JoVE Logo
Autoren
Kontakt

Anmelden

Zum Anzeigen dieser Inhalte ist ein JoVE-Abonnement erforderlich. Melden Sie sich an oder starten Sie Ihre kostenlose Testversion.

In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir Ihnen eine zuverlässige und einfache zweidimensionale (2D) Coculture-System für das Studium der Interaktion zwischen Tumorzellen und Knochenmark Adipozyten, die eine doppelte Wirkung von Melanom Zelle abgeleitet Faktoren auf das Knochenmark Adipozyten enthüllt Differenzierung und stellt auch eine klassische Methode für die mechanistischen Studie von Knochenmetastasen.

Zusammenfassung

Das Übersprechen zwischen dem Knochenmark Adipozyten und Tumorzellen kann eine entscheidende Rolle im Prozess der Knochenmetastasen. Eine Vielzahl von Methoden stehen zur Verfügung für das bedeutende Übersprechen zu studieren; ein zweidimensionales Transwell-System für die Coculture bleibt jedoch ein Klassiker, zuverlässig, und einfache Möglichkeit für diese Studie Übersprechen. Hier präsentieren wir Ihnen ein detailliertes Protokoll, das die Coculture von Knochenmark Adipozyten und Melanomzellen zeigt. Dennoch könnte ein solches Coculture System nicht nur einen Beitrag zur Erforschung der Zelle Signal Transductions von Krebszellen durch Knochenmark Adipozyten induziert, sondern auch in die Zukunft mechanistischen Studie von Knochenmetastasen die neue therapeutische Zielstrukturen für Knochen zeigen kann Metastasierung.

Einleitung

Knochenmetastasen sind weit verbreitet bei fortgeschrittenem Krebs-Patienten, aber eine kurative Behandlung ist noch nicht verfügbar. Darüber hinaus spezialisiert auf Energie als Fett zu speichern, unterstützen Adipozyten Tumorwachstum und Metastasierung im Knochenmark und anderen Organen1,2,3,4,5,6. Darüber hinaus spielen Adipozyten eine wesentliche Rolle bei der Regulierung der Krebs Zelle Biologie7,8,9,10 und Stoffwechsel4,11,12 ,13,14,15,16, so gut wie in Knochen Metastasen1,4,12. In der Nische des Knochenmarks können Adipozyten auch Auswirkungen auf das biologische Verhalten von Krebs Zellen4,6,17. Das Zusammenspiel von Knochenmark Adipozyten und Krebszellen mit Osteotropism ist bedeutsam für das Verständnis von Knochenmetastasen. Jedoch ist wenig bekannt.

Basierend auf aktuellen Studien, werden verschiedene Methoden auf Adipozyten, einschließlich zwei- oder dreidimensionale (2/3D) und ex-Vivo Kulturen17,18,19,20,21angewendet. Vor kurzem, Herroon Et Al. entwickelt ein neues 3D-Kultur-Konzept für Interaktionen von Knochenmark Adipozyten mit Krebs Zellen22zu untersuchen. Obwohl die 3D Coculture ist optimal für die Nachahmung physiologischen Wechselwirkungen zwischen Adipozyten und Krebs-Zellen in Vivo, es leidet unter schlechten Reproduzierbarkeit22,23. Im Vergleich zu einem 2D Coculture System kann ein 3D Coculture System verschiedene zelluläre Phänotypen, wie Zelle Morphologie21,22,24,25,26vorsehen. Darüber hinaus kann die ex-Vivo -Kultur der isolierten Spongiosa gewebefragmente zu einer robusten Auswuchs der Adipozyten aus kultivierten Knochenmark Zellen17führen.

Im Gegensatz zu diesen früheren Modellen bleibt jedoch das 2D zellenmodell Kultur eine klassisch, zuverlässige und einfache Technik für schnell scannen Kandidat Moleküle und die Phänotypen verändert in Adipozyten oder Krebs in Vitro1Zellen, 4,6,12,15,27. Um das Übersprechen zwischen dem Knochenmark Adipozyten und Melanomzellen besser verstehen zu können, bieten wir ein detailliertes Protokoll für ein 2D Coculture Knochenmark Adipozyten mit Melanomzellen.

Protokoll

Hinweis: Alle Zellen, die in diesem Protokoll verwendeten sollte für mindestens drei Generationen nach dem Auftauen von gefrorenem Lager Zellen angebaut werden.

1. Ernte Melanom Zelle abgeleitet Faktoren

  1. Vorbereitungen
    1. Erhalten Sie B16F10 Zellen und eine Maus-Melanom-Zell-Linie.
      Hinweis: Für dieses Protokoll war eine Maus Melanom-Zelllinie Stammzellenbank der chinesischen Akademie der Wissenschaften entnommen.
    2. Machen Sie einen kompletten Medium für die B16F10-Zellkultur (100 mL). Verwenden Sie Dulbeccos geändert Eagle Medium (DMEM) mit 10 % fetalen bovine Serum (FBS), 50 U/mL Penicillin und 50 µg/mL Streptomycin ergänzt.
    3. Machen Sie einem serumfreien Medium für den Hungertod von B16F10 Zellen (50 mL). Verwenden Sie DMEM Medium ohne FBS, 50 U/mL Penicillin und 50 µg/mL Streptomycin.
  2. Bereiten Sie Melanom konditioniertes Medium (CM)
    1. 2.0 x 105 B16F10 Samenzellen in einem 100 mm Schale FBS DMEM mit 10 mL 10 %. Inkubieren Sie dann die Zellen in einem Inkubator 37 ° C in einer Atmosphäre von 5 % CO2 für 24 h.
    2. Wenn die Zellen etwa 80 % der Zusammenfluss erreichen, entnehmen Sie das Kulturmedium waschen Sie die Zellen zweimal mit 5 mL der Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) (1 X, pH 7,4) und ersetzen Sie das Medium mit einer 10 mL serumfreien Medium für den Hungertod.
    3. Die Zellen in den Inkubator für 18 – 24 h zurück.
    4. Nach dem Hunger der konditionierte Medium (CM) mit einer Pipette zu sammeln und überträgt es auf eine frische 50 mL Zentrifugenröhrchen.
      Hinweis: Die konditionierte Medium ist der Überstand des B16F10-Zellkulturen. Stellen Sie sicher, dass die B16F10 Zellen in einem guten Zustand sind, vor der Erhebung der CM.
    5. Zentrifugieren der CM für 5 min bei 1000 X g bei 4 ° C.
    6. Pipette überstand und überträgt es auf ein frisches steriles Röhrchen oder eine Flasche.
      Hinweis: Vermeiden Sie aus das Pellet am Boden des Röhrchens pipettieren.
    7. Um die Zelle Ablagerungen zu entfernen, Filtern Sie die CM nach Durchlaufen eines Spritze verbunden 0,45 µm-Filters auf eine sterile Flasche oder Tube.
      Hinweis: 0,22 µm Filter sind optimal für die Filterung der CM.
    8. Speichern Sie die gefilterten Überstand bei-20 ° C bis zur Verwendung.
      Hinweis: Es empfiehlt sich nicht, den Überstand bei-20 ° C für mehr als einen Monat zu speichern. Alternativ speichern Sie die CM bei-80 ° C für mehr längere Zeit für die Differenzierung von Adipocyte.

(2) Induktion von Knochenmark Adipozyten durch Melanom Zelle abgeleitet Faktoren

  1. Vorbereitungen
    1. 100 mL adipogenen Induktion mittlere28zu machen. Verwenden Sie eine komplette DMEM mit 5 µg/mL Insulin, 0,5 mM 3-Isobutyl-1-methylxanthin und 1 µM Dexamethason ergänzt. Bis zu zwei Wochen bei 4 ° c speichern
    2. 100 mL adipogenen Wartung Medium vorzubereiten. Verwenden Sie eine komplette DMEM oder gemischt mit 50 % Melanom CM ergänzt mit 5 µg/mL Insulin.
    3. Machen Sie ein Öl Rot O-Stammlösung. Lösen Sie 30 mg Öl Rot O Pulver in 10 mL Isopropanol (≥ 99.5 % auf) und mischen sie gut durch Wirbel.
      Hinweis: Bewahren Sie es bis zu 1 Jahr bei 4 ° C.
    4. Machen Sie eine Öl Rot O funktionierende Lösung. In der Dunstabzugshaube verdünnt das Öl Rot O-Stammlösung (aus Schritt 2.1.3) mit entionisiertem Wasser in einem Verhältnis von 3:2. Inkubieren Sie die Mischung für 15 min bei Raumtemperatur und Filtern Sie es durch einen 0,22 µm-Filter vor der Verwendung.
      Hinweis: Verwenden Sie nur frische Arbeitslösung innerhalb von 2 h.
  2. Adipocyte Unterscheidung
    1. Kultur eine Stromale Zelle Linie 14F1.1 aus Maus Knochenmark29 in einer 60 mm Schale mit einer kompletten DMEM bei 80 % Konfluenz in einem Inkubator 37 ° C in einer Atmosphäre von 5 % CO2.
      Hinweis: Alternativ ersetzen Sie 14F1.1 mit primären Knochenmark gewonnenen mesenchymalen Zellen30.
    2. Die Zellen mit 1,5 mL einer 0,25 %-Trypsin-Lösung in einem Inkubator für 1 – 2 min. trypsinize.
    3. Die Zellen 5 mL 10 % FBS Medium hinzu und zählen Sie die Anzahl der Zellen mit einem Glas Hemocytometer; passen Sie dann die Zelldichte auf etwa 1 – 2 x 105/mL.
    4. Samen 5 x 104 14F1.1 Zellen pro Bohrloch in einer 24-Well-Platte mit 0,5 mL adipogenen Induktion Medium. Nach zwei Tagen Inkubation erreichen die Zellen etwa 90 % der Zusammenfluss.
      Hinweis: Dieser Schritt ist sehr wichtig. Knochenmark-Stromazellen Zellen können nicht zu Adipozyten ohne ein adipogenen Induktion Medium induziert werden.
    5. Die Induktion-Medium entfernen und Waschen der Zellen zweimal mit 1 mL PBS jedes Mal.
    6. Ändern Sie in 1 mL adipogenen Wartung Medium und weiterhin die Zellen bis Adipocyte Reifung Kultur.
      Hinweis: Unter dem Mikroskop Adipozyten sehen aus wie kleine oder große Seifenblasen und sind sehr leicht zu erkennen. In der Regel sind Reifen Adipozyten auf 6th oder 8th Tag vorhanden.
    7. Flecken auf die Reifen Adipozyten mit Öl Rot O oder sammeln die Adipozyten für eine quantitative Polymerase-Kettenreaktion (qPCR)-Analyse.
  3. Adipocyte Färbung
    1. Waschen der differenzierten 14F1.1 Zellen 2 X mit PBS und in 3,7 % Formaldehyd für 1 h zu beheben.
    2. Spülen Sie die Zellen in 60 % Isopropanol und vollständig trocknen lassen.
    3. Die Brunnen 0,2 mL Öl Rot O funktionierende Lösung hinzu und bei 0,5 bis 2 h bei Raumtemperatur inkubieren.
    4. Waschen Sie die Zellen mit Wasser um die ungebundene Farbstoffe entfernen.
    5. Foto der gefärbten Adipozyten unter einem Lichtmikroskop.

3. Coculture des Knochenmarks Adipozyten mit Melanomzellen

  1. Vorbereitungen
    1. Bereiten Sie Reifen Knochen Knochenmark Adipozyten: induzieren der 14F1.1 Zellen in Reife BM Adipozyten in 24-Well-Platten mit dem adipogenen Induktion Medium für 2 Tage, und dann behaupten sie mittelfristig adipogenen Wartung für weitere 6 – 8 Tage.
    2. Vorbereiten der B16F10 Zellen: die B16F10 in 60 mm Schalen mit 5 mL DMEM Medium Kulturzellen.
    3. Befeuchten Sie die Membran einfügen (z.B. Transwell): 0,4 µm Porengröße Membran Einsätze 150 µL des FBS-freie DMEM Medium hinzu und Tauchen sie auf den Brunnen 24-Well-Platten mit 500 µL FBS-freie DMEM Medium gefüllt.
  2. Coculture Einstellung
    1. Langsam Pipette aus dem Medium jeder Einsatz.
      Hinweis: Zerstören Sie die Membran nicht, wenn das Medium zu entfernen.
    2. Samen der B16F10 Zellen (0/103105106) in die Pore 0,4 µm fügt aus Schritt 3.2.1.
    3. Ersetzen Sie die adipogenen Wartung Medium in den Vertiefungen mit Reifen Knochenmark Adipozyten aus Schritt 3.1.1. mit 600 µL kompletten DMEM Medium.
    4. Übertragen Sie die Einsätze, gefüllt mit den B16F10 Zellen (aus Schritt 3.2.2) auf den Brunnen mit der Reife des Knochenmarks Adipozyten (aus Schritt 3.2.3) für die Coculture Experimente.
    5. 2 Tage inkubieren Sie Kokulturen bei 37 ° C und 5 % CO2 .
    6. Nach 48 h Inkubation, entfernen Sie die Einsätze der Coculture und dann waschen Sie die Fettzellen 2 X mit 500 µL 1 X PBS.
      Hinweis: Optional, kassieren Sie die B16F10 Zellen in den Einschüben für die Analyse benötigt.
    7. Färben Sie die Adipozyten mit Öl Rot O funktionierende Lösung oder sammeln Sie die Adipozyten für qPCR-Analyse.
      Hinweis: Siehe Färbeverfahren in Schritt 2.3.
    8. Foto der gefärbten Adipozyten unter einem Lichtmikroskop.

4. qPCR Analyse des Adipocyte-spezifischen Gene Signature

  1. Hinzufügen von 0,5 mL der Ready-to-Use RNA Isolierung Reagenz pro Bohrloch in einer 24-Well-Platte in die Reife Adipocyte bereit zu erkennen ist.
  2. Folgen Sie ein Standardprotokoll für die RNA-Gewinnung und die cDNA Synthese31.
  3. Verwenden Sie die Grundierung für 18 und GAPDH als Kontrolle und CEBPα/β, PPARγ, FABP4, Leptin, Pref-1 oder Adiponectin für die Adipocyte-spezifischen gen-Signatur (Tabelle 1).
  4. Führen Sie die folgende Reaktion in einem Thermocycler: 95 ° C für 20 s, gefolgt von 40 Zyklen von 95 ° C für 1 s und 60 ° C für 20 s.
  5. Verwenden Sie die 2–ΔΔCt Methode zur Berechnung die Falte32ändert.

Ergebnisse

Im Knochenmark, Adipozyten können in den Tumor Mikroumgebung1,13,33,34,35 in einem frühen Stadium zur Unterstützung der Tumorprogression durch lösliche Faktoren erscheinen oder Osteoclastogenesis6,12,36, vor allem im Zusammenhang m...

Diskussion

Kokulturen mit Einsätzen wurden weithin zur Zell-Zell-Interaktionen zu untersuchen. Das 2D Coculture System ist eine effektive Möglichkeit zu beobachten, wie die beiden Teile durch die zeigten wir hier zwei verschiedene Krebs Zelle-angetrieben Auswirkungen auf Knochenmark Adipozyten, Übersprechen in Vitro. Viele Labore haben diese Methode, um das Übersprechen zwischen Adipozyten und Krebs Zellen6,12,27,

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verzollen.

Danksagungen

Wir danken Dov Zipori (Weizmann Institute of Science, Rehovot, Israel) freundlicherweise für das Bereitstellen der murinen Knochenmark Stromazellen Zelle Linie 14F1.1. Diese Studie wurde unterstützt durch Zuschüsse von der chinesischen National Natural Science Foundation (Nr. 81771729) und der Tropical Hospital von Chongqing Medical University (Nos. YJQN201330; YJZQN201527).

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
DMEMInvitrogen Inc.11965092
Fetal Bovine SerumInvitrogen Inc.16000–044
Phosphate Buffered SalineInvitrogen Inc.14190-144
InsulinSigma-Aldrich91077C
3-isobutyl-1-methyl-xanthineSigma-AldrichI5879
DexamethasoneSigma-AldrichD4902
Oil Red oSigma-AldrichO0625
24-well plateCorningCLS3527
Transwell insertMilliporeMCHT24H48
Penicillin/StreptomycinInvitrogen15140-122
isopropanolSigma-AldrichI9516
0.25% trypsinThermo Scientific25200056
hemocytometerBio-Rad1450016
Culture incubatorThermo Scientific
50 mL falconCorningCLS430828
Clean BenchThermo Scientific-
MicroscopyOlympus-
200 μL pipet tipsBeyoGoldFTIP620
1,000 mL pipet tipsBeyoGoldFTIP628

Referenzen

  1. Wang, J., et al. Adipogenic niches for melanoma cell colonization and growth in bone marrow. Laboratory Investigation. 97 (6), 737-745 (2017).
  2. Trotter, T. N., et al. Adipocyte-Lineage Cells Support Growth and Dissemination of Multiple Myeloma in Bone. The American Journal of Pathology. 186 (11), 3054-3063 (2016).
  3. Morris, E. V., Edwards, C. M. The role of bone marrow adipocytes in bone metastasis. Journal of Bone Oncology. 5 (3), 121-123 (2016).
  4. Diedrich, J. D., et al. Bone marrow adipocytes promote the Warburg phenotype in metastatic prostate tumors via HIF-1alpha activation. Oncotarget. 7 (40), 64854-64877 (2016).
  5. Chkourko Gusky, H., Diedrich, J., MacDougald, O. A., Podgorski, I. Omentum and bone marrow: how adipocyte-rich organs create tumour microenvironments conducive for metastatic progression. Obesity Reviews. 17 (11), 1015-1029 (2016).
  6. Chen, G. L., et al. High fat diet increases melanoma cell growth in the bone marrow by inducing osteopontin and interleukin 6. Oncotarget. 7 (18), 26653-26669 (2016).
  7. Balaban, S., et al. Adipocyte lipolysis links obesity to breast cancer growth: adipocyte-derived fatty acids drive breast cancer cell proliferation and migration. Cancer & Metabolism. 5, 1 (2017).
  8. Huang, C. K., et al. Adipocytes promote malignant growth of breast tumours with monocarboxylate transporter 2 expression via beta-hydroxybutyrate. Nature Communications. 8, 14706 (2017).
  9. Wang, Y. Y., et al. Mammary adipocytes stimulate breast cancer invasion through metabolic remodeling of tumor cells. JCI Insight. 2 (4), 87489 (2017).
  10. Wang, C., Gao, C., Meng, K., Qiao, H., Wang, Y. Human adipocytes stimulate invasion of breast cancer MCF-7 cells by secreting IGFBP-2. PLoS One. 10 (3), 0119348 (2015).
  11. Nieman, K. M., et al. Adipocytes promote ovarian cancer metastasis and provide energy for rapid tumor growth. Nature Medicine. 17 (11), 1498-1503 (2011).
  12. Herroon, M. K., et al. Bone marrow adipocytes promote tumor growth in bone via FABP4-dependent mechanisms. Oncotarget. 4 (11), 2108-2123 (2013).
  13. Tabe, Y., et al. Bone Marrow Adipocytes Facilitate Fatty Acid Oxidation Activating AMPK and a Transcriptional Network Supporting Survival of Acute Monocytic Leukemia Cells. Cancer Research. 77 (6), 1453-1464 (2017).
  14. Wen, Y. A., et al. Adipocytes activate mitochondrial fatty acid oxidation and autophagy to promote tumor growth in colon cancer. Cell Death & Differentiation. 8 (2), 2593 (2017).
  15. Liu, Z., et al. Mature adipocytes in bone marrow protect myeloma cells against chemotherapy through autophagy activation. Oncotarget. 6 (33), 34329-34341 (2015).
  16. Ye, H., et al. Leukemic Stem Cells Evade Chemotherapy by Metabolic Adaptation to an Adipose Tissue Niche. Cell Stem Cell. 19 (1), 23-37 (2016).
  17. Templeton, Z. S., et al. Breast Cancer Cell Colonization of the Human Bone Marrow Adipose Tissue Niche. Neoplasia. 17 (12), 849-861 (2015).
  18. Daquinag, A. C., Souza, G. R., Kolonin, M. G. Adipose tissue engineering in three-dimensional levitation tissue culture system based on magnetic nanoparticles. Tissue Engineering Part C: Methods. 19 (5), 336-344 (2013).
  19. Emont, M. P., et al. Using a 3D Culture System to Differentiate Visceral Adipocytes In Vitro. Endocrinology. 156 (12), 4761-4768 (2015).
  20. Katt, M. E., Placone, A. L., Wong, A. D., Xu, Z. S., Searson, P. C. In Vitro Tumor Models: Advantages, Disadvantages, Variables, and Selecting the Right Platform. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 4, 12 (2016).
  21. Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., Yang, L. Three-dimensional cell culture systems and their applications in drug discovery and cell-based biosensors. ASSAY and Drug Development Technologies. 12 (4), 207-218 (2014).
  22. Herroon, M. K., Diedrich, J. D., Podgorski, I. New 3D-Culture Approaches to Study Interactions of Bone Marrow Adipocytes with Metastatic Prostate Cancer Cells. Frontiers in Endocrinology (Lausanne). 7, 84 (2016).
  23. Lee, J. M., et al. A three-dimensional microenvironment alters protein expression and chemosensitivity of epithelial ovarian cancer cells in vitro. Laboratory Investigation. 93 (5), 528-542 (2013).
  24. Imamura, Y., et al. Comparison of 2D- and 3D-culture models as drug-testing platforms in breast cancer. Oncology Reports. 33 (4), 1837-1843 (2015).
  25. Birgersdotter, A., Sandberg, R., Ernberg, I. Gene expression perturbation in vitro--a growing case for three-dimensional (3D) culture systems. Seminars in Cancer Biology. 15 (5), 405-412 (2005).
  26. Wang, W., et al. 3D spheroid culture system on micropatterned substrates for improved differentiation efficiency of multipotent mesenchymal stem cells. Biomaterials. 30 (14), 2705-2715 (2009).
  27. Dirat, B., et al. Cancer-associated adipocytes exhibit an activated phenotype and contribute to breast cancer invasion. Cancer Research. 71 (7), 2455-2465 (2011).
  28. Scott, M. A., Nguyen, V. T., Levi, B., James, A. W. Current methods of adipogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Stem Cells and Development. 20 (10), 1793-1804 (2011).
  29. Zipori, D., Toledo, J., von der Mark, K. Phenotypic heterogeneity among stromal cell lines from mouse bone marrow disclosed in their extracellular matrix composition and interactions with normal and leukemic cells. Blood. 66 (2), 447-455 (1985).
  30. Maridas, D. E., Rendina-Ruedy, E., Le, P. T., Rosen, C. J. Isolation, Culture, and Differentiation of Bone Marrow Stromal Cells and Osteoclast Progenitors from Mice. Journal of Visualized Experiments. (131), e56750 (2018).
  31. Iguchi, T., Niino, N., Tamai, S., Sakurai, K., Mori, K. Absolute Quantification of Plasma MicroRNA Levels in Cynomolgus Monkeys, Using Quantitative Real-time Reverse Transcription PCR. Journal of Visualized Experiments. (132), e56850 (2018).
  32. Bozec, A., Hannemann, N. Mechanism of Regulation of Adipocyte Numbers in Adult Organisms Through Differentiation and Apoptosis Homeostasis. Journal of Visualized Experiments. (112), e53822 (2016).
  33. Shafat, M. S., et al. Leukemic blasts program bone marrow adipocytes to generate a protumoral microenvironment. Blood. 129 (10), 1320-1332 (2017).
  34. Gazi, E., et al. Direct evidence of lipid translocation between adipocytes and prostate cancer cells with imaging FTIR microspectroscopy. The Journal of Lipid Research. 48 (8), 1846-1856 (2007).
  35. Brown, M. D., et al. Influence of omega-6 PUFA arachidonic acid and bone marrow adipocytes on metastatic spread from prostate cancer. British Journal of Cancer. 102 (2), 403-413 (2010).
  36. Hardaway, A. L., Herroon, M. K., Rajagurubandara, E., Podgorski, I. Marrow adipocyte-derived CXCL1 and CXCL2 contribute to osteolysis in metastatic prostate cancer. Clinical & Experimental Metastasis. 32 (4), 353-368 (2015).
  37. Aebi, M. Spinal metastasis in the elderly. European Spine Journal. 12, 202-213 (2003).
  38. Wagner, M., Bjerkvig, R., Wiig, H., Dudley, A. C. Loss of adipocyte specification and necrosis augment tumor-associated inflammation. Adipocyte. 2 (3), 176-183 (2013).
  39. Bochet, L., et al. Cancer-associated adipocytes promotes breast tumor radioresistance. Biochemical and Biophysical Research Communications. 411 (1), 102-106 (2011).
  40. Hirano, T., et al. Enhancement of adipogenesis induction by conditioned media obtained from cancer cells. Cancer Letters. 268 (2), 286-294 (2008).
  41. Gordeev, A. A., Chetverina, H. V., Chetverin, A. B. Planar arrangement of eukaryotic cells in merged hydrogels combines the advantages of 3-D and 2-D cultures. Biotechniques. 52 (5), 325-331 (2012).

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Weitere Artikel entdecken

Cancer ResearchAusgabe 138Knochenmark AdipocyteKnochenmetastasenMelanomCocultureDifferenzierungMembran einf gen

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Kontakt

BIBLIOTHEKS-EMPFEHLUNG

JoVE-Newsletter

Forschung

Lehre

Autoren

Bibliothekare

ÜBER JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten