlo por debajo de estas inserciones (Figura 5). Si es necesario, recorte el ventrículo de modo que no se vean tejidos de las aurículas o del tronco arterial, y el tejido valvular de color claro seguirá siendo visible dentro del ventrículo. NOTA: En animales no perfundidos, la extirpación del ventrículo puede calificar como eutanasia secundaria.</li>
	<li>Los 3 lóbulos del hígado serán visibles (Figura 6 y Figura 7). Agarre el labio del lóbulo izquierdo (a la derecha del espectador) y levántelo suavemente para que los conductos hepáticos y císticos sean visibles (Figura 8). Tome muestras del 1/3 inferior del lóbulo debajo de estos accesorios (Figura 9).</li>
	<li>Para obtener un mejor acceso a los tejidos de una rana hembra, es útil extirpar el ovario. Identifica el ovario que está envuelto en una capa de peritoneo visceral llamada epitelio germinal. Mueva suavemente los lóbulos hasta que estén de sus lados respectivos para hacer visible el área de inserción (Figura 10). Estas uniones son directamente ventrales al riñón pareado.</li>
	<li>Con unas tijeras, extraiga los ovarios lo más cerca posible de los riñones sin dañarlos (Figura 11).</li>
	<li>Inspeccione el lóbulo medial (también llamado lóbulo anterior) del hígado y observe cómo se conecta con el estómago y el duodeno a través del mesenterio y el conducto hepatopancreático (también llamado conducto biliar común) (Figura 6, Figura 7 y Figura 8).</li>
	<li>Cortar el mesenterio, el ligamento hepatoduodenal con unas tijeras de iridectomía, así como el conducto hepatopancreático donde se une con el duodeno. Cortar la conexión del páncreas y el conducto hepatopancreático con el lóbulo medial del hígado para que no quede tejido hepático oscuro adherido (figura 12).</li>
	<li>Agarre el estómago con pinzas dentadas y el extremo superior del páncreas con pinzas de tejido. Con un aumento de 5x, separe suavemente el páncreas del estómago (Figura 13). NOTA: Si no se desprende limpiamente, el tejido pancreático restante será visible y se puede cortar en fragmentos. Alternativamente, el páncreas se puede separar metódicamente con tijeras de iridectomía y pinzas de tejido.</li>
	<li>Refiriéndose a la Figura 14A, identifique la vejiga urinaria y retírela, cortando lo más cerca posible de la cloaca. Deseche este pañuelo.</li>
	<li>Refiriéndose a la Figura 14B, identifique el intestino grueso y tire de él para cortar el intestino grueso lo más cerca posible de la cloaca. Retire y deseche todo el canal alimentario, cortando el peritoneo donde se une al bazo. Los cuerpos gordos ahora serán completamente accesibles.</li>
	<li>Separa los cuerpos gordos para que estén de lado respectivo. El área sobre el riñón, donde el cuerpo graso se conecta con el peritoneo, será visible. Agarre la base del cuerpo graso izquierdo (a la derecha del espectador) y utilice unas tijeras para cortarlo del peritoneo, dejando un pequeño margen para que el riñón no se dañe (Figura 15).</li>
	<li>Retire y deseche el cuerpo graso restante. Los riñones emparejados ahora serán completamente visibles.</li>
	<li>En ranas hembras o machos con oviductos vestigiales distintos, agarre un oviducto y retírelo del riñón y la cloaca (Figura 16). Corte el oviducto donde se une con la cloaca y continúe separándolo del riñón, cortando cualquier unión peritoneal clara a medida que se haga evidente. Deseche este pañuelo.</li>
	<li>Repita este proceso con el oviducto restante.</li>
	<li>Los riñones todavía están cubiertos con un peritoneo transparente (retroperitoneal)10. Use fórceps para agarrar los riñones y cortar el peritoneo en su extremo inferior.</li>
	<li>Levantar los riñones fuera de la cavidad celómica, usando tijeras para cortar el peritoneo lo más cerca posible de los riñones sin dañarlos (Figura 17).</li>
	<li>Con un aumento de 5x, corte el exceso de peritoneo y cualquier otro tejido restante (cuerpos grasos, bazo). Si la rana es hembra, asegúrese de que se haya eliminado cualquier resto de tejido ovárico (Figura 18). Si la rana es macho, retire con cuidado el testículo y verifique si hay un oviducto vestigial, que puede no ser visible sin aumento (Figura 19).</li>
	<li>Retira los alfileres del animal, colócalo sobre su ventrum y vuelve a sujetar las extremidades del animal.</li>
	<li>Seleccione cualquiera de las extremidades traseras para tomar muestras y sujetar el pie de esa extremidad.</li>
	<li>Retire un colgajo de piel en forma de almendra sobre el gastrocnemio/tibioperoné (Figura 20).</li>
</ol>

