In vivo Verfolgung von Ödementwicklung und mikrovaskulärer Pathologie in einem Modell der experimentellen zerebralen Malaria mit Magnetresonanztomographie

Zusammenfassung

We describe a mouse model of experimental cerebral malaria and show how inflammatory and microvascular pathology can be tracked in vivo using magnetic resonance imaging.

Zusammenfassung

Cerebral malaria is a sign of severe malarial disease and is often a harbinger of death. While aggressive management can be life-saving, the detection of cerebral malaria can be difficult. We present an experimental mouse model of cerebral malaria that shares multiple features of the human disease, including edema and microvascular pathology. Using magnetic resonance imaging (MRI), we can detect and track the blood-brain barrier disruption, edema development, and subsequent brain swelling. We describe multiple MRI techniques that can visualize these pertinent pathological changes. Thus, we show that MRI represents a valuable tool to visualize and track pathological changes, such as edema, brain swelling, and microvascular pathology, in vivo.

Einleitung

Malaria ist ein bedeutendes globales Gesundheitsproblem. ¹ Starke Malaria ist zum Teil durch zerebrale Beteiligung gekennzeichnet und ist oft ein schlechter prognostischer Faktor. Zerebrale Beteiligung ist bei Kindern unter dem Alter von fünf Jahren in Gebieten mit hoher Malariaübertragung üblich und stellt die Hauptursache für den malariabedingten Tod in dieser Altersgruppe dar. ¹ Während aggressive Behandlung lebensrettend sein kann, kann der Nachweis von zerebraler Malaria, vor allem in frühen Stadien, schwierig sein. Die pathologischen Prozesse, die an der zerebralen Malaria beteiligt sind, umfassen mikrovaskuläre Störungen und zerebrales Ödem, die zu einer schweren Hirnschwellung führen können. In diesem Artikel stellen wir ein Magnetresonanztomographie-Protokoll (MRT) vor, das eine Ganz-Gehirn- In-vivo -Bildgebung von experimentellen zerebralen Malaria (ECM) ermöglicht. Ganze Hirn-hochauflösende Bildgebungsverfahren wurden bei dieser Erkrankung weitgehend nicht ausgelastet, obwohl wenig darüber bekannt ist, wie ECM in der Zentrale initiiert wirdNervensystem oder welche spezifischen Mechanismen zur Krankheit führen. In-vivo stellt die MRT, die das gesamte Gehirn abdeckt, ein wichtiges Forschungsinstrument dar, um ein besseres Verständnis der ECM-Pathologie zu erhalten. MRT ist in der Lage, globale zerebrale Hirnschwellung zu beurteilen, die vor kurzem als ein wichtiger Prädiktor des Todes nicht nur in ECM, sondern auch in der menschlichen zerebralen Malaria erkannt wurde. ^{2 , 3} Starke Hirnschwellung tritt bei tödlichen Krankheiten auf und stellt eine von mehreren pathologischen Merkmalen zwischen den ECM-Modellen und menschlichen Erkrankungen dar, einer Krankheit, die sowohl durch entzündliche als auch durch mikrovaskuläre Veränderungen gekennzeichnet ist. ⁴

ECM kann in CBA- oder C57BL-Mäusen durch Infektion mit tödlichem Plasmodium berghei ANKA induziert werden. ⁵ Der Beginn des ECM tritt typischerweise zwischen den Tagen 6 und 10 nach der Infektion auf und führt zu einer Anpassung, Ataxie, Atemnot und Koma, die zu Rap führenId Tod ⁴ Die Rapid Murine Coma und Verhaltenskala (RMCBS) ist eine hilfreiche Bewertung, um klinische Symptome von ECM zu bewerten. Es besteht aus 10 Parametern, die jeweils von 0 bis 2 mit einer maximal möglichen Punktzahl von 20 bewertet wurden. ⁶ Vor kurzem zeigten wir eine gute Übereinstimmung zwischen der Schwere der RMCBS-Scores bei ECM-Mäusen und pathologischen Veränderungen, die durch MRT gezeigt wurden. ⁷ In diesem Protokoll beschreiben wir die ECM-Induktion bei Mäusen und in vivo Magnetresonanztomographie von Mäusen mit ECM.

Protokoll

Alle Tierversuche, die in diesem Artikel berichtet wurden, wurden nach der Föderation für Laboratoriums-Tierwissenschaftliche Verbände (FELASA) Kategorie B und den GV-SOLAS-Standardrichtlinien der Gesellschaft durchgeführt und wurden von den örtlichen deutschen Behörden in Karlsruhe (Regierungspräsidium Karlsruhe) genehmigt , Deutschland). Bitte beachten Sie, dass biosavety Level 2 für Moskito und Plasmodium berghei ANKA Sporozoiten Arbeit gilt.

