HämokompatibilitätSprüfung von blutverfälschten Implantaten in einem Flow Loop-Modell, das den menschlichen Blutfluss imitiert

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine umfassende Hämokompatibilitätsbewertung von blutverfälssenden Geräten mit lasergeschnittenen neurovaskulären Implantaten. Ein Flow-Loop-Modell mit frischem, heparinisiertem menschlichem Blut wird angewendet, um den Blutfluss zu imitieren. Nach der Perfusion werden verschiedene hämatologische Marker analysiert und mit den direkt nach der Blutentnahme gewonnenen Werten zur Hämokompatibilitätsbewertung der getesteten Geräte verglichen.

Zusammenfassung

Der zunehmende Einsatz von Medizinprodukten (z. B. Gefäßtransplantate, Stents und Herzkatheter) für temporäre oder dauerhafte Zwecke, die im Kreislaufsystem des Körpers verbleiben, erfordert einen zuverlässigen und multiparametrischen Ansatz, der die möglichen hämatologischen Komplikationen dieser Geräte (z. B. Aktivierung und Zerstörung von Blutbestandteilen) bewertet. Umfassende In-vitro-Hämokompatibilitätstests von blutverfeinernden Implantaten sind der erste Schritt zur erfolgreichen in vivo-Implementierung. Daher ist eine umfassende Analyse nach der Internationalen Organisation für Normung 10993-4 (ISO 10993-4) vor der klinischen Anwendung obligatorisch. Die vorgestellte Durchflussschleife beschreibt ein empfindliches Modell, um die hämostatische Leistung von Stents (in diesem Fall neurovaskuläre) zu analysieren und Nebenwirkungen aufzudecken. Die Verwendung von frischem menschlichem Vollblut und sanfte Blutentnahme sind wichtig, um die Voraktivierung von Blut zu vermeiden. Das Blut wird durch einen heparinisierten Schlauch, der die Probe enthält, durch eine peristaltische Pumpe mit einer Rate von 150 ml/min bei 37 °C für 60 min durchdrungen. Vor und nach der Perfusion hämatologische Marker (d.h. Blutzellzahl, Hämoglobin, Hämatokrit und Plasmamarker), die auf die Aktivierung von Leukozyten (polymorphonukleäre [PMN]-Elastase), Thrombozyten (-Thromboglobulin [-TG]), das Gerinnungssystem (Thombin-Antithrombin III [TAT]) und die Komplementkaska (SC5b-9) hinweisen, Zusammenfassend stellen wir ein wesentliches und zuverlässiges Modell für umfangreiche Hämokompatibilitätstests von Stents und anderen blutverstigenden Geräten vor der klinischen Anwendung vor.

Einleitung

Die In-vivo-Anwendung von Implantaten und Biomaterialien, die mit menschlichem Blut interagieren, erfordert intensive präklinische Tests, die sich auf die Untersuchung verschiedener Marker des hämostatischen Systems konzentrieren. Die Internationale Organisation für Normung 10993-4 (ISO 10993-4) legt die zentralen Grundsätze für die Bewertung von blutverfälschten Geräten (d. h. Stents und Gefäßtransplantaten) fest und berücksichtigt das Gerätedesign, den klinischen Nutzen und die benötigten Materialien¹.

Menschliches Blut ist eine Flüssigkeit, die verschiedene Plasmaproteine und Zellen enthält, einschließlich Leukozyten (weiße Blutkörperchen [WBCs]), Erythrozyten (rote Blutkörperchen [RBCs]) und Blutplättchen, die komplexe Funktionen im menschlichen Körper ausführen². Der direkte Kontakt von Fremdstoffen mit Blut kann schädliche Effekte verursachen, wie z. B. die Aktivierung des Immunsystems oder des Gerinnungssystems, die nach der^Implantationzu Entzündungen oder thrombotischen Komplikationen und schwerwiegenden Problemen nach der Implantation 3^,4,5führen können. Daher bietet die In-vitro-Hämokompatibilitätsvalidierung eine Möglichkeit vor der Implantation, hämatologische Komplikationen zu erkennen und auszuschließen, die beim Kontakt des Blutes mit einer fremden Oberfläche induziert werden können⁶.

Das vorgestellte Durchflussschleifenmodell wurde erstellt, um die Hämokompatibilität von neurovaskulären Stents und ähnlichen Geräten zu bewerten, indem eine Durchflussrate von 150 ml/min in Schläuchen (Durchmesser 3,2 mm) angewendet wurde, um die Bedingungen des Zerebralpareseflusses und der Arteriendurchmesser^2,7nachzuahmen. Neben der Notwendigkeit eines optimalen In-vitro-Modells ist die Blutquelle ein wichtiger Faktor, um bei der Analyse der Hämokompatibilität eines Biomaterials⁸zuverlässige und unveränderte Ergebnisse zu erzielen. Das entnommene Blut sollte unmittelbar nach der Probenahme verwendet werden, um Veränderungen zu verhindern, die durch längere Lagerung verursacht werden. Im Allgemeinen sollte eine sanfte Blutentnahme ohne Stase mit einer 21 G Nadel durchgeführt werden, um die Voraktivierung von Blutplättchen und die Gerinnungskaskaskade während der Blutentnahme zu minimieren. Darüber hinaus umfassen die Ausschlusskriterien für Spender diejenigen, die rauchen, schwanger sind, sich in einem schlechten Gesundheitszustand befinden oder in den letzten 14 Tagen orale Kontrazeptiva oder Schmerzmittel eingenommen haben.

Diese Studie beschreibt ein In-vitro-Modell für die umfangreiche Hämokompatibilitätsprüfung von Stentimplantaten unter Strömungsbedingungen. Beim Vergleich unbeschichteter mit fibrin-heparinbeschichteten Stents spiegeln die Ergebnisse der umfassenden Hämokompatibilitätstests eine verbesserte Hämokompatibilität der fibrin-heparinbeschichteten Stents⁹wider. Im Gegensatz dazu induzieren die unbeschichteten Stents die Aktivierung der Gerinnungskaskade, wie eine Erhöhung der Thombin-Antithrombin-III-Konzentrationen (TAT) und der Verlust von Blutplättchenzahlen aufgrund der Adhäsion der Blutplättchen an der Stentoberfläche zeigen. Insgesamt wird empfohlen, dieses Hämokompatibilitätsmodell als präklinