小鼠海马齿状回管颗粒细胞的体内钙成像

摘要

海马体的齿状回在学习和记忆中执行重要而独特的功能。该协议描述了一组稳健而有效的程序，用于对自由移动的小鼠齿状回中的颗粒细胞 进行体内 钙成像。

摘要

学习和记忆研究通常需要实时方法， 体内 钙成像为研究清醒动物在行为任务期间的神经元活动提供了可能性。由于海马体与情景记忆和空间记忆密切相关，因此它已成为该领域研究中必不可少的大脑区域。在最近的研究中，通过使用微型显微镜记录小鼠海马 CA1 区域的神经活动，同时执行包括开场和线性跟踪在内的行为任务，研究了记忆蛋白细胞和位置细胞。虽然齿状回是海马体的另一个重要区域，但由于其更大的深度和成像的难度，它很少被用于 体内 成像研究。在该协议中，我们详细介绍了钙成像过程，包括如何注射病毒、植入 GRIN（梯度指数）透镜以及连接用于对海马齿状回成像的底板。我们进一步描述了如何使用 MATLAB 预处理钙成像数据。此外，对其他需要成像的大脑深部区域的研究可能受益于这种方法。

引言

以前的研究发现，海马体是处理和检索记忆所必需的大脑结构 ^1,2。自 1950 年代以来，啮齿动物海马体的神经回路一直是研究记忆形成、存储和检索的重点³。海马内的解剖结构包括齿状回 （DG）、CA1、CA2、CA3、CA4 和亚眼⁴ 的亚区。这些亚区之间存在复杂的双向连接，其中 DG、CA1 和 CA3 形成一个突出的三突触环，由颗粒细胞和锥体细胞组成⁵。该回路从内嗅皮层 （EC） 接收其主要输入，一直是研究突触可塑性的经典模型。先前关于海马功能的体内研究主要集中在 CA1 ^6,7 上，因为它更容易接近。虽然 CA1 神经元在记忆形成、巩固和检索中起着重要作用，特别是在空间记忆的原位细胞中，但海马体的其他亚区域也至关重要 ^8,9。特别是，最近的研究强调了 DG 在记忆形成中的作用。据报道，DG 中的位置细胞比 CA1 中的细胞更稳定¹⁰，并且它们的活性反映了特定环境的信息¹¹。此外，DG 颗粒细胞的活性依赖性标记可以被重新激活以诱导记忆相关行为¹²。因此，为了更深入地理解 DG 中的信息编码，在动物执行记忆依赖任务时研究 DG 子区域的活动至关重要。

DG 活性的先前研究主要使用 体内 电生理学¹³。然而，这种技术也有一些缺点:首先，在电记录中，可能很难直接识别产生信号的各种类型的细胞。记录的信号来自抑制性和兴奋性细胞。因此，需要进一步的数据处理方法来分离这两种细胞类型。此外，很难将其他细胞类型信息（例如投影特异性亚组或活性依赖性标记）与电记录相结合。此外，由于 DG 的解剖形态，记录电极通常以正交方向植入，这极大地限制了可以记录的神经元数量。因此，电记录很难实现对同一动物 DG 结构中数百个单个神经元的监测¹⁴。

在 DG 中记录神经元活动的补充技术是使用 体内钙成像 ¹⁵。钙离子是生物体细胞信号传导过程的基础，在许多生理功能中起着至关重要的作用，尤其是在哺乳动物神经系统中。当神经元活跃时，细胞内钙浓度迅速增加，反映了神经元活动和信号传递的动态性质。因此，记录神经元细胞内钙水平的实时变化为了解神经编码机制提供了重要的见解。

