Nicht-invasive Bildgebung von disseminierter Candidiasis in Zebrafischlarven

Zusammenfassung

Die rasante Entwicklung, geringe Größe und Transparenz der Zebrafisch sind enorme Vorteile für das Studium der angeborenen Immunabwehr Kontrolle der Infektion ^4.1. Hier zeigen wir Techniken zur Infektion mit dem Zebrafisch-Larven Pilzpathogen Candida albicans Durch Mikroinjektion, Methodik kürzlich verwendet, um Phagozyten NADPH-Oxidase-Aktivität in Kontrolle von Pilz-Dimorphismus implizieren ⁵.

Zusammenfassung

Multipel Candidiasis durch das Pathogen Candida albicans ist ein klinisch bedeutendes Problem in Krankenhauspatienten mit einer 30 bis 40% auf Mortalität ⁶ zugeordnet ist. Systemische Candidiasis wird normalerweise durch angeborene Immunität kontrolliert, und Individuen mit genetischen Defekten in angeborenen Immunsystems Zellbestandteile wie Phagozyten NADPH-Oxidase sind anfälliger für Candidämie ^09.07. Sehr wenig ist über die Dynamik von C bekannt albicans Interaktion mit Zellen des angeborenen Immunsystems in vivo. In umfangreichen in-vitro-Studien haben ergeben, dass außerhalb des Wirtes C. albicans keimt innerhalb von Makrophagen, und wird schnell durch Neutrophile ^10-14 zerstört. In-vitro-Studien, aber nützlich, kann nicht rekapitulieren die komplexe in vivo-Umgebung, die zeitabhängige Dynamik Cytokinspiegel, extrazelluläre Matrix-Anhänge, Kontakte und interzellulären ^{10 enthält, 15-18} Die Zebrafischlarve bietet eine einzigartige und vielseitige Wirbeltier-Wirt für das Studium der Infektion. In den ersten 30 Tagen der Entwicklung Zebrafischlarven haben nur angeborene Immunabwehr ^{2, 19-21,} Vereinfachung der Untersuchung von Krankheiten wie der disseminierten Candidiasis, die in hohem Maße von der angeborenen Immunität sind. Die geringe Größe und Transparenz der Zebrafischlarven erlauben Abbildungen von Infektionen Dynamik auf zellulärer Ebene sowohl für Wirt und Pathogen. Transgene Larven mit fluoreszierenden Zellen des angeborenen Immunsystems können bestimmte Zelltypen in ^22-24 Infektion beteiligt zu identifizieren. Geändert Antisense-Oligonukleotide (Morpholinos) kann verwendet werden, um knock down verschiedenen Immun-Komponenten wie Phagozyten NADPH-Oxidase und studieren die Veränderungen als Reaktion auf Funga werdenl ^5-Infektion. Zusätzlich zu den ethischen und praktischen Vorteile der Verwendung einer kleinen unteren Wirbeltieren, bietet das Zebrafisch-Larven die einzigartige Möglichkeit, das Bild Feldschlacht zwischen Erreger und Wirt sowohl intravital und in Farbe.

Der Zebrafisch hat, um Modell-Infektion wurde für eine Reihe von humanpathogenen Bakterien verwendet, und war maßgeblich an der großen Fortschritte in unserem Verständnis der Mykobakterieninfektion ^{3, 25.} Doch erst in jüngster Zeit viel größer Krankheitserregern wie Pilzen verwendet worden, um Larven infizieren ^{5, 23, 26,} und bis heute hat es nicht eine detaillierte visuelle Beschreibung der Methodik Infektion. Hier präsentieren wir unsere Techniken für Hinterhirn Ventrikel Mikroinjektion von prim ²⁵ Zebrafisch, darunter Modifikationen an unseren früheren Protokollen. Unsere Ergebnisse unter Verwendung der Zebrafisch-Larven-Modell für die Pilzinfektion aus in vitro Studien divergieren und verstärken die Notwendigkeit, die Wirt-Erreger-Intera untersuchenktion in der komplexen Umgebung des Wirtes statt des vereinfachten Systems der Petrischale ^5.