1. Infektion

1. Infos Anopheles stephensi Mücken mit Plasmodium berghei ANKA durch Fütterung für 15 min auf einer gametozythen Maus. Halten Sie die infizierten Mücken bei 80% Luftfeuchtigkeit und 21 ° C.
2. Sammeln Sie weibliche Moskitos aus ihrem Käfig 17 bis 22 Tage nach dem Blut Mahlzeit. Lege sie auf Eis, um sie zu betäuben.
3. Mit Pinzette, legen Sie drei bis vier Mücken auf eine Glasrutsche mit einem Tropfen kaltes RPMI-Medium bedeckt. Legen Sie die Folie unter ein Mikroskop.
4. Mit Pinzette, sorgfältig strecken die Moskito zwischen Kopf und Körper. Die Speicheldrüse mit einer Spritze und Nadel isolieren. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit den verbleibenden Mücken.
5. Sammeln Sie die Speicheldrüsen aus der Glasrutsche, indem Sie sie mit einer Glaspipette aufsaugen und in einem 1,5 mL Zentrifugenröhrchen sammeln.
   ANMERKUNG: Abhängig von den Infektionsraten können in der Regel 8.000 bis 15.000 infektiöse Sporozoiten pro Speicheldrüse erhalten werden.
6. Für ca. 3 min zerschlagen die isolierten Speicheldrüsen im Zentrifugenröhrchen mit einem kleinen Plastikstab, um die Sporozoiten aus dem Speicheldrüsengewebe zu isolieren.
7. 3 min bei 1000 xg und 4 ° C zentrifugieren, um die Sporozoiten aus dem verbleibenden Gewebe zu reinigen.
8. Den Überstand, der die Sporozoiten (SPZ) enthält, zu einem neuen Zentrifugenröhrchen pipettieren und die gereinigten Sporozoiten in einem Neubauer-Hämocytometer zählen.
9. Die Konzentration der gereinigten Sporozoiten auf 10.000 / ml durch Zugabe von PhOhhat-gepufferte Kochsalzlösung.
10. Injizieren Sie insgesamt 1.000 Sporozoiten (0,1 ml) in die Schwanzvenen von Inzucht-C57BL / 6-Mäusen, um eine Infektion einzuleiten. Um die Injektionen zu erleichtern, legen Sie die C57BL / 6-Mäuse in einen Restrainer und setzen die Schwänze in warmes (ca. 37 ° C) Wasser, um die Visualisierung der Schwanzvenen zu unterstützen.
    HINWEIS: Die Injektion selbst ist eine kurze Vorgehensweise, die innerhalb von wenigen Sekunden durchgeführt werden kann.
11. Einmal täglich, überprüfen Sie die Blutstadium-Parasitämie auf Blutabstriche ab dem 3. Tag nach der SPZ-Infektion.
    HINWEIS: Die Überwachung der Parasitämie wurde zuvor in einem JoVE-Artikel von Mueller et al. ⁸
12. Bewerte die Mäuse einmal täglich mit der Rapid Murine Coma und Verhaltenskala (RMCBS) Score, beginnend ab Tag 5 nach der Sporozoiten-Injektion.
    HINWEIS: Eine detaillierte Beschreibung dieses Verfahrens, einschließlich einer Videodemonstration, wurde von Caroll et al. ⁶
13. BeurteilenDie Mäuse mit MRT-Bildgebung nach dem RMCBS-Score und die zu behandelnde Forschungsfrage. ⁶

2. Magnetresonanzbildgebung

1. Führen Sie MRT auf einem 9.4T kleinen Tier-Scanner mit einem Volumen-Resonator für Radiofrequenz-Übertragung und eine 4-Kanal-Phased-Array-Oberfläche Empfangsspule. Schalten Sie das temperaturgesteuerte Wasserbad auf 42 ° C ein, um die Körpertemperatur der Maus aufrechtzuerhalten.
2. Anästhesie in einer Kammer mit 2% Isofluran und Druckluft einführen, bis die Maus nicht mehr auf eine Zehensperre reagiert. Pflegen Sie die Anästhesie bei 1-1,5%.
3. Lege einen Schwanzvenenkatheter in die Schwanzvene der Maus. Positionieren Sie die Maus für MRT, indem Sie sie anfällig und mit einem knusprigen Rücken auf einem Tierbett mit einem Vorhängeschloss und Zahnstange ausgestattet, um Kopfbewegung zu minimieren. Achten Sie darauf, die Halswirbelsäule der Maus nicht zu begradigen.
4. Verbinden Sie ein Kontrastmittel-Injektionssystem mit dem Schwanzvenenkatheter. Verwenden Sie ein maßgeschneidertes Injektionssystem, das mit einer Gd-DTPA (0,3 mmol / kg) Spritze gefüllt ist, oder verwenden Sie PE-Schlauch, der mit einer Gd-DTPA (0,3 mmol / kg) Spritze verbunden ist.
5. Tragen Sie Dexpanthenol Augensalbe auf beide Augen. Legen Sie die 4-Kanal-Phased-Array-Oberflächenempfänger-Kopfspule auf den Kopf der Maus. Legen Sie ein Atemschutz auf die Rückseite der Maus und verbinden Sie es mit einem Atmungsüberwachungsgerät.

