Tracciamento in vivo di sviluppo dell'edema e patologia microvascolare in un modello di malaria cerebrale sperimentale mediante l'utilizzo di immagini a risonanza magnetica

Riepilogo

We describe a mouse model of experimental cerebral malaria and show how inflammatory and microvascular pathology can be tracked in vivo using magnetic resonance imaging.

Abstract

Cerebral malaria is a sign of severe malarial disease and is often a harbinger of death. While aggressive management can be life-saving, the detection of cerebral malaria can be difficult. We present an experimental mouse model of cerebral malaria that shares multiple features of the human disease, including edema and microvascular pathology. Using magnetic resonance imaging (MRI), we can detect and track the blood-brain barrier disruption, edema development, and subsequent brain swelling. We describe multiple MRI techniques that can visualize these pertinent pathological changes. Thus, we show that MRI represents a valuable tool to visualize and track pathological changes, such as edema, brain swelling, and microvascular pathology, in vivo.

Introduzione

La malaria è un grave problema di salute globale. ¹ La malaria grave è caratterizzata in parte dal coinvolgimento cerebrale e spesso è un fattore prognostico scarso. Il coinvolgimento cerebrale è comune nei bambini al di sotto dei cinque anni in aree di trasmissione di malaria elevata e rappresenta la causa principale della morte correlata alla malaria in quel gruppo di età. ¹ Mentre il trattamento aggressivo può essere salvato, il rilevamento della malaria cerebrale, soprattutto nelle fasi iniziali, può essere difficile. I processi patologici coinvolti nella malaria cerebrale includono la disfunzione microvascolare e l'edema cerebrale, che possono portare a rigonfiamenti del cervello. In questo articolo, presentiamo un protocollo di risonanza magnetica (MRI) che consente l'imaging in vivo di tutta la cervello della malaria cerebrale sperimentale (ECM). I metodi di imaging ad alta risoluzione ad intero cervello sono stati ampiamente inutilizzati in questa malattia, anche se poco conosciuto su come l'ECM inizia nel centroIl sistema nervoso o quali meccanismi specifici conducono alla malattia. La risonanza magnetica in vivo , che copre l'intero cervello, rappresenta un importante strumento di ricerca per ottenere una migliore comprensione della patologia ECM. La MRI è in grado di valutare il gonfiore del cervello cerebrale globale, che è stato recentemente riconosciuto come un importante predittore della morte non solo in ECM, ma anche nella malaria cerebrale umana. ^{2 , 3} Il gonfiore cerebrale si manifesta in malattie fatali e rappresenta una delle caratteristiche patologiche tra i modelli ECM e la malattia umana, una malattia caratterizzata da alterazioni infiammatorie e microvascolari. ⁴

ECM può essere indotto nei topi CBA o C57BL attraverso l'infezione con letale Plasmodium berghei ANKA. ⁵ L'insorgenza di ECM si verifica tipicamente tra i giorni 6 e 10 dopo l'infezione e produce risultati di attaccamento, atassia, distress respiratoria e coma, che portano a rapId di morte. ⁴ La Coma di Rapid Murine e la Scala del Comportamento (RMCBS) è un utile punteggio per valutare i sintomi clinici di ECM. È composto da 10 parametri, ognuno segnato da 0 a 2, con un punteggio massimo di 20 possibile. ⁶ Recentemente, abbiamo mostrato un buon accordo tra la gravità dei punteggi RMCBS nei topi ECM e le modificazioni patologiche dimostrate da MRI. ⁷ In questo protocollo, descriviamo l'induzione di ECM nei topi e la rappresentazione in vivo di risonanza magnetica dei topi con ECM.

Protocollo

Tutti gli esperimenti sugli animali riportati in questo articolo sono stati condotti secondo le linee guida della Federazione per le Associazioni di Scienza degli Animali del Laboratorio (FELASA) e le norme standard della Società di Scienze del Laboratorio (GV-SOLAS) e sono state approvate dalle autorità locali tedesche a Karlsruhe (Regierungspräsidium Karlsruhe , Germania). Si prega di notare che il livello 2 di biosavidità si applica alla zanzara e al lavoro di sporozoite Plasmodium berghei ANKA.