钙成像技术利用专门的荧光染料或基因工程钙指示剂 （GECI） 通过检测荧光强度的变化来监测神经元中的钙离子浓度，然后通过显微成像捕获这些变化¹⁶。通常，采用钙指示基因的 GCaMP 家族，包括绿色荧光蛋白 （GFP）、钙调蛋白和 M13 多肽序列。GCaMP 与钙离子结合时可发出绿色荧光¹⁷，从而可通过成像记录绿色荧光的波动¹⁸。此外，为了获得目标大脑区域的清晰图像，通常在感兴趣区域上方植入梯度折射率透镜（GRIN 透镜）。GRIN 镜头能够对无法直接从表面进入的大脑深部区域进行成像。

该技术相对容易与其他遗传工具结合使用来标记不同的细胞类型。此外，由于成像平面与 DG 中细胞的方向平行，因此每次成功的手术都可以访问数百个神经元进行成像。在这项工作中，我们提出了一个完整而详细的手术方案，用于小鼠齿状回的 体内 钙成像（图 1）。该程序涉及两个主要操作。第一种是将 AAV-CaMKIIα-GCaMP6f 病毒注射到 DG 中。第二种操作是在病毒注射部位上方植入 GRIN 晶状体。这两个程序在同一次会议上进行。从这些手术中恢复后，下一步是使用小型显微镜（微型显微镜）检查成像质量。如果成像区域有数百个活性细胞，则后续程序是使用牙科水泥将微型望远镜底板附着在小鼠头骨上;然后，鼠标可用于成像实验。我们还提出了一个基于 MATLAB 的预处理管道，用于简化对收集的钙数据的分析。

研究方案

所有动物程序均由复旦大学机构动物护理与使用委员会 （202109004S） 批准。本研究中使用的所有动物均为 6 个月大的 C57BL/6J;使用了两性。小鼠从上午 8 点到晚上 8 点保持 12 小时的光照周期。我们在 DG 中使用以下坐标进行病毒注射:A/P:-2.2 mm，M/L:1.5 mm，D/V:距脑表面 1.7 mm。

1. 病毒注射到齿状回

1. 穿戴防护设备，包括一次性无菌手套和防护服。
2. 准备所需的手术器械、两管 5 mL 生理盐水（0.9% NaCl [无菌] 或人工脑脊液）和两根 25 G 鲁尔锁钝针。
   注意:手术前必须对所有手术器械进行彻底消毒。我们在高温 （121-134 °C） 和压力 （20 psi） 下高压灭菌对手术器械进行消毒。此外，我们还用含酒精的消毒剂喷洒了表面。在所有外科手术中，我们使用 0.9% 无菌生理盐水溶液。在手术过程中，用加热的玻璃珠对器械进行间歇性消毒。
3. 准备 10% 的漂白剂水溶液，对可能与病毒接触的任何用品进行消毒。
4. 如有必要，使用无菌盐水稀释AAV-CaMKIIα-GCaMP6f病毒，并将其储存在4°C冰箱或冰上。病毒的目标最终滴度为 1 × 10¹² GC/mL。
   注意:我们建议避免病毒的重复冻融循环，以保持病毒的完整性。为此，我们通常将制造商提供的病毒分装成小体积（例如，每管 2 μL），并将它们保存在 -80 °C 冰箱中。病毒应在解冻当天使用，不宜在 4 °C 下长期保存。
5. 使用微量移液器拉拔器将微量移液器拉至细尖，用手术剪刀剪掉一小部分尖端，然后用矿物油填充试管。确保移液器可以正常吸取液体，然后将其安装在注射器上。
   注意:我们使用了一步拉法，将加热器设置为最大功率的 ~60%。此步骤可以使用其他拉拔器。总体目标是使尖端直径为 ~50-100 μm;直径太小会影响液体的流动;太厚可能会对小鼠的脑组织造成损害。
6. 打开所有仪器，包括小鼠麻醉机、保温机（加热垫）和真空泵。此外，在手术前测量小鼠的体重。
   注意:在此过程中，我们目视监测了小鼠的呼吸，并偶尔检查了体温以确保它们处于良好状态。
7. 将鼠标放入含有 2.5% 异氟醚和 1 L 氧气/分钟的气室中。监测小鼠的呼吸状况以测量麻醉状态。
   注意:呼吸频率应约为 1 次呼吸/秒，以保持鼠标健康。
8. 将鼠标从毒气室中取出，并将其放在立体定位装置上。
9. 在开始下一次手术之前，确保鼠标已充分麻醉。通过捏住双后脚的脚垫来测试踏板撤退反射。如果鼠标对脚垫捏有反应，请在继续之前进行额外的麻醉并重新测试反射。
10. 用面罩盖住小鼠鼻子，并将异氟醚流速设置为 1.5%。用耳杆牢固地固定鼠标头（图 2A）。
    注意: 小心不要将耳栏固定在鼠标上太紧，因为这很容易影响鼠标的呼吸，在某些情况下会导致死亡。
11. 用手术剪刀修剪小鼠的头顶，并使用脱毛膏去除任何残留的毛发，直到皮肤完全暴露。将脱毛霜涂抹在小鼠的头皮上，静置约 5 分钟，然后用纱布擦去霜。
12. 在小鼠的眼睛上涂抹眼药膏。
13. 使用棉签用碘伏消毒剂和 75% 乙醇对无毛区域进行消毒。
14. 使用手术剪刀（或手术刀刀片）沿头皮中线连续切开，并切掉部分头皮以露出颅骨表面（图2B）。用生理盐水冲洗颅骨表面;然后，使用真空泵去除筋膜和过量的盐水。多次重复此过程，直到伤口周围区域停止流血。用棉签擦拭颅骨表面，使其保持干燥。
    注意: 还有其他方法可以去除筋膜，例如用棉球或棉签将其擦掉。
15. 当前囟和 lambda 可见时，使用定位针调整颅骨表面。进行多次调整，直到整个头部水平（Z 轴方向的整个误差小于 0.05 毫米）。
16. 将针尖从前囟移动到适当的目标位置。对于目标坐标，使用前囟作为参考点。标记四个点以定义病毒注射部位的周长: A/P: -2.0 mm， M/L: -1.5 mm;A/P: -2.5 毫米， M/L: -1.5 毫米;A/P -2.25 毫米，M/L: -1.0 毫米;和 A/P -2.25 毫米，M/L:-2.0 毫米，带可擦除标记。
    注意:该协议在同一手术中执行病毒注射和 GRIN 晶状体植入。在该协议中，所有手术均在右半球进行，但可以想象可以使用任何一个半球。在上述四个点定义的注射区域内，在不同位置以三个单独的 80 nL 剂量注射病毒。尽管这三个地点的选择是任意的，但我们建议将它们分散开来，以便更好地传播病毒。这将增加受感染细胞的数量。
17. 用微钻在该区域进行开颅手术，并将这四个点设置为边界。当脑组织可见时停止钻孔（图 2C）。
    注意: 尝试慢慢钻孔头骨。钻头可能会因用力过大而损伤脑组织。缓慢钻孔还可以防止大脑过热。
18. 使用超细镊子去除骨碎屑和硬脑膜，并不断用无菌盐水冲洗该区域。
    注意:在此步骤中发生少量出血是正常的，因为一些毛细血管会破裂;只需继续用生理盐水冲洗，直到不再流血。
19. 使用注射器的控制面板弹出一些矿物油，为随后加载病毒产生所需的空间。以 100 nL/s 的速度向微量移液器中注入至少 240 nL 的稀释病毒。
    注意:应使用控制面板排出管中的气泡，以确保微量移液器分配适量的液体。如果多次尝试后液体体积仍然不准确，请考虑更换微量移液器并重新开始。我们建议吸出比实际注射体积更多的病毒;这种方法可以防止无意中将矿物油注射到小鼠大脑中。
20. 将微量移液器移动到开颅区域上方;然后，慢慢地将其向下移动到脑组织中，到达 D/V 的目标 Z 轴:大脑表面以下 1.70 毫米。
    注意:许多参考图集使用头骨表面作为 D/V 0。根据我们的经验，使用来自大脑表面的坐标可以产生更可靠的 DG 定位。
21. 使用控制面板将注射器设置为以 1 nL/s 的流速注射 80 nL 病毒（图 2D）。点击 INJECT 控制面板上的按钮注入病毒。随后，在开颅手术中选择另外两个位置并重复上一个操作。
    注意:每次注射需要 ~2 分钟。完成注射后，再等待 8-10 分钟，然后再移动到另一个位置。如果在取出过程中出现出血，请立即用生理盐水清洗。
22. 慢慢地将微量移液器从大脑中取出（图 2E）。