Protocolo estandarizado de disección y muestreo para órganos adultos de Xenopus

<ol>
	<li>Porro, L. B., Richards, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Digital+dissection+of+the+model+organism+Xenopus+laevis+using+contrast-enhanced+computed+tomography.">Digital dissection of the model organism Xenopus laevis using contrast-enhanced computed tomography.</a> J Anat. 231 (2), 169-191 (2017).</li><li>Ruehl-Fehlert, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55 (23), 91-106 (2003).</li><li>Kittel, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Morawietz, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice+-+Part+3+-+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice - Part 3 - A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Patmann, M. D., Shewade, L. H., Schneider, K. A., Buchholz, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenopus+tadpole+tissue+harvest.">Xenopus tadpole tissue harvest.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2017 (11), 097675 (2017).</li><li>L&#337;w, P., Moln&#225;r, K., Kriska, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+a+Frog+(Rana+sp.).">Dissection of a Frog (Rana sp.).</a> Atlas of Animal Anatomy and Histology. , 213-263 (2016).</li><li>O'Rourke, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphibians+used+in+research+and+teaching.">Amphibians used in research and teaching.</a> ILAR J. 48 (3), 183-187 (2007).</li><li>Jonas-Closs, R. A., Peshkin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+rapid+blood+perfusion+in+Xenopus.">Effective rapid blood perfusion in Xenopus.</a> JoVE. (issue), e65287 (2023).</li><li>Balls, M., Worley, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphibian+cells+in+vitro.+II.+Effects+of+variations+in+medium+osmolarity+on+a+permanent+cells+line+isolated+from+Xenopus.">Amphibian cells in vitro. II. Effects of variations in medium osmolarity on a permanent cells line isolated from Xenopus.</a> Exp Cell Res. 76 (2), 333-336 (1973).</li><li>Holz, P. H., Raidal, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+renal+anatomy+of+exotic+species.">Comparative renal anatomy of exotic species.</a> Vet North Am Exot Anim Pract. 9 (1), 1-11 (2006).</li><li>Trott, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+Mycobacterium+ulcerans-like+infection+in+a+colony+of+African+tropical+clawed+frogs+(Xenopus+tropicalis).">Characterization of a Mycobacterium ulcerans-like infection in a colony of African tropical clawed frogs (Xenopus tropicalis).</a> Comp Med. 54 (3), 309-317 (2004).</li><li>Fremont-Rahl, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mycobacterium+liflandii+outbreak+in+a+research+colony+of+Xenopus+(Silurana)+tropicalis+frogs.">Mycobacterium liflandii outbreak in a research colony of Xenopus (Silurana) tropicalis frogs.</a> Vet Pathol. 48 (4), 856-867 (2011).</li><li>Green, S. L., Parker, J., Davis, C., Bouley, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ovarian+hyperstimulation+syndrome+in+gonadotropin-treated+laboratory+South+African+clawed+frogs+(Xenopus+laevis).">Ovarian hyperstimulation syndrome in gonadotropin-treated laboratory South African clawed frogs (Xenopus laevis).</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 64-67 (2007).</li><li>Vitt, L. J., Caldwell, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+amphibians+and+reptiles.+Herpetol.">Anatomy of amphibians and reptiles. Herpetol.</a> Herpetol. , 35-81 (2009).</li></ol>

Los autores declaran no tener intereses contrapuestos.

Como este protocolo tiene como objetivo maximizar la frescura, algunas muestras pueden incluir tejidos no deseados. Por ejemplo, el conducto hepatopancreático y parte del mesenterio se muestrean con el páncreas, y parte del tejido peritoneal, las glándulas suprarrenales y los uréteres siempre se muestrearán con los riñones emparejados.  Si la frescura no es una preocupación, se puede lograr un muestreo más preciso utilizando técnicas modificadas.
La apariencia y ubicación de los ór...

Aunque la "disección digital" de Xenopus adultoestá disponible 1, el muestreo replicable de órganos y tejidos de Xenopus adulto sigue siendo un desafío sin las instrucciones detalladas disponibles para otros modelos adultos (por ejemplo, ratones 2,3,4). Este artículo tiene como objetivo proporcionar una guía clara para el muestreo preciso y replicable de órganos de Xenopus adulto similar a lo que está disponible actualmente para sus larvas5. Se hace hincapié en la facilidad de finalización para mantener la máxima frescura y hacer que el protocolo sea accesible para todos los usuarios.
Aunque existe una guía de disección completa para Rana sp.6, así como numerosas guías de disección en el aula para otros anuros7, actualmente no se dispone de una guía de disección y muestreo de Xenopus. Para aquellos que no están familiarizados con las prácticas de muestreo o la anatomía de los anfibios, las pequeñas diferencias entre Xenopus y otros anuros hacen que estos recursos no sean óptimos para el muestreo de tejidos replicables.
Muchos tejidos valiosos no están incluidos e incluso se descartan en la presente guía; Esto es para garantizar la frescura de los tejidos. Seis muestras son lo suficientemente limitadas como para garantizar que estos tejidos se puedan recolectar en menos de una hora después de que el corazón comience a latir, independientemente de la experiencia o el nivel de habilidad del usuario. Se están preparando guías más avanzadas y detalladas para recolectar muchos otros tejidos como documentos complementarios separados.
Para los usuarios menos experimentados, siempre se recomienda que este protocolo se pruebe primero en los animales que se sacrifican por razones distintas a la experimentación antes de tomar muestras de cualquier animal que sea difícil de reemplazar (es decir, transgénicos, animales de edad avanzada, etcétera). Lo ideal es que todos los animales muestreados estén sanos y, si son hembras, no hayan ovulado en las últimas dos semanas.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>5x Magnifying Glass with LED Light and Stand</td>
			<td>amazon.com</td>
			<td>B08QJ6J8P1</td>
			<td>light must not produce heat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Transfer Pipets</td>
			<td>VWR</td>
			<td>414004-036</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Fine-Pointed Forceps</td>
			<td>Fisher Scinetific</td>
			<td>08-875</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scissors sharp piont, straight 6.5&#34;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>76457-374</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection Tray</td>
			<td>Fisher Scinetific</td>
			<td>14-370-284</td>
			<td>styrofoam sheets are an acceptable alternative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euthanasia container</td>
			<td>US Plastic&#160;</td>
			<td>Item&#160;2860</td>
			<td>alternative opaque containers acceptable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euthanasia container lid</td>
			<td>US Plastic&#160;</td>
			<td>Item&#160;3047</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iridectomy Scissors 6&#34;</td>
			<td>vwr</td>
			<td>470018-938</td>
			<td>iris scissors are an acceptable alternative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MS-222: Syncaine (formerly tricaine)</td>
			<td>Pentair AES</td>
			<td>TRS1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS 1x</td>
			<td>Corning</td>
			<td>21-040-CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Bicarbonate, Powder, USP</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>18-606-333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Specimen Forceps, Serrated</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82027-442</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T-Pins for Dissecting</td>
			<td>Fisher Scinetific</td>
			<td>S99385</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

techniques for rapidly sampling six crucial organs in adult xenopus

Xenopus ha sido un poderoso organismo modelo para comprender el desarrollo y las enfermedades de los vertebrados durante más de cien años. Si bien las técnicas experimentales de análisis y disección del embrión han sido bien documentadas, las descripciones de las estructuras y órganos de Xenopus adultos, junto con las técnicas para trabajar con adultos, no se han actualizado para tener en cuenta los requisitos de enfoques modernos como la proteómica cuantitativa y la transcriptómica de una sola célula. Las perspectivas centradas en el tipo de célula y en los genes requieren observaciones contrastantes en las etapas embrionarias con las de los tejidos adultos. Los órganos de la larva experimentan cambios significativos en su estructura general, morfología y ubicación anatómica a lo largo de la transición de larva a adulto, sobre todo durante la remodelación masiva de la metamorfosis. Establecer estándares sólidos para la identificación y disección de órganos es crucial para garantizar que los conjuntos de datos resultantes de los estudios realizados en diferentes laboratorios puedan ser coherentes. El presente protocolo identifica seis de los órganos en el Xenopus adulto, demostrando métodos para la disección y la toma de muestras del ventrículo cardíaco, el hígado, el cuerpo graso, el páncreas, el riñón emparejado y la piel del Xenopus adulto. Dependiendo de los métodos de preservación, los órganos disecados se pueden utilizar para proteómica cuantitativa, transcriptómica de células individuales/núcleos, hibridación in situ , inmunohistoquímica, histología, etcétera. Este protocolo tiene como objetivo estandarizar el muestreo de tejidos y facilitar las investigaciones multilaboratorio de los sistemas de órganos adultos.

Though the &#34;digital dissection&#34; of adult Xenopus&#8221; is available1, replicable organ and tissue sampling of adult Xenopus remains challenging without the detailed instruction available for other adult models (e.g. mice2,3,4). This article aims to provide clear guidance for accurate and replicable organ sampling of adult Xenopus similar to what is currently available for their larvae5. An emphasis is placed on ease of completion to maintain maximum freshness and make the protocol accessible to all users.
Though there is a thorough dissection guide for Rana sp.6, as well as numerous classroom dissection guides for other anurans7, no Xenopus dissection and sampling guide is currently available. For those not familiar with sampling practices or amphibian anatomy, the small differences between Xenopus and other anurans render these resources suboptimal for replicable tissue sampling.
Many valuable tissues are not included and are even discarded in the present guide; this is to ensure tissue freshness. Six samples are limited enough to ensure that these tissues can be collected in under an hour after the heart starts beating, regardless of the experience or skill level of the user. More advanced and detailed guides for collecting many other tissues are under preparation as separate companion papers.
For less experienced users, it is always recommended that this protocol be first attempted on animals being euthanized for reasons other than experimentation before sampling any animals that are challenging to replace (i.e., transgenics, animals of advanced age, etc). Ideally, all animals sampled will be healthy and, if female, will not have been ovulated in the past two weeks.

Autor destacado: Estandarización del muestreo de tejidos en la investigación en proteómica e inmunoquímica

Técnicas para la toma rápida de muestras de seis órganos cruciales en Xenopus adulto

Prior to this work, I developed a protocol for rapid amphibian perfusion. This protocol should be utilized before sampling for research such as proteomics and immunochemistry, where the presence of excessive amounts of blood in tissues is undesirable. Though there are many diagrams and other aids available, there are currently no comprehensive guides on how to dissect tissues out of adult xenopus rapidly and reliably.We hope that having standardized sampling techniques will allow labs to easily share tissues. This is especially advantageous in situations where importing and exporting animals is not possible due to biosecurity concerns or shipping constraints.

Al utilizar la Figura 1 a la Figura 20 y seguir todos los pasos de este protocolo, el ventrículo cardíaco, el lóbulo izquierdo del hígado, el páncreas, los cuerpos grasos izquierdos, los riñones emparejados y un colgajo de piel se extirparon limpiamente dentro de una hora después de la eutanasia. Dentro de este tiempo, las muestras se enjuagan y recortan para que aparezcan, como se muestra en la Figura 21.
<p class="jove_...

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Este artículo presenta una guía para tomar muestras de seis órganos significativos y diversos en Xenopus adultos a los que se puede acceder rápida y fácilmente: el ventrículo cardíaco, el lóbulo hepático, el páncreas, los cuerpos grasos, los riñones emparejados y la piel.

Xenopus has been a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease for over a hundred years. While experimental analysis and ...

Antes de este trabajo, desarrollé un protocolo para la perfusión rápida de anfibios. Este protocolo debe utilizarse antes de la toma de muestras para investigaciones como la proteómica y la inmunoquímica, donde la presencia de cantidades excesivas de sangre en los tejidos no es deseable. Aunque hay muchos diagramas y otras ayudas disponibles, actualmente no existen guías completas sobre cómo diseccionar tejidos de xenopus adultos de manera rápida y confiable.Esperamos que contar con técnicas de muestreo estandarizadas permita a los laboratorios compartir tejidos fácilmente. Esto es especialmente ventajoso en situaciones en las que la importación y exportación de animales no es posible debido a preocupaciones de bioseguridad o limitaciones de envío.

techniques-for-rapidly-sampling-six-crucial-organs-in-adult-xenopus

Research

JoVE Journal

Biology

Techniques for Rapidly Sampling Six Crucial Organs in Adult Xenopus

636 vistas.  Harvard Medical School. Antes de este trabajo, desarrollé un protocolo para la perfusión rápida de anfibios. Este protocolo debe utilizarse antes de la toma de muestras para investigaciones como la proteómica y la inmunoquímica, donde la presencia de cantidades excesivas de sangre en los tejidos no es deseable. Aunque hay muchos diagramas y otras ayudas disponibles, actualmente no existen guías completas sobre cómo diseccionar tejidos de xenopus adultos de manera rápida y confiable.Esperamos que conta...