Protokoll

Alle Zebrafisch Pflege-Protokolle und Experimente wurden unter Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) Protokoll A2009-11-01 durchgeführt.

1. Morpholino und Larven Injection Dishes

Experimentelle Dauer: * (10-15 Minuten)

Schwierigkeitsgrad: *

1. Für Ei-Injektionen, bereiten Sie einen 2% igen Lösung in sterilem Wasser und Mikrowelle. Wenn die Lösung abgekühlt ist schütten einen Teil davon in eine extra tiefe Petrischale (Fisher Scientific), bis er halb voll ist. Cool auf Eis und sicherstellen, dass die Platte waagerecht steht.
2. Sobald die Schale abgekühlt ist, gießen Sie einen 15-ml-Deckschicht aus 2% Agarose. Sprühen Sie ein Ei Injektion gerillten Kunststoff-Form (Adaptive Science Tools) mit sterilem Wasser aus einer Sprühflasche. Legen Sie das Werkzeug Nut Seite nach unten in die heiße Agarose. Wenn die Agarose abgekühlt ist, mit einem flachen Spatel aus Metall (VWR Scientific), die Form aus der AGA distanzierenstieg. Entfernen Sie langsam das Gitter aus der Agarose. Wrap Embryo Injektion Gerichte in Parafilm (VWR Scientific) und bei 4 ° C invertiert
3. Für Fisch-Larven-Injektionen, bereiten Sie einen 2% igen Lösung, wie beschrieben. Füllen Sie die Lösung in eine Standard-Größe Petrischale (VWR Scientific) und beiseite stellen, bis sie erstarrt. Wrap Larven Injektion Gerichte in Parafilm und lagern bei 4 ° C invertiert

2. Pilzkultur Vorbereitung

Versuchsdauer: ** (30 Minuten)

Schwierigkeitsgrad: **

1. Planen Hefeextrakt-Pepton-Dextrose (YPD)-Agarplatten: 10 g / l Hefeextrakt, 20 g / l Pepton, 20 g / l Dextrose und 20 g / l Agar in und Autoklaven. Für YPD-Flüssigkeit herzustellen 10 g / l Hefeextrakt, 20 g / l Pepton, 20 g / l Dextrose und Autoklav 20-30 Minuten bei 121 ° C
2. Zwei Tage vor dem Fisch-Infektionen bereiten einen Streifen Platte aus gefrorenemAktien von Candida albicans Kulturen auf YPD-Agar, um einzelne Kolonien zu erhalten.
3. Bei 37 ° C über Nacht.
4. Setzen Sie 5 ml YPD-Brühe in 16 x 150 mm Kulturröhrchen (VWR Scientific).
5. Am Tag vor der Fisch-Infektionen holen 1 kleine Kolonie an der YPD-Agar mit einem hölzernen Dübel (VWR Scientific). Setzen Sie den Stick in die Röhre Kultur und wirbeln um zu resuspendieren Kolonie in der YPD-Flüssigkeit.
6. Wachsen bei 37 ° C über Nacht auf einem TC-7 Tissue Culture Bandage mit einem 14-Zoll-Rad Reagenzglas (New Brunswick Scientific) ausgestattet.
7. Am nächsten Tag, der Spin-Down 1 ml Kultur bei 14000x g für 1 Minute in einem 1,7 ml Röhrchen (Axygen). Entfernen Sie den Überstand und das Pellet in Restflüssigkeit durch Vortexen (VWR Scientific).
8. 1 mL 1x Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (VWR Scientific) und Spin wie zuvor beschrieben.
9. Wiederholen Sie den PBS 3 x waschen.
10. Verdünnung 1:100 Verdünnung in 1x PBS (10 ul gewaschene C. albicans in 990 ul 1x PBS).
11. Rechnen Sie mit einer Zählkammer (VWR Scientific).
12. Verdünnen auf 10 ⁷ Zellen / ml.

3. Zebrafisch-Infektionen

Experimentelle Dauer: **** (1-3 Stunden)

Schwierigkeitsgrad: ****

1. Sammle Embryonen gemäß § 5 und lagern in Ei-Wasser, 60 mg / L Instant Ocean Salze (Fisher Scientific) in sterilem, deionisiertem Wasser.
2. Mit einem Binokular wie dem Olympus SZ61 (Olympus), dechorionate Embryonen auf Infektion Tag. Verwenden Sie Dumont Dumoxel Pinzette (VWR Scientific), um das Chorion ²⁷ auseinander ziehen wie das Öffnen einer Tüte Chips oder sanft stoßen die Pinzette in der geschlossenen Position in die Chorion und dann langsam öffnen. Die Fische sollten Recht herausspringen des Chorion.
3. Swirl das extra tiefe Petrischale mit dem Deckel auf, um Fische in der Mitte der Schale zu bewegen. Übertragen Fische mit dem Deckel der Schale. Entfernen Sie Ei-Wasser-undersetzen Sie sie durch frische Medien. Fisch hinzufügen, um Medien.
4. Warme Gerichte Larven Injektion in einem Brutschrank bei 28 ° C. Bereiten Tricain Methansulfonat (Western Chemical Inc.) Verdünnung bei 200 ug / ml für Fische betäuben.
5. Zählen Sie die gewünschte Anzahl von Larven für Infektionsforschung (20-50 Fische). Setzen Sie Fisch in Tricain Methansulfonat Lösung und warten Sie 1-2 Minuten, bis sie zum Stillstand kommen.
6. Schalten Sie den MPPI-3 Einspritzeinheit (Applied Scientific Instruments). Sicherstellen, dass der Druckschalter ist auf "Impuls" und die "Pulsdauer" ist mit 3 bis 9 für die PSI-Gegendruck-Einheit eingestellt. Öffnen Sie das Ventil auf die Stickstoff-Tank, bis der Druck auf die Spritzeinheit 30 PSI liest.
7. Legen Sie eine gezogen Mikropipette ²⁸ mit 5 ul gevortexten Candida albicans bei einer Konzentration von 1x10 ⁷ Zellen / ml. Legen Sie die Mikropipette in der Mikropipette Halter (Applied Scientific Instruments). Füllen Sie eine leere extra tiefe Petrischale mit Wasser. Bewegen Sie die Mikropipette, bis die Spitze is in Sichtweite nur die Berührung der Oberfläche des Wassers über Seziermikroskop und Nutzung Dumont Dumoxel Pinzette (VWR Scientific), um die Nadel etwa 3 mm von der Spitze der Pipette gezogen Clip.
8. Drücken Sie den Fußschalter (Applied Scientific Instruments) zu überprüfen, die Nadel wurde abgeschnitten. Sie sollten sehen, die Flüssigkeit zu dispergieren, wenn Sie erfolgreich waren. Der Durchmesser des flüssigen Bolus sollte nicht größer als der Durchmesser der Pupille des Prims ²⁵ Zebrafischlarve (0,21 mm, was eine Kugel von 4,9 nL in Volumen). Passen Sie den Druck entsprechend, wenn die Flüssigkeit Bolus zu groß oder zu klein ist.
9. Betäuben die Fische in Tricain Methansulfonat (200 pg / ml). Sobald die Fische haben aufgehört sich zu bewegen, schwenken Sie die Schale mit dem Deckel auf, bis die Fische sind in der Mitte. Sammle 50 Fische mit einer Transferpipette (Fisher Scientific). Tippen Sie auf die Seite der Pipette, um die Fische gegen die Spitze zu begleichen. Vorsichtig pipettieren Fisch auf die Larven-Agarose Schüssel mit so wenig Flüssigkeit wie möglich.
10. Line-up den Fisch mit einer glatten Glasstab (darauf achten, nicht zu zerdrücken!). Saugen Sie so viel Flüssigkeit wie möglich aus der Schale. Verwenden Sie einen Kimwipe Docht entfernt, um keine Feuchtigkeit.
11. Positionieren Sie den Larven Agarose Gericht mit Fisch unter dem Mikroskop, bis Sie eine gute Sicht auf die Fische und die Nadel zur gleichen Zeit zu bekommen. Bewegen Sie das Glas Nadel gegen den Fisch. Vergrößern Sie sowohl den Fischen und Nadel, wie Sie die Nadel gegen die Fische zu positionieren. Bringen Sie den Glas-Nadel in das Ohr Vesikel ^{27, 29} (Ohr) des ersten Fisch. Du wirst wissen, wenn Sie die Nadel in die Fische sind umgezogen, weil, wenn Sie den Fußschalter (Applied Scientific Instruments) zu drücken, das Hinterhirn Ventrikel hebe leicht.
12. Drücken Sie den Fußschalter (Applied Scientific Instruments) und beobachten Sie die Flüssigkeit im Inneren des Fisches Hinterhirn Ventrikel ²⁷ zu verteilen. Ziehen Sie die Nadel aus der Fisch-und Umzug in den nächsten Fisch. Wiederholen Sie den Vorgang, bis Sie alle Fische auf dem Teller haben, injiziert. Entfernen Sie alle dEAD Fisch und injizieren Ersatz zu halten, die Zahl richtig (50 Fische). Für jede Gruppe von 50 Fischen injiziert eine neue Mikroinjektionsnadel vorbereitet werden müssen, oder die C albicans lässt sich in der Unterseite der Nadel und verstopft, oder wirft die Konzentration injiziert.
13. Waschen Sie den Fisch aus der Schale, durch Verdrehen der Schale und Ei-Spritzen Wasser auf die Fische in ein sauberes extra tiefe Petrischale mit 60 ml Wasser-Ei. Es ist wichtig, nicht um die Fische auf dem Agarose länger als 15-20 Minuten zu verlassen, oder sie werden austrocknen und sterben.
14. Wiederholen Sie die gesamte Einspritzvorgang bis zum Ende. Vergessen Sie nicht, PBS und nicht-pathogene injiziert Kontrollen.
15. Wenn Sie fertig sind, halten die Fische bei 28 ° C
16. Schließen Sie das Ventil Stickstofftank. Bewegen Sie die Spritzeinheit Schalter von "Puls" bis "stetig", um den Druck in der Tankleitung zu entlasten, sollte der Druck auf Null an dieser Stelle fallen zu lassen. Schalten Spritzeinheit zurück zu "Puls". Schalten Sie die Spritzeinheit und säubern Sie den Arbeitsbereich.

4. Vorbereiten der Fische für Imaging

Versuchsdauer: ** (30 Minuten)

Schwierigkeitsgrad: **

1. Bereiten Tricain Methansulfonat Lösung wie vorher (200 pg / ml). Raus aus infizierten Fischen, und überführen sie in Tricain.
2. Bereiten 47,9 ml 0,4% low-melt Agarose (VWR Scientific) in Ei-Wasser. Erhitzen Sie die Lösung durch die Mikrowelle. Abkühlen auf 37 ° C und Add Tricain Methansulfonat (200 pg / ml) zur Mischung
3. Sobald Fische werden in Tricain Methansulfonat, Pipette einzelnen Fische in eine Petrischale (VWR Scientific) mit 0,4% niedrig schmelzende Agarose (VWR Scientific) immobilisiert.
4. Anschließend bewegen Sie den Fisch aus niedrig schmelzenden Agarose in einzelne Vertiefungen einer Glasboden-Spiegel (MatTek Corporation) für die Bildgebung. Verwenden Sie so wenig niedrig schmelzende Agarose wie möglich, damit der Fisch liegt flach auf dem Boden der Schale. Verwenden Sie nur genug von der Tricain-Agarose zu füllen in derner Kreise der Glasboden Gericht.

5. Änderungen im Bereich der Protokolle Jupiter

Mikropipetten für die Mikroinjektion

Experimentelle Dauer: * (10-15 Minuten)

Schwierigkeitsgrad: *

1. Ziehen hohlen Glasstäbe BF120-69-10 (Sutter Instruments) mit einem Flaming Brown Feinpipettenziehvorrichtung Modell P-97 (Sutter Instruments) nach Yuan et al. ^30. Wählen Sie Programm Nr. 7 mit der folgenden Bedingungen Hitze = 470, Velocity = 120, Time = 200. Das resultierende Nadel 8 mm von der Spitze und dem Kegel, einmal in 3 mm über die Spitze hat einen Durchmesser von etwa 10 um abgeschnitten.
2. Legen Sie eine Glasmikropipette in die Halterungen. Wählen Sie "Ziehen". Der Heizfaden die Nadel nach den Programm-Parameter und der Glasstab wird in zwei gezogen Mikropipetten trennen zu erwärmen. Shop Mikropipetten in einer Pipette Aufbewahrungsbox (SuttER Instrumente).

Embryo-Entnahme-, Morpholino-Injektion und Wartung

Experimentelle Dauer: *** (1-2 Stunden)

Schwierigkeitsgrad: ***

3. Sammeln Embryonen gemäß den Verfahren von Rosen et al. ^31. Verwenden Sie einen Kunststoff-Sieb (Wares von Knutsford), um Eier aus dem Laich-Tank (aquatische Habitate) zu sammeln. Halten Sie das Sieb auf den Kopf über eine extra tiefe Petrischale und spülen mit Wasser Tank, um Eier zu sammeln.
4. Für Morpholino Vorbereitung, fügen Sie 300 ul sterilem Wasser auf 300 Nanomol Morpholino (GeneTools, LLC). Daraus ergibt sich eine Arbeitsgruppe Bestand von 1,0 mm.
5. Überprüfen der Konzentration des Morpholino unter Verwendung eines Nanodrop (Thermo Scientific). Wählen Sie "Nukleinsäure und ändern Sie den Typ auf Probe" Anderen "und Wellenlänge auf 265. Geben Sie die Konstante durch Multiplikation des Molekulargewicht des Morpholino durch 1000 dividiert durch die absorptivity-Koeffizienten in der Morpholino-Oligo Karteikarte notiert.
6. Blank die NanoDrop mit 2 ul 0,1 N HCl. Verdünnen Sie 5 ul der Morpholino-Lösung in 95 ul 0,1 N HCl (20x Verdünnung). Setzen Sie 2 ul der Verdünnung auf dem Podest, und klicken Sie NanoDrop Maßnahme. Multiplizieren Sie die Konzentration mit dem Verdünnungsfaktor (20). Man erhält eine Arbeitskonzentration von Morpholino ist. Um die millimolaren Konzentration zu berechnen unterteilen die Konzentration durch das Molekulargewicht der Morpholino erhalten.
7. Bereiten Sie eine Bilanz der Arbeit in Danieau Morpholino-Puffer (58 mM NaCl, 0,7 mM KCl, 0,4 mM MgSO _4, 0,6 mM Ca (NO _{3) 2,} 5,0 mM HEPES, pH 7,6) und 0,01% Phenolrot (VWR Scientific).
8. Für Morpholino Injektion Arbeiten folgen dem Protokoll nach Rosen et al. Und ³¹ Yuan et al. ^30. Spülen Sie Morpholino Injektion Gerichte mit Ei-Wasser und warm bei 28 ° C für 15 Minuten. Entfernen von Wasser aus Injektion Gerichte und ein Line-Up-cell Embryonen in die Nuten der Injektion Schüssel (hergestellt aus Abschnitt 1) ​​mit einer Pipette. Jede Platte wird ein Fassungsvermögen von ungefähr 250 Eier. Inject 1-2 Zell-Stadium Embryonen mit Morpholino. Eier werden in der Ein-Zellen-Stadium für 15 Minuten ²⁷ verbleiben.
9. Spülen Sie injizierten Eier mit Ei-Wasser, wenn Sie fertig (sterilem, deionisiertem Wasser mit 60 mg / L Instant Ocean Salze) werden in 60 ml Ei-Wasser in extra tiefe Petrischalen. Morpholino Injektion Speisen wiederverwendet werden kann. Spülen Sie mit Ei-Wasser, wenn Sie fertig und bei 4 ° C lagern invertiert
10. Für die Lagerung von Embryonen mit 60 ml Wasser, um Ei-Schale. Zählen Sie 110 Embryonen mit einer Transferpipette in separaten extra tiefe Petrischalen mit 60 ml Wasser-Ei. In 0,00003% Methylenblau um das mikrobielle Wachstum und inkubieren Embryonen bei 28 ° C verhindern
11. Zur Beschleunigung der Entwicklung von Embryonen zu halten Embryo Geschirr bei 33 ° C für 24 Stunden und Bühne nach Kimmel et al. ^27, so dass Embryonen zu einem Kopf entwickelnStamm Winkel von 75 ° (25 Prim Stadium ^27).
12. Für Larven-Infektion Arbeit zu halten Embryonen bei 28 ° C nach der Injektion mit C. albicans.
13. Jeder Tag ersetzen Embryo Gerichte mit 60 ml frisches Ei-Wasser.

Imaging

Experimentelle Dauer: ***** (1-5 Stunden)

Schwierigkeitsgrad: ***

14. Bereiten Sie Fisch in niedrig schmelzende Agarose (gemäß Abschnitt 4.2) mit Tricain im Glasboden Imaging-Gerichte (MatTek Corporation) wie oben beschrieben. Anschließend wird die Schale auf einem Olympus IX-81 (Olympus) inverse Mikroskop Bühne. Bringen Sie den Fisch in den Fokus unter 4x Vergrößerung unter Differential Interferenz Kontrast (DIC) Licht. Bilder können mit 4x, 20x erfasst werden, und 40-facher Vergrößerung an der DIC, TRITC (Tetramethylrhodamin-Isothiocyanat) und FITC (Fluoresceinisothiocyanat) Filter-Einstellungen.
15. Verwenden Sie eine Olympus IX-81 mit einem inversen Mikroskop FV-1000 Laser-Scanning-konfokalen System nach Ariga et al. ^32. Führen Sie Zeit-Verläufe bei 40-facher Vergrößerung, indem Sie Z-Stapel mit 1 bis 1,5 mu m Scheiben jede Stunde der Infektion.
16. Für lange Zeit natürlich Bildgebung von 2 Stunden oder mehr, legen Sie eine Schicht von niedrig schmelzenden Agarose auf der Oberseite des Fisches in der Imaging-Schüssel alle 2-3 Stunden. Dies verhindert die Agarose vor dem Austrocknen und Zerkleinern der Fisch während es abgebildet wird. Für längere Zeit Kurse mit einer kleinen Anzahl von Fischen, verwenden Sie ein beheiztes Stufe (Bioptechs Inc.) bis 28 ° C während der Infektionen zu halten.

6. Repräsentative Ergebnisse

Ein Beispiel für eine erfolgreiche Rautenhirn Ventrikels C albicans-Infektion in einem Zebrafischlarve bei 5 Stunden nach der Infektion (hpi) und 24 hpi ist in (1). Makrophagen-artigen Zellen, die mit C verschlungen albicans im Rautenhirn Ventrikel bei 5 hpi gesehen. Bis zum 24. HPI, C. albicans ist in Makrophagen-artigen Zelles in der dorsalen Schwanz Gewebe indikativen von disseminierten Candidiasis. Diese Infektion Ergebnis ist stark abhängig von einer genauen Injektion von 10-15 Hefe-Form C. albicans in das Hinterhirn Ventrikels. Screening der infizierten Fische sofort nach der Injektion kann dies sicherstellen.

Abbildung 1 Transgene FLI1:. EGFP ^{22, 33} Larve mit CaF2-yCherry Candida albicans und abgebildet intravital durch konfokale Mikroskopie infiziert. (AC) 5 Stunden nach der Infektion (A) Infizierte Larve mit EGFP-exprimierenden Makrophagen-ähnlichen Zellen am Ort der Infektion (Hinterhirn Ventrikel) Maßstab = 100 um. (B und C) Stärker vergrößerte Bilder der gleiche Fisch, zeigt C. albicans innerhalb von Fresszellen. Maßstab = 100 mu m für B und 10 um für C (DF) 24 Stunden nach der Infektion (D) Infizierte Larve mit disseminierter Candidiasis mit CaF2-yCherry C. albicans innerhalb EGFP Macrophage-Zellen, die in der dorsalen Schwanz Gewebe. Maßstab = 100 um. (E und F) Stärker vergrößerte Bilder der gleiche Fisch, zeigt C. albicans im Gewebe Schwanz. Maßstab = 100 um.

Diskussion

Der Zebrafisch Mikroinjektion hier vorgestellte Verfahren unterscheidet sich von Gutzman et al. ³⁴ in diesem Hier zeigen wir Injektion durch die Ohr-Vesikel in die Herzkammer Rautenhirn von 36 bis 48 hpf Larven. Die Methode, die wir beschreiben, erlaubt das gleichmäßige Injektion von 10-15 Hefe in die Ventrikel mit eingeschränkter Hinterhirn Gewebeschädigung. Dieses Protokoll erzeugt eine zunächst lokale Infektion, die im ganzen Körper ausbreitet um 24 hpi (Abbildung 1) und fü...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Name des Reagenzes	Firma	Katalog-Nummer	Kommentare (optional)
Laichbehältern	Aquatischer Lebensräume	2L
1,7 ml Röhrchen	Axygen	MCT-175-C
Instant Ocean	Fisher Scientific	S17957C
Extra tiefe Petrischalen	Fisher Scientific	08 bis 757-11Z
Standard-Petrischalen	VWR Scientific	25384-302
Transferpipetten	Fisher Scientific	13 bis 711-7M
Hefeextrakt	VWR wissenschaftlichFIC	90000-726
Pepton	VWR Scientific	90000-264
Traubenzucker	Fisher Scientific	D16-1
Agar	VWR Scientific	90000-760
Einweg Hämocytometer	VWR Scientific	82030-468
Phosphate Buffered Saline	VWR Scientific	12001-986
Dumont Pinzetten Dumoxel	VWR Scientific	100501-806
Holzdübel	VWR Scientific	10805-018
Kimwipes	VWR Scientific	300053-964
Low MeltAgarose	VWR Scientific	12001-722
Agarose zur Injektion Gerichte	VWR Scientific	12002-102
Flaming Brown Feinpipettenziehvorrichtung	Sutter Instruments	P-97
Hohle Glasstäbe	Sutter Instruments	BF120-69-10	Für Glasstäbe glatten Glas durch Erhitzen über Bunsenbrenner
Pipette Aufbewahrungsbox	Sutter Instruments	BX10
MPPI-3 Einspritzsystem	Applied Scientific Instrumentation	MPPI-3
Back-Pressure-Einheit	Applied Scientific Instrumentation	BPU
Mikropipette Holder Kit	Applied Scientific Instrumentation	MPIP
Foot Switch	Applied Scientific Instrumentation	FSW
Mikromanipulator	Applied Scientific Instrumentation	MM33
Magnetfuß	Applied Scientific Instrumentation	Magnetfuß
Tricaine Methansulfonat	Westlichen Chemical Inc.	MS-222
Binokular	Olymp	SZ61 oben SZX-ILLB2-100 Basis
Konfokalmikroskop	Olymp	IX-81 mit FV-1000 Laser-Scanning-konfokalen System
TC-7 Tissue Culture Roller Trommel mit 14-Zoll-Rad Reagenzglas	New Brunswick Scientific	TC-7
Imaging Dishes	MatTek GmbH	P24G-1.0-10-F
Pipettenspitzen zum Be-Nadeln	Eppendorf	930001007
Teller gießen Gitter	Adaptive Science Tools	TU-1
Heiztisch	Bioptechs Inc.	Delta-T-5
Flachen Spatel	VWR Scientific	82027-486
Kunststoffsieben	Wares von Knutsford Online	12 cm
Parafilm	VWR Scientific	52858-000
Vortex Genie	VWR Scientific	14216-184
16 x 150 mm Kulturröhrchen	VWR Scientific	60825-435
NanoDrop	Thermo Scientific	ND 2000
Phenolrot	VWR Scientific	97062-478
HCl	VWR Scientific	87003-216
NaCl	VWR Scientific	BDH4534-500GP
KCl	VWR Scientific	BDH4532-500GP
MgSO 4	VWR Scientific	BDH0246-500GP
Ca (NO 3) 2	VWR Scientific	BDH0226-500GP
HEPES	VWR Scientific	BDH4520-500GP
Morpholinos	GeneTools, LLC