小鼠劳力性中暑的临床前模型

摘要

该协议描述了在没有不利外部刺激（如电击）的小鼠中劳力性中暑（EHS）的标准化，可重复，临床前模型的发展。该模型为机械、预防和治疗研究提供了一个平台。

摘要

中暑是热相关疾病最严重的表现。经典中暑 （CHS），也称为被动性中暑，发生在休息时，而劳力性中暑 （EHS） 发生在体力活动期间。EHS 与 CHS 在多器官功能障碍的病因、临床表现和后遗症方面的不同。直到最近，只有CHS的模型已经建立起来。该协议旨在为EHS的精制临床前小鼠模型提供指南，该模型不受主要限制因素的影响，例如使用麻醉，约束，直肠探头或电击。在该模型中使用了雄性和雌性C57Bl / 6小鼠，用核心温度（Tc）遥测探针进行检测。为了熟悉跑步模式，小鼠使用自愿和强制跑步轮进行3周的训练。此后，小鼠在设置为37.5°C和40%-50%相对湿度（RH）的气候室内用力轮子运行，直到在Tc为42.1-42.5°C时表现出症状限制（例如，意识丧失），尽管可以在34.5-39.5°C和湿度在30%-90%之间的腔室温度下获得合适的结果。根据所需的严重程度，立即将小鼠从腔室中取出以在环境温度下恢复或在加热室中停留更长时间，从而诱导更严重的暴露和更高的死亡率。将结果与假匹配运动对照（EXC）和/或朴素对照（NC）进行比较。该模型反映了在人类EHS中观察到的许多病理生理学结果，包括意识丧失，严重体温过高，多器官损伤以及炎症细胞因子释放和免疫系统的急性期反应。该模型非常适合假设驱动的研究，以测试可能延缓EHS发作或减少该表现特征的多器官损伤的预防和治疗策略。

引言

中暑的特征是中枢神经系统功能障碍和随后的器官损伤在高热受试者¹。中暑有两种表现。经典中暑（CHS）在热浪期间主要影响老年人群或在炎热的夏季留在阳光照射的车辆中的儿童¹。劳力性中暑（EHS）发生在体力消耗期间无法充分调节体温时，通常（但并非总是）在高环境温度下导致神经系统症状，体温过高以及随后的多器官功能障碍和损伤²。EHS发生在娱乐和精英运动员以及军事人员以及伴有和没有伴随脱水的工人中^3，4。事实上，EHS是运动员在身体活动期间死亡的第三大原因⁵。研究人类的EHS极具挑战性，因为该事件可能是致命的或导致长期负面的健康结果^6，7。因此，可靠的EHS临床前模型可以作为克服人类EHS患者回顾性和关联性临床观察的局限性的宝贵工具。CHS在啮齿动物和猪中的临床前模型已经得到了很好的表征^{8，9，10。}然而，CHS的临床前模型并不直接转化为EHS病理生理学，因为体育锻炼对体温调节谱和先天免疫反应有独特的影响^11。此外，以前在啮齿动物中开发临床前EHS模型的尝试带来了重大限制，包括电击引起的叠加应力刺激，直肠探头的插入以及预定义的最高核心体温与高死亡率12，13，14，15，16 与当前的流行病学数据不符。这些代表了可能混淆数据解释并提供不可靠的生物标志物指数的重大局限性。因此，该协议旨在表征和描述小鼠EHS的标准化，高度可重复和可翻译的临床前模型的步骤，该模型在很大程度上不受上述限制。描述了对模型的调整，这些调整可能导致从中度到致命性中暑的分级生理结果。据作者所知，这是唯一具有此类特征的EHS临床前模型，使得以假设驱动的方式进行相关的EHS研究成为可能11，17，18。

研究方案

所有程序均已由佛罗里达大学IACUC审查和批准。C57BL / 6J雄性或雌性小鼠，〜4个月大，体重分别在27-34g和20-25g范围内，用于研究。

1. 遥测温度监测系统的手术植入

1. 从供应商处到达后，让动物在手术前在动物饲养场休息至少1周，以尽量减少运输的压力。
2. 将小鼠分组（根据当地IACUC指南，每个笼子最多5只）直到手术当天进行温度遥测装置植入。将它们装在标准 7.25 英寸（宽）x 11.75 英寸（长）x 5 英寸（高）笼子中，其中包含玉米棒床上用品。在 12 x 12 光周期上保持光周期（打开:上午 7 点;关闭:晚上 7 点）。将外壳温度保持在20-22°C，相对湿度（RH）保持在30%-60%。提供标准的饮食和 随意的水， 直到EHS协议。
   注意:个体外壳的基本原理是避免雄性C57bl / 6J小鼠的频繁战斗伤害，并为每只小鼠的自发轮跑提供充足的机会。
3. 对于遥测设备的放置，在诱导室中用异氟醚（4%，O_{2流量的0.4-0.6} L / min）麻醉小鼠。然后，通过鼻锥（1.5%，0.6 L / min）将小鼠置于连续麻醉下。
4. 使用眼部润滑剂，如兽医软膏，以保护动物的眼睛在手术过程中免受伤害或伤害。
5. 为了准备手术部位，用小动物理发器剃掉下腹部或使用市售的脱毛剂。在此期间给予第一剂皮下丁丙诺啡（0.1mg / kg）。
6. 用三洗聚维酮碘（或类似的杀菌擦洗）擦洗该区域，然后用70%异丙醇冲洗（或无菌盐水，取决于当地兽医的要求）。然后，将鼠标转移到手术区域。
7. 使用粘合剂悬垂物隔离小鼠上的手术部位。使用无菌器械和无菌技术，沿着白线在中线上做一个~1厘米的切口，距离肋缘约0.5厘米。然后，将皮肤与肌肉层分开，并在白线上做一个稍微小的切口，注意不要损伤肠道或内脏器官。
8. 一旦肌肉层打开，将无菌遥测仪（微型可重复使用的无电池无线电遥测设备;16.5 x 6.5毫米）放入尾动脉和静脉前方的腹腔内，并背侧到消化器官，使其自由漂浮。
   注意:所有遥测仪均需用肥皂和水清洁，每次使用时均需彻底冲洗，并用环氧乙烷对气体进行灭菌。如果没有气体灭菌，则接受浸入灭菌溶液（遵循制造商关于稀释和浸泡时间的建议）以对遥测仪进行消毒和灭菌。
9. 用无菌的5-0可吸收缝合线关闭腹部开口，并使用带有5-0脯氨酸缝合的简单中断缝合缝合皮肤。
   注意:允许遥测仪漂浮在腹部隔间而不将其绑在腹壁上（制造商推荐的方法）已被证明是成功的，并且作者更喜欢在愈合过程中消除腹壁的过度张力。此外，这对接收器从发射器获取信号的能力没有影响。
10. 将鼠标放入干净的笼子中，并在笼子下方放置便携式加热垫。在麻醉恢复的第一个小时内，每15分钟监测一次小鼠，然后返回动物收容所。
11. 在恢复期间每12小时为小鼠提供皮下注射丁丙诺啡，持续48小时，并继续监测痛苦的迹象。如果可行，皮下注射缓释丁丙诺啡，每 24 小时一次（1 mg/kg），持续 48 小时。让小鼠在手术后恢复约2周，然后引入自愿轮子运行。

2.熟悉:自愿和强制车轮运行

1. 手术恢复后，将自愿运行轮放在保持架中，以便自由接触轮子。其他运行轮选择可能同样有效，但请确保它适合有限的保持架尺寸。
   注:运行轮的尺寸必须略微减小，以适合标准保持架。
2. 使小鼠在笼子中适应自愿轮子2周。一旦适应了，鼠标就可以通过熟悉强制运行轮的程序进行训练。
3. 在室温（~25°C，30%相对湿度）的环境室中进行四次训练（一次/天）。
   注意:虽然这是理想的，但小鼠也成功地在腔室外的相同强制运行轮中进行了训练。然后可以同时训练几只小鼠，而不会干扰腔室的使用。
4. 要开始第一个训练课程，请通过卸下或松开电机驱动带，让鼠标在修改后的运行轮中释放轮子15分钟，以使鼠标确定轮的速度并以非压力的方式适应它。
   注意:协议可以使用运行轮制造商提供的软件和硬件运行，也可以由直接连接到轮毂电机的外部可编程电源代替，从而实现增量锻炼协议的自动化。
5. 校准每个运行轮的系统，以确定电源电压与每个轮子的米/分钟（m/min）之间的关系。
   注:强制运行轮也进行了修改，以将电机抬高15厘米，反转并移动滑轮，将车轮向下驱动到遥测接收器平台上方5厘米处。这确保了接收器平台在运行协议期间获得准确的遥测数据，而不会受到电机的干扰。
6. 经过短暂的休息时间（<5分钟），启动强制运行轮协议。以 2.5 米/分钟的速度启动车轮，每 10 分钟增加 0.3 米/分钟，总共 1 小时，以模拟实际 EHS 试验的第一小时，但在室温下。将鼠标放回其家庭笼子，并允许24小时恢复。连续几天以相同的方式进行随后的三次强制运行会话。第1天之后，不需要自由流动的适应部分。
7. 允许鼠标冲洗2-3天或从压力中恢复强制运行轮，但允许鼠标自由进入家笼自愿轮。小鼠现在已准备好接受EHS协议。