Video: Autor destacado: Estandarización del muestreo de tejidos en la investigación en proteómica e inmunoquímica

Xenopus has been a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease for over a hundred years. While experimental analysis and dissection techniques of the embryo have been well documented, descriptions of adult Xenopus structures and organs, together with techniques for working with adults, have not been updated to take into consideration the requirements of such modern approaches as quantitative proteomics and single-cell transcriptomics. The cell-type and gene-centric perspectives require contrasting observations in embryonic stages to those in adult tissues. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location all along the larval to adult transition, most notably during massive metamorphosis remodeling. Establishing robust standards for organ identification and dissection is crucial to ensure datasets resulting from studies performed at different laboratories can be consistent. The present protocol identifies six of the organs in the adult Xenopus, demonstrating methods for dissection and sampling of the heart ventricle, liver, fat body, pancreas, paired kidney, and skin of the adult Xenopus. Depending on the preservation methods, the dissected organs can be used for quantitative proteomics, single cell/nuclei transcriptomics, in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, etc. This protocol aims to standardize tissue sampling and facilitate multi-lab investigations of the adult organ systems.

This article presents a guide for sampling six significant and diverse organs in adult Xenopus that can be rapidly and easily accessed: the heart ventricle, liver lobe, pancreas, fat bodies, paired kidneys, and skin.

Investigación

Biología

Methods for Dissection and Sampling Six Organs of the Adult Xenopus

To begin, take the frog that has been immersed in the euthanasia solution for one hour, and pinch its foot to check for the absence of a pain response. Weigh the Xenopus, and take additional measurements such as the length from snout to vent. Place the frog on its back, and secure its limbs close to the body.Using dissection scissors, make an incision through the skin along the midline, and then extend it laterally to create two skin flaps. Then locate the linea alba and grasp it with forceps. Gently pull it from the coelomic cavity, and using scissors, cut through the underlying musculature.Create two flaps from the cavity wall. Identify the still beating heart, and use dissecting scissors to trim the coracoid bones for better access. Now employ tissue forceps to identify the thin pericardium and stretch it.Using the tip of iridectomy scissors, carefully perforate the pericardium. Then remove the pericardium away from the heart's three chambers. In this protocol, the sampling of the heart ventricle, left lobe of liver, pancreas, fat body, paired kidneys are shown.To sample the heart ventricle, grasp the ventricle at the apex with forceps, locate its connection to the auricles and arterial trunk, and sever it below these points. Next, observe the three lobes of the liver. Lift the left lobe gently to expose the hepatic and cystic ducts, and sample one third of this lobe below the ducts.If the frog is female, locate the ovary covered by the germinal epithelium. Gently reposition the lobes to each side to reveal the area of attachment. Use scissors to excise the ovaries as close to the kidneys as possible without damaging them.Then examine the medial lobe of the liver and its connections to the stomach and duodenum through the mesentery and the hepatopancreatic duct. Using iridectomy scissors, cut the mesentery, hepatoduodenal ligament, and hepatopancreatic duct near the duodenum. Detach the pancreas and duct from the liver's medial lobe without leaving dark liver tissue attached.Next, hold the stomach with the help of toothed forceps, then use tissue forceps to hold the pancreas superior end. Under 5X magnification, carefully separate the pancreas from the stomach. Now locate and excise the urinary bladder, cutting as close to the cloaca as possible, and then discard the tissue.After that, identify the large intestine and stretch it, severing it near the cloaca. Next, separate the fat bodies to each side, grasp the base of the left fat body, and cut it from the peritoneum. In cases of female frogs or males with visible vestigial oviducts, hold an oviduct and separate it from the kidney and cloaca.Cut at the cloaca junction and continue to detach it from the kidney, removing any clear peritoneal attachments. Now use forceps to hold the kidneys, and cut the peritoneum at their lower end. Lift the kidneys from the coelomic cavity using scissors.Detach the peritoneum as close to the kidneys as possible without causing harm. Under 5X magnification, remove any excess peritoneum and residual tissues such as testis, fat bodies, or spleen. After releasing the animal, place it on its stomach, and secure its limbs.Choose one hind limb for sampling, and secure its foot. Excise an almond shaped skin flap from over the gastrocnemius or tibiofibula area. Afterward, rinse all samples in PBS, check for excess tissues, and trim before use if required.The heart ventricle, the left lobe of the liver, the pancreas, the left fat bodies, paired kidneys, and a flap of skin were cleanly excised within an hour of euthanasia.