2. GRIN 晶状体植入齿状回

注意:完成 240 nL 病毒注射后立即执行此步骤。

1. 将直径为 1 mm 的 GRIN 镜片在 75% 乙醇中消毒 20 分钟;植入前用生理盐水正确冲洗。
2. 使用微钻头扩大开颅手术，将 A/P 方向的开口增加到大约 1 毫米。用盐水清除碎屑。
3. 用支架将 GRIN 镜头夹住到位，并确保露出足够的长度。
   注意:在后续步骤中使用 UV 树脂将支架固定在颅骨上时，很容易将支架粘在 GRIN 镜片上。但是，如果镜头的曝光长度足够，则可以避免这种情况。
4. 使用支架将 GRIN 晶状体移动到开颅区域上方。当 GRIN 镜头的底部接触脑组织表面时，将 Z 轴位置设置为零。然后，取下 GRIN 镜头支架并将其放在一边。
5. 将 25 G 鲁尔锁钝针连接到真空泵抽吸管上，并将压力调节至 0.04 MPa。
   注意:如果是第一次执行此步骤，则可以适当降低压力以缓慢吸出脑组织。
6. 通过将钝针的尖端紧贴脑组织上方旋转来吸取脑组织，然后轻轻按压脑组织以促进抽吸。在抽吸过程中不断用生理盐水冲洗（储存在 4 °C），以保持大脑的清晰视野。仔细观察组织特征以监测抽吸深度:皮质组织为淡粉色，下面的胼胝体显示为白色纤维组织，海马 CA1 层为深红色和灰色。当组织表面变得光滑并且大面积的 CA1 暴露时，停止抽吸（图 3）。
   注意:此步骤对于整个手术的成功至关重要，并且通常是最困难的部分。我们提供了一份常见问题列表，以帮助读者对此步骤进行故障排除（表 1）。此外，我们建议用冷盐水不断冲洗伤口，因为这可以在一定程度上减少出血。
   1. 如果针头堵塞;将堵塞的针头连接到注射器上并冲洗掉堵塞物。如果这不起作用，请尝试更换针。
   2. 如果出血持续，它会阻塞脑组织的视野。如果发生这种情况，请等待血液凝结，然后用生理盐水冲洗。
7. 将刀柄移动到钻孔上方。当 GRIN 镜头接触脑组织表面时，将 Z 轴设置为 0。如果 GRIN 透镜超过孔的直径，请使用微钻扩展孔。然后，重复此过程。
8. 将 GRIN 镜头插入 D/V 处的孔中:-1.32 mm。让支架静置 5-10 分钟。抬起支架后，用生理盐水冲洗孔。重复此步骤 3 次（图 4A）。
   注意:在此步骤中脑组织出血是正常的。反复用生理盐水冲洗后，孔中不应再有血。这一步对成像质量影响很大，如果血液没有清理干净，可能会导致成像视野变黑。
9. 使用生理盐水彻底清洁头骨，然后让头骨干燥，然后再涂抹 UV 树脂。
10. 用针头将 UV 树脂涂抹在 GRIN 镜片周围。用紫外线照射该区域 15 秒，并确保 UV 树脂变成固体（图 4B）。
    注意:一次涂抹一点 UV 树脂，然后重复此操作几次，直到覆盖 GRIN 镜片周围的区域。使用紫外线照明时，请注意不要将 GRIN 镜头固定在支架上。
11. 小心地从 GRIN 镜头上取下支架。用 UV 树脂覆盖整个裸露的头骨，并将头板放在头骨上的适当位置。用紫外线照射整个颅骨和头板 15 秒（图 4C）。
    注意:头板是一个组件，用于在连接底板时将鼠标的头部牢固地固定到位（有关设计，请参阅 补充文件 1 ）。尽可能牢固地固定头板;头板脱落将导致整个手术失败。根据我们的经验，彻底涂抹 UV 树脂应该能够提供牢固的附着。如果需要更坚固的连接，可以考虑安装颅骨螺钉。
12. 用 3D 打印的保护盖盖住曝光的 GRIN 镜头（有关设计，请参阅 补充文件 2 ）。使用 M1.6 螺钉将盖子固定到头板上（图 4D）。
13. 手术后腹膜内注射地塞米松（溶于 0.9% 生理盐水，2 mg/kg）以防止术后炎症。此外，皮下注射卡洛芬（溶于 0.9% 盐水，5 mg/kg）以减轻术后疼痛。
14. 将小鼠放回笼子中，并将它们转移到热毯中以促进其恢复。然后，在小鼠可以自由活动后将其转移到实验动物舍。
    注意:为避免因打架而损坏底板，接受过手术的小鼠可以单独饲养或与最少数量的同居者一起饲养。我们建议手术后笼子里的小鼠不超过三只。
15. 使用 10% 漂白剂溶液对工作台面进行消毒。取下一次性个人防护装备 （PPE） 并将其丢弃在生物危害袋中。
16. 手术后 3 天每天监测小鼠。记录小鼠的体重并观察它们的伤口愈合状态和运动活动。每天腹膜内注射地塞米松和卡洛芬溶液（与步骤 2.13 中的剂量相同），持续 3 天。必要时提供湿润的食物或治疗，以促进恢复。

3. 检查成像场的质量

注意:小鼠在手术后 2-3 周内恢复，然后进行第一次 体内 钙成像。此步骤的目的是检查手术质量和鼠标的恢复情况。如果在成像视野中可以观察到单细胞活性并且小鼠状况良好，请将底板固定在小鼠头骨上。如果成像质量或健康状况不佳，应通过颈椎脱位对小鼠实施安乐死。

1. 使用 USB 3.0 电缆将微型望远镜数据收集盒连接到计算机。然后通过 To Scope 连接器 （SMA） 将同轴电缆连接到盒子。
2. 打开微型显微镜控制软件。在软件中，单击 Select Config File |使用 Configuration Files V4 plus 查看实时图像。
3. 使用定制的支架通过夹紧头板将鼠标固定在滚轮上。用微型瞄准镜支架（由 3D 打印制成;有关设计，请参阅 补充文件 3 ）握住微型瞄准镜，并使用立体定位仪器将微型瞄准镜移动到鼠标头部上方（图 4E）。
4. 用螺丝刀取下盖子。用 75% 乙醇轻轻擦拭 GRIN 镜片的表面。将微型望远镜放置在曝光的 GRIN 镜头的正上方，并使瞄准镜的底面与镜头表面平行。通过将微型望远镜慢慢向下朝向 GRIN 镜头来找到最佳焦平面。
   注意:将焦平面设置为 0，然后调整微型望远镜的位置;这为调整焦点提供了更多空间。选择具有最大单元格数清晰可视化的焦平面。
5. 在微型显微镜控制软件中，将 LED 灯功率调整到最佳水平。
   注:要观察单细胞活性，成像视野既不能过度曝光，也不应太暗。 LED 强度 通常在 10% 以内。
6. 如果血管血流可见，并且细胞众多且均匀分布在整个成像视野中，请继续进行实验的下一部分。
   注意:在此步骤中，能够观察单细胞活性非常重要。这可能会影响数据分析的结果。通常，区域活动（荧光波动斑点）很难解释。这可能表明目标神经元不在 GRIN 镜头的焦点上。如果成像区域显示为黑色、细胞表现出区域活性或细胞数量不足，则不会在后续实验中使用鼠标。
7. 断开电缆与微型望远镜的连接。

4. 将 miniscope 底板连接到鼠标头骨上

1. 将底板安装到微型望远镜上，并重新调整微型望远镜的位置，以获得成像质量良好的视野。
2. 在搅拌碗中混合义齿基托材料。
   注意:重要的是混合物既不能太自由流动，也不能太硬。过多的流动性往往会覆盖 GRIN 镜头的表面，从而导致成像场的损失。如果太坚固，义齿基托材料将无法紧密覆盖基板和头板之间的间隙。
3. 小心地在微型内窥镜底板周围应用第一层义齿基材时，注意不要改变微型内窥镜的位置。等待第一层水泥硬化，然后再从底板到头板上涂抹第二层水泥。所有义齿基材硬化后，松开固定螺钉并将微型内窥镜从底板上拆下。
   注意:使用义齿基材时，请注意软件中的成像区域，并在粘接剂凝固之前进行任何必要的调整。
4. 轻轻地从微型望远镜上取下固定臂。
5. 将底板盖放入底板以保护暴露的 GRIN 镜头并拧紧固定螺钉（图 4F）。
6. 将鼠标放回其 Home Cage。在进行行为实验之前，给鼠标几天的时间来恢复。

5. 数据采集

注意: 体内 钙成像可以与任何行为测试同时进行。在这个协议中，我们以线性轨道为例。这条线性轨道长 1.5 m，两端都有水，这是对老鼠的奖励。小鼠可以佩戴微型显微镜（微型显微镜）并沿着轨道来回奔跑 20 分钟。在此期间，小鼠通常能够运行 ~60 次试验。

1. 使用 USB 3.0 电缆将微型望远镜数据收集盒连接到计算机。然后通过 To Scope （SMA） 连接器将同轴电缆连接到盒子。
2. 打开微型显微镜控制软件。在 miniscope control Software 中，单击 Select Config File |使用 Configuration Files V4 plus 查看实时图像。
3. 使用 USB 3.0 电缆将工业相机连接到计算机。
4. 开启相机控制软件。在软件中，单击 Open Equipment，然后选择文件以导入数据收集参数。选择视频格式作为 未压缩的视频 in AVI 容器.点击 Start 开始 按钮查看实时图像。
   注意:要减小行为录制视频的文件大小，视野应排除轨道之外的任何不必要区域。
5. 使用定制的支架通过夹紧头板将鼠标固定在滚轮上。
6. 用螺丝刀松开固定螺钉，取下底板盖，然后用 75% 乙醇清洁 GRIN 镜头表面。
7. 将微型瞄准镜安装到其底座上。将微型瞄准镜固定在鼠标头上的底座上。
8. 通过滑动焦平面按钮找到最佳焦平面。
9. 轻轻地将鼠标从滑轮移动到线性轨道。
10. 单击并按住 Record 按钮开始使用微型望远镜进行录制。接下来，点击 开始收集 按钮开始相机录制。录制 20 分钟。
11. 分别保存 体内 钙成像数据、行为数据和 Arduino 数据。使用日期、会话编号和鼠标编号命名这些文件。
    注意:使用微型望远镜的研究往往对单个实验动物具有长期的数据收集期。清楚地命名文件有助于数据处理程序。
12. 将微型望远镜从其底座上拆下。
13. 关闭相机控制软件、微型望远镜控制软件和计算机。
14. 断开同轴电缆与 To Scope （SMA） 的连接，以及断开 USB 3.0 电缆与摄像机的连接。
15. 拧下底座中的固定螺钉，将底板盖放回原处，然后拧紧螺钉。
16. 将鼠标放回其 Home Cage。

6. 数据处理

1. 在 MATLAB 中加载记录的钙成像数据。
   注意:我们认识到数据分析应根据实验设计进行定制。在这里，我们提供了一个预处理管道，可将原始钙成像视频转换为来自单个细胞的活动轨迹。我们相信此过程相对通用且对用户有用。本节中描述的所有脚本都可以在 补充文件 4 中找到。
2. 将成像数据从 AVI 转换为 HDF5 （.h5） 格式。
   注意:微型望远镜的原始输出会生成经过压缩的 AVI 文件。未压缩的文件通常为数十 GB。HDF5 文件格式允许虚拟和部分访问，可以轻松可视化和操作以进行后续分析。
3. 应用非刚体运动校正 （NoRMCorre）¹⁹。
4. 对运动校正的影片进行下采样，以防计算机在后续步骤中受到 RAM 限制。
   注意:miniscope 收集的原始数据大小为 600 x 600。通过使用空间下采样，我们可以将视频大小减小到 200 x 200。这种方法显著降低了数据存储要求，并允许更快的数据处理。
5. 按照在线存储库²⁰ （https://github.com/schnitzer-lab/EXTRACT-public） 中 EXTRACT 代码的说明，对下采样数据应用 EXTRACT 以识别单细胞信号。

结果

图 1 显示了实验程序的示意图，包括病毒注射、GRIN 晶状体植入、底板固定、通过微型镜 进行体内 钙成像和数据处理。一般来说，整个过程需要 1 个月。 图 2 显示了病毒注射的示例程序，包括在颅骨上钻孔的位置和 GRIN 晶状体植入前脑组织的状况。

图 3 显示了去除脑组织的过程，这对该手术的成功至...

讨论

在这里，我们描述了在小鼠 DG 中进行 体内 钙成像的程序。我们相信该协议对于旨在研究各种认知过程中 DG 功能的研究人员很有用，尤其是在对遗传鉴定的亚群感兴趣的情况下。在这里，我们解释了我们的方案的优势，强调了手术中的一些关键点，并讨论了这种方法的局限性。

我们已经从现有文献中测试了 DG 成像的各种程序，并优化了本协议中详述的实验程序。在我...

材料

Name	Company	Catalog Number	Comments
200 μL universal pipette tips	Transcat Pipettes	1030-260-000-9	For removing the blood and saline
25 G luer lock blunt needle (Prebent dispensing tips)	iSmile	20-0105	For removing the brain tissue
3D printed protective cap	N/A	N/A	To protect the GRIN Lens
75% ethanol	Shanghai Hushi Laboratory Equipment Co.,Ltd	bwsj-230219105303	For disinfection and cleaning the GRIN lens surface
AAV2/9-CaMKIIα-GCaMP6f virus	Brain Case	BC-0083	For viral injection
Adobe Illustrator	Adobe	cc 2018 version 22.1	To draw figures
Anesthesia air pump	RWD Life Science Co.,Ltd	R510-30	For anesthesia
Camera control software	Daheng Imaging	Galaxy Windows SDK_CN (V2)	For recording the behavioral data
Cannula/Ceramic Ferrule Holders (GRIN lens holder)	RWD Life Science Co.,Ltd	68214	To hold the GRIN lens
Carprofen	MedChemExpress	53716-49-7	To reduce postoperative pain of the mouse
Coax Cable	Open ephys	CW8251	To connect the miniscope and the miniscope DAQ box
Confocal microscope	Olympus Life Science	FV3000	For observing the brain slices
Cotton swab	Nanchang Xiangyi Medical Devices Co.,Ltd	20202140438	For disinfection
Customized headplate	N/A	N/A	For holding the mouse on the running wheel
Customized headplate holder	N/A	N/A	To hold the headplate of the mouse
Denture base matierlals (self-curing)	New Centry Dental	430205	For attaching the miniscope
Depilatory cream	Veet	ASIN : B001DUUPQ0	For removing the hair of the mouse
Desktop digital stereotaxic in strument, SGL M	RWD Life Science Co.,Ltd	68803	For viral injection and GRIN lens implantation
Dexamethasone	Huachu Co., Ltd.	N/A	To prevent postoperative inflammation of the mouse
Dissecting microscope	RWD Life Science Co., Ltd	MZ62-WX	For observing the conditions during surgeries
Gas filter canister, large, packge of 6	RWD Life Science Co.,Ltd	R510-31-6	For anesthesia
GRIN lens	GoFoton	CLHS100GFT003	For GRIN lens implantation
GRIN lens	InFocus Grin Corp	SIH-100-043-550-0D0-NC	For GRIN lens implantation
Induction chamber-mouse (15 cm x 10 cm x 10 cm)	RWD Life Science Co.,Ltd	V100	For anesthesia
Industrial camera	Daheng Imaging	MER-231-41U3M-L, VS-0618H1	For acquiring the behavioral data
Iodophor disinfectant	Qingdao Hainuo Innovi Disinfection Technology Co.,Ltd	8861F6DFC92A	For disinfection
Isoflurane	RWD Life Science Co.,Ltd	R510-22-10	For anesthesia
Liquid sample collection tube (Glass Capillaries micropipette for Nanoject III)	Drummond Scientific Company	3-000-203-G/X	For viral injection
MATLAB	MathWorks	R2021b	For analyzing the data
Microdrill	RWD Life Science Co.,Ltd	78001	For craniotomy
Micropipette puller	Narishige International USA	PC-100	For pulling the liquid sample collection tube
Mineral oil	Sigma-Aldrich	M8410	For viral injection
Miniscope DAQ Software	Github (Aharoni-Lab/Miniscope-DAQ-QT-Software)	N/A	For recording the calcium imaging data
Miniscope Data Acquisition (DAQ) Box (V3.3)	Open ephys	V3.3	To acquire the calcium imaging data
Miniscope V4	Open ephys	V4	For in vivo calcium imaging
Miniscope V4 base plate (Variant 2)	Open ephys	Variant 2	For holding the miniscope
nanoject III Programmable Nanoliter Injector	Drummond Scientific Company	3-000-207	For viral injection
Ophthalmic ointment	Cisen Pharmaceutical Co.,Ltd.	H37022025	To keep the eyes moist
PCR tube	LabServ	309101009	For dilue the virus
Personal Computer (ThinkPad)	Lenovo	20W0-005UCD	To record the calcium imaging data and behavioral data
Running wheel	Shanghai Edai Pet Products Co.,Ltd	NA-H115	For holding the mouse when affixing the base plate
Screwdriver (M1.6 screws)	Greenery (Yantai Greenery Tools Co.,Ltd)	60902	To unscrew the M1.6 screws
Screwdriver (set screws)	Greenery (Yantai Greenery Tools Co.,Ltd)	S2	For unscrew the set screws
Set screw	TBD	2-56 cone point set screw	For fasten the miniscope to its base plate
Small animal anesthesia machine	RWD Life Science Co.,Ltd	R500	For anesthesia
Sterile syringe	Jiangsu Great Wall Medical Equipment Co., LTD	20163140236	For rinse the blood
Surgical scissors	RWD Life Science Co.,Ltd	S14016-13	For cutting off the hair and scalp
ThermoStar temperature controller,69025 pad incl.	RWD Life Science Co.,Ltd	69027	To maintain the animal's body temperature
Ultra fine forceps	RWD Life Science Co.,Ltd	F11020-11	For removing the bone debris and dura
USB 3.0 cable	Open ephys	N/A	To connect the miniscope DAQ box and the computer
UV light	Jinshida	66105854002	To fix the GRIN lens on the skull
UV resin (light cure adhesive)	Loctite	32268	To fix the GRIN lens on the skull
Vacuum pump	Kylin-Bell	GL-802B	To remove the blood, saline and the brain tissue