1. Infezione

1. Infettare Anopheles stephensi zanzare con Plasmodium berghei ANKA alimentandole per 15 minuti su un topo gametocytemico. Mantenere le zanzare infette con umidità del 80% e 21 ° C.
2. Raccogli le zanzare femminili dalla loro gabbia da 17 a 22 giorni dopo il pasto del sangue. Posizionarli sul ghiaccio per anestetizzarli.
3. Usando le pinze, piazzate tre o quattro zanzare su una vetrata in vetro coperta da una goccia di mezzo RPMI a freddo. Posizionare la diapositiva sotto un microscopio.
4. Usando le pinze, allungare attentamente la zanzara tra la testa e il corpo. Isolare la ghiandola saliva utilizzando una siringa e un ago. Ripetere questa procedura con le zanzare restanti.
5. Raccogliere le ghiandole salivari dal vetrino vetrino succhiandole con una pipetta di vetro e raccoglierle in un tubo da centrifuga da 1,5 ml.
   NOTA: A seconda delle frequenze di infezione, possono essere ottenute da 8 a 15.000 sporozoiosi infettive per ghiandola saliva.
6. Per circa 3 minuti, distruggere le ghiandole salivari isolate all'interno del tubo di centrifuga con un piccolo bastone di plastica per isolare gli sporozoi dal tessuto ghiandolare salivare.
7. Centrifugare per 3 minuti a 1.000 xg e 4 ° C per purificare le sporozoie dal tessuto rimanente.
8. Pipettare il surnatante, che contiene gli sporozoietti (SPZ), in un nuovo tubo di centrifuga e contare i sporozoiemi purificati in un neutro di hemocytometer Neubauer.
9. Regolare la concentrazione di sporozoiemi purificati a 10.000 / mL aggiungendo phSalina tampone osfato.
10. Iniettare un totale di 1.000 sporozoiti (0.1 mL) nelle vene della coda dei topi C57BL / 6 inbred per iniziare l'infezione. Per facilitare le iniezioni, posizionare i topi C57BL / 6 in un contenitore e mettere le code in acqua calda (circa 37 ° C) per assistere alla visualizzazione delle vene della coda;
    NOTA: L'iniezione stessa è una procedura breve che può essere eseguita entro pochi secondi.
11. Una volta al giorno, controllare la parassitemia dello stadio del sangue sui rilievi del sangue dal 3 ° giorno dopo l'infezione da SPZ.
    NOTA: Il monitoraggio della parassitemia è stato precedentemente visualizzato in un articolo di JoVE di Mueller et al. ⁸
12. Valutare i topi una volta al giorno con il punteggio Coma Rapid Coma e Comportamento (RMCBS), a partire dal giorno 5 dopo l'iniezione di sporozoite.
    NOTA: Una descrizione dettagliata di questa procedura, inclusa una dimostrazione video, è stata pubblicata da Caroll et al. ⁶
13. ValutareI topi con immagini RM in base al punteggio RMCBS e alla domanda di ricerca da affrontare. ⁶

2. Impostazione di risonanza magnetica

1. Eseguire la MRI su un piccolo scanner animale 9,4T utilizzando un risonatore di volume per la trasmissione di radiofrequenza e una bobina di ricevitore di superficie a matrice a 4 canali. Accendere il bagno d'acqua controllato dalla temperatura a 42 ° C per mantenere la temperatura corporea del mouse.
2. Indurre l'anestesia in una camera usando 2% isoflurano e aria compressa finché il topo non reagisce più a un pizzico di punta. Mantenere l'anestesia a 1-1,5%.
3. Posizionare un catetere della coda della coda nella vena della coda del mouse. Posizionare il mouse per la risonanza magnetica, posizionandolo inclinato e con schiena crudelata su un letto animale dotato di un blocco di testa e di un dente per minimizzare il movimento della testa. Fare attenzione a non raddrizzare la colonna cervicale del mouse.
4. Collegare un sistema di iniezione del agente di contrasto al catetere della coda della coda. Utilizzare un sistema di iniezione su misura con una siringa Gd-DTPA (0,3 mmol / kg) o utilizzare tubi PE collegati ad una siringa Gd-DTPA (0,3 mmol / kg).
5. Applicare un occhio di dexpanthenol agli occhi. Collocare la bobina di testa del ricevitore di superficie a matrice a 4 canali sulla testa del mouse. Posizionare un rilievo di respirazione sul retro del mouse e collegarlo ad un dispositivo di monitoraggio della respirazione.