3. Imaging-Protokoll

HINWEIS: Wählen Sie nach den zu behandelnden Forschungsfragen Bildgebungssequenzen aus dem unten aufgeführten Protokoll aus. Alle aufgeführten Parameter gelten für die MRI-Software, müssen aber eventuell angepasst werden, wenn andere Softwareprogramme verwendet werden.

1. Beginnen Sie mit einem Lokalisierungs-Scan, um sicherzustellen, dass das Maus-Gehirn im Isozentrum des Magneten ist.
2. Um das vasogene Ödem qualitativ zu beurteilen, verwenden Sie die 3D T2-gewichtete Bildgebung, indem Sie eine Multi-Slice-RARE-Sequenz auswählen.
   1. Geben Sie die folgenden paRameters in die MRI-Software: Wiederholzeit = 2.000 ms, Echozeit = 22 ms, isotrope Auflösung = 0,1mm, Gesichtsfeld = 20 x 10 x 12 mm ³ ; Matrix = 200 x 100 x 120, Flipwinkel = 90-180 °; (Spin-Echo) und seltener Faktor = 8. Starten Sie die Sequenz und warten Sie 10 min 48 s, um die Rohbilder zu erwerben.
3. Um das vasogene Ödem quantitativ zu beurteilen, führen Sie die T2-Relaxometrie durch, indem Sie eine mehrfache, mehrfache Spin-Echo-Sequenz auswählen.
   1. Verwenden Sie die folgenden Parameter: Wiederholzeit = 3.100 ms, Echozeit = 8-136 ms in Schritten von 8 ms, Anzahl der Scheiben = 17, Scheibendicke = 0,7 mm, in der Ebenenauflösung = 0,116 mm x 0,166 mm, Gesichtsfeld 20 X 20 mm ² , Matrix = 172 x 172, Flipwinkel = 90-180 Grad; (Spin-Echo). Starten Sie die Sequenz und warten Sie 8 min 53 s, um die Rohbilder zu erwerben.
4. Zur quantitativen Beurteilung sowohl des vasogenen Ödems als auch des zytotoxischen Ödems führen Sie diffusionsgewichtete Bildgebung / scheinbare Diffusionskohle durch(ADC) -Kartierung durch Auswahl einer Spin-Echo-EPI-Diffusionssequenz.
   1. Verwenden Sie die folgenden Parameter: Wiederholzeit = 3.400 ms, Echozeit = 20 ms, Scheibenstärke = 0,7 mm, Anzahl der Scheiben = 17, Anzahl der diffusionsempfindlichen Richtungen = 30, b-Wert = 1.500 s / mm ² , δ = 3 ms , Δ = 9 ms, partieller Fourier-Codierungsbeschleunigungsfaktor = 1,51, Gesichtsfeld = 12 x 15 mm ² , Matrix = 96 x 128, in der Ebene Auflösung = 0,125 mm x 0,177 mm, Flipwinkel = 90-180 Grad und Anzahl der Sättigungsscheiben (sagittal) = 1. Starten Sie die Sequenz und warten Sie 7 min 56 s, bis die Rohbilder erfasst werden.
5. Um Mikrohäuten zu beurteilen, verwenden Sie 3D T2 * -gewichtete Bildgebung. Wählen Sie eine flusskompensierte FLASH-Sequenz aus.
   1. Geben Sie die folgenden Parameter in die MRI-Software ein: Wiederholzeit = 2.000 ms, Echozeit = 22 ms, isotrope Auflösung 0,08 mm, Gesichtsfeld = 32 x 15 x 8 mm ³ , Matrixgröße = 400 x 188 x 100 und fLippenwinkel = 12 Grad. Starten Sie die Sequenz und warten Sie 15 min 40 s, um die Rohbilder zu erwerben.
6. Um die arterielle Durchgängigkeit zu beurteilen, verwenden Sie die Zeit der Flugangiographie, indem Sie eine 3D-FLASH-Sequenz auswählen.
   1. Verwenden Sie die folgenden Parameter in der MRI-Software: Wiederholzeit = 16 ms, Echozeit = 3,5 ms, Scheibendicke = 0,07 mm, in der Ebene Auflösung = 0,104 x 0,104 mm, Gesichtsfeld = 20 x 20 x 10 mm ³ , Matrix = 192 x 192 x 142 und Flipwinkel = 15 Grad. Starten Sie die Sequenz und warten Sie 7 min 16 s, bis die Bilder aufgenommen sind.
7. Um die Blut-Hirn-Barriere-Störung zu beurteilen, verwenden Sie die 3D T1-gewichtete Bildgebung vor und nach einer Kontrastmittelinjektion von 0,3 mmol / kg. Wählen Sie eine hochfrequenzverdünnte FLASH-Sequenz mit einer globalen Hochfrequenzanregung.
   1. Verwenden Sie die folgenden Sequenzparameter in der MRI-Software: Wiederholzeit = 5 ms, Echozeit = 1,9 ms, isotrope Auflösung = 0,156 mm, Sichtfeld 20 x 18,7X 18,7 mm ³ , Matrix 128 x 120 x 120 und Flipwinkel = 8,5 ° ;. Starten Sie die Sequenz und warten Sie 1 min 14s, bis die Bilder aufgenommen sind.

4. Bildverarbeitung und -analyse

1. Um die Blut-Hirn-Schranken-Störung zu analysieren, subtrahieren Sie 3D-nicht-verbesserte T1-gewichtete Bilder aus verbesserten T1-gewichteten Bildern mit dem Arithmetik- oder Bildrechner-Tool in ImageJ. Auswertung der Subtraktionsbilder für eine Signalerhöhung, die der Blut-Hirn-Barriere-Störung entspricht. ⁹
2. Um das Gehirnvolumen zu analysieren, verwenden Sie native 3D T1- oder 3D T2-gewichtete Datensätze. Abgrenzung des Gehirns von der olfaktorischen Glühbirne zum Kleinhirn mit dem Segmentierungseditor. ¹⁰
3. Vasogenes Ödem
   1. Verarbeiten Sie die T2-Relaxometriedaten mit MRI-Software oder verwenden Sie ein nichtlineares Verfahren der kleinsten Quadrate. ¹¹ Diffusionsgewichtete Daten verarbeiten, um ADC-Karten mit MRI-Sof zu erhaltenTware oder FDT Toolbox (siehe Material Tabelle ).
   2. Orte von Interesse manuell in die verschiedenen anatomischen Regionen stellen.
      HINWEIS: Die automatische Platzierung von interessierenden Regionen kann aufgrund einer signifikanten Hirnschwellung falsch registriert werden. Die T2-mal und die ADC-Werte der gewählten anatomischen Regionen werden auf diese Weise erhalten.
4. Um das Mikrohämiralvolumen zu analysieren, beschreiben Sie Mikrohäuten, die als eiförmige, dunkle Foci auf T2 * -gewichteten Datensätzen erscheinen, mit dem Segmentierungseditor.

Ergebnisse

Bei C57BL / 6-Mäusen können die ersten klinischen Symptome von ECM zwischen den Tagen 6 und 10 nach der Infektion mit P. berghei ANKA Sporozoiten beobachtet werden. ECM entwickelt sich in 60 - 80% der infizierten Mäuse und entwickelt sich innerhalb von 24 bis 48 Stunden schnell zu Koma und Tod. Im Gegensatz dazu Mäuse, die nicht entwickeln ECM sterben nach der zweiten Woche nach der Infektion von schweren Anämie aufgrund von Hyperparasitämie. ¹²

Diskussion

In diesem Artikel beschreiben wir ein Ganz-Gehirn-MRT-Protokoll, um Veränderungen in der experimentellen zerebralen Malaria abzugrenzen. Wir glauben, dass die MRT bisher in der Malariaforschung unter- gebraucht wurde und hofft, dass unsere Protokolle anderen Forschern helfen werden. Wir möchten einige zusätzliche Punkte beschreiben, die hilfreich sein können.

Wenn schwer kranke Mäuse abgebildet sind, ist die Positionierung entscheidend. Wegen des erhöhten intrakraniellen Drucks sind M?...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Isoflurane	Baxter	1001747	for anesthesia
Dotarem	Guebert	1086923	Gd-DTPA contrast agent; 0.5 mmol/mL
Amira (Image Processing Program)	FEI Group		Version Amira 5.3.2
MATLAB	The MathWorks, Inc.,		Release 2012b
FDT toolbox	FMRIB's Software Library	http://www.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fdt/index.html