3. 环境卫生协议

1. 在EHS方案的前一天晚上，将小鼠置于室温（〜25°C，≈30%相对湿度）的环境室中以适应室。
2. 使用数据采集系统收集连续的Tc，平均间隔为30秒。
3. 在EHS方案的早晨，确保小鼠在增加腔室温度（即36-37.5°C）之前处于或低于正常的昼夜温度范围。这确保了小鼠在此期间不会发烧并且没有经历过过度的压力。
4. 一旦小鼠稳定并在正常静息核心温度范围内，取出食物和水并称量动物。关闭腔室门，将腔室温度提高到37.5°C和40%-50%相对湿度的目标，或所需的环境温度和湿度^19。使用经过校准的温度和湿度监测器验证腔室温度和湿度。
5. 用遮光窗帘包围腔室，以在实验过程中将光线和干扰降至最低。在实验过程中，通过远程红外照明摄像机连续监控鼠标。将第二个摄像头对焦于靠近运行轮的温度和湿度监视器上。对控制器进行环境室设定点的任何调整，以确保动物附近的温度读数准确。
6. 一旦腔室达到温度监视器上的第二个摄像头测量的目标温度（这可能需要约30分钟），请快速打开腔室门并将鼠标置于强制运行轮中。
7. 以2.5 m / min的速度启动强制运行轮协议，每10分钟增加0.3 m / min的速度，直到鼠标达到41°C的Tc。 一旦鼠标达到这个核心温度，让速度保持恒定，直到症状限制，其特征是明显的意识丧失，向后跌倒或昏厥，以及无法继续奔跑或抓住方向盘。当鼠标在滚轮上有三次向后旋转而没有物理响应的迹象时，请确认此时间点。或者，按照当地的IACUC规则确定一个人道终点，以确定何时停止协议（例如，当Tc~43°C时）。该终点略高于几乎所有小鼠的症状限制。
8. 要执行快速冷却协议（R），一旦鼠标达到症状限制，请停止滚轮，并立即将其从强制运行的滚轮中取出。称量鼠标并将其放回家笼中，以便在室温下恢复。在此期间，保持腔室门打开并将培养箱设定点恢复到室温，以使培养箱快速冷却。该手术可导致>99%的长期生存率。
9. 要进行更严重的（S）EHS暴露，请在EHS方案期间将动物的家庭笼子保持在37.5°C腔室内。当动物达到症状限制时，让它们留在跑轮中，直到它们恢复意识，如远程摄像机所观察到的那样（约5-9分钟）。
10. 然后快速将鼠标从运行轮上取下，并将其直接返回到预热的笼子中，从而导致更慢的冷却曲线（图1A，红色虚线），基本上消除了EHS低温阶段。在此期间，从笼子中取下过滤器顶部，以改善与腔室的平衡。
11. 使用预冷至室温的恢复笼执行不太严重的替代程序，以导致抑制的低温阶段，但存活率为100%²⁰。
12. 对于 S 协议，请在恢复期间仔细监视鼠标，并持续检查是否有人道的端点。虽然很难远程测试常用的人道终点（例如，矫正反射），但远程观察小鼠在恢复过程中的正常运动，例如梳理，正常呼吸，舔舐等。在此期间监视 Tc。
13. 如果小鼠的核心温度在恢复阶段逆转方向，最终超过40°C，则小鼠不太可能恢复;此时，终止实验并评估小鼠的标准人道终点。

结果

图1A显示了整个EHS方案和小鼠早期恢复期间的典型体温调节曲线。该曲线包括四个不同的阶段，可以通过快速冷却（R）或严重（S）方法¹⁷将其定义为腔室加热阶段，增量运动阶段，稳态运动阶段和恢复阶段。主要的体温调节结果包括达到最大Tc（Tc，max）和达到Tc，max所需的时间。上升热面积允许确定有效暴露于温度>39.5°C²¹和低温深度（Tc?...

讨论

本技术综述旨在为小鼠EHS临床前模型的性能提供指导。提供了执行可重复的可变严重程度的EHS事件所需的详细步骤和材料。重要的是，该模型在很大程度上模仿了在人类EHS受害者中观察到的体征，症状和多器官功能障碍^11，19。此外，该模型允许检查短期和长期EHS恢复19，20，22，23以及干预措施对体温调节，热量性能测量，中风后温度降低率的影响，以?...

材料

Name	Company	Catalog Number	Comments
1080P HD 4 Security Cameras 4CH Home Video Security Camera System w/ 1TB HDD 2MP Night View Cameras CCTV Surveillance Kit	LaView
5-0 Coated Vicryl Violet Braided	Ethicon
5-0 Ethilon Nylon suture Black Monofilament	Ethicon
Adhesive Surgical Drape with Povidone 12x18	Jorgensen Labset al.
BK Precision Multi-Range Programmable DC Power Supplies Model 9201	BK Precision
DR Instruments Medical Student Comprehensive Anatomy Dissection Kit	DR Instruments
Energizer Power Supply	Starr Life Sciences
G2 Emitteret al.	Starr Life Sciences
Layfayette Motorized Wheel Model #80840B	Layfayette
Patterson Veterinary Isoflurane	Patterson Veterinary
Platform receiveret al.	Starr Life Sciences
Scientific Environmental Chamber Model 3911	ThermoForma
Training Wheels	Columbus Inst.