3. Imaging Protocol

NOTA: Scegliere le sequenze di imaging dal protocollo elencato di seguito in base alle domande di ricerca da affrontare. Tutti i parametri elencati sono validi per il software MRI, ma potrebbero essere necessari aggiustamenti se vengono utilizzati altri programmi software.

1. Iniziare eseguendo una scansione di localizzazione per assicurarsi che il cervello del mouse sia nell'isocentro del magnete.
2. Per valutare qualitativamente l'edema vasogenico, utilizzare 3D imaging ponderato con T2 selezionando una sequenza RARE multi-slice.
   1. Immettere il seguente paRameters nel software MRI: tempo di ripetizione = 2.000 ms, tempo di eco = 22 ms, risoluzione isotropica = 0.1mm, campo visivo = 20 x 10 x 12 mm ³ ; Matrice = 200 x 100 x 120, angolo di rotazione = 90-180 °; (Spin-echo) e fattore raro = 8. Avviare la sequenza e attendere 10 min 48 s per acquisire le immagini grezze.
3. Per valutare quantitativamente l'edema vasogenico eseguire la rilassometria T2 selezionando una sequenza multipla di eco multipli di spin.
   1. Utilizzare i seguenti parametri: tempo di ripetizione = 3.100 ms, echo time = 8-136 ms in incrementi di 8 ms, numero di fette = 17, spessore di spessore = 0.7 mm, in risoluzione piano = 0.116 mm x 0.116 mm, campo visivo 20 X 20 mm ² , matrice = 172 x 172, angolo di rotazione = 90-180 gradi; (Spin-echo). Avviare la sequenza e attendere 8 min 53 s per acquisire le immagini originali.
4. Per valutare quantitativamente sia l'edema vasogenico che l'edema citotossico, effettuare un'immagine ponderata diffusione / apparente diffusione coeMappatura Fficient (ADC) selezionando una sequenza di diffusione EPI di spin-echo.
   1. Utilizzare i seguenti parametri: tempo di ripetizione = 3.400 ms, tempo di echo = 20 ms, spessore di spessore = 0.7 mm, numero di fette = 17, numero di sensi sensibili alla diffusione = 30, valore b = 1.500 s / mm ² , δ = 3 ms , Δ = 9 ms, fattore di accelerazione parziale Fourier encoder = 1,51, campo visivo = 12 x 15 mm ² , matrice = 96 x 128, risoluzione in-plane = 0,125 mm x 0,117 mm, angolo di rotazione = 90-180 gradi e Numero di fasce di saturazione (sagittale) = 1. Avviare la sequenza e attendere 7 min 56 s fino a acquisire le immagini grezze.
5. Per valutare i microemorramenti, utilizzare l'imaging in 3D T2 *. Selezionare una sequenza FLASH compensata dal flusso.
   1. Immettere i seguenti parametri nel software MRI: tempo di ripetizione = 2.000 ms, tempo di eco = 22 ms, risoluzione isotropica 0.08 mm, campo visivo = 32 x 15 x 8 mm ³ , dimensione matrice = 400 x 188 x 100 e fL'angolo del labbro = 12 gradi. Avviare la sequenza e attendere 15 min 40 s per acquisire le immagini originali.
6. Per valutare la libertà arteriosa, utilizzare il tempo di angiografia del volo selezionando una sequenza FLASH 3D.
   1. Utilizzare i seguenti parametri nel software MRI: tempo di ripetizione = 16 ms, tempo di echo = 3,5 ms, spessore della fetta = 0,07 mm, risoluzione in-plane = 0,104 x 0,104 mm, campo visivo = 20 x 20 x 10 mm ³ , matrice = 192 x 192 x 142 e angolo di rotazione = 15 gradi. Avviare la sequenza e attendere 7 min 16 s fino a acquisire le immagini.
7. Per valutare la perturbazione della barriera emato-sangue, utilizzare l'imaging 3D T1-ponderato prima e dopo l'iniezione di un agente di contrasto di 0,3 mmol / kg. Selezionare una sequenza FLASH viziata con frequenza radio con un'eccitazione globale a radiofrequenza.
   1. Utilizzare i seguenti parametri di sequenza nel software MRI: tempo di ripetizione = 5 ms, tempo di eco = 1,9 ms, risoluzione isotropica = 0,156 mm, campo visivo 20 x 18,7X 18,7 mm ³ , matrice 128 x 120 x 120 e angolo di avvolgimento = 8,5 ° ;. Avviare la sequenza e attendere 1 min. 14s fino a acquisire le immagini.

4. Elaborazione e analisi delle immagini

1. Per analizzare la perturbazione della barriera emato-sangue, sottrarre immagini in 3D non migliorate con T1 da immagini aumentate di T1 con lo strumento aritmetico o con il calcolatore di immagini in ImageJ. Valutare le immagini di sottrazione per un aumento del segnale, che corrisponde alla rottura della barriera emato-sangue. ⁹
2. Per analizzare il volume del cervello, utilizzare i nativi 3D T1 o 3D T2-weighted set di dati. Delineare il cervello dalla lampadina olfattiva al cervelletto usando l'editor di segmentazione. ¹⁰
3. Edema vasogenico
   1. Processare i dati della rilassometria T2 con il software MRI o utilizzare una procedura di adattamento non lineare di minimi quadrati. ¹¹ Dati di diffusione di processo elaborati per ottenere mappe ADC usando il sof MRITware o FDT (vedi tabella dei materiali ).
   2. Posizionare manualmente le regioni di interesse nelle varie regioni anatomiche.
      NOTA: il posizionamento automatico di regioni di interesse può registrarsi in modo errato a causa di un rigonfiamento del cervello significativo. I valori T2 e ADC delle regioni anatomiche scelte sono ottenuti in questo modo.
4. Per analizzare il volume di microemorragia, delineare microemorramenti, che appaiono come ovoidi, foci scuri su set di dati ponderati T2 *, utilizzando l'editor di segmentazione.

Risultati

Nei topi C57BL / 6 i primi sintomi clinici di ECM possono essere osservati nei giorni 6 e 10 dopo l'infezione con sporozoites P. berghei ANKA . ECM si sviluppa nel 60-80% dei topi infetti e progredisce rapidamente al coma e alla morte entro 24 - 48 h. Al contrario, i topi che non sviluppano ECM muoiono dopo la seconda settimana dopo l'infezione da anemia grave a causa di iperparastasiemia. ¹²

Discussione

In questo articolo, descriviamo un protocollo MRI intero a cervello per delineare i cambiamenti nella malaria cerebrale sperimentale. Riteniamo che la risonanza magnetica sia stata poco utilizzata nella ricerca sulla malaria e speriamo che i nostri protocolli aiuteranno altri investigatori. Vorremmo descrivere alcuni punti aggiuntivi che possono essere utili.

Se i topi gravemente malati vengono imaged, il posizionamento è cruciale. A causa di una maggiore pressione intracranica, i topi sono...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Isoflurane	Baxter	1001747	for anesthesia
Dotarem	Guebert	1086923	Gd-DTPA contrast agent; 0.5 mmol/mL
Amira (Image Processing Program)	FEI Group		Version Amira 5.3.2
MATLAB	The MathWorks, Inc.,		Release 2012b
FDT toolbox	FMRIB's Software Library	http://www.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fdt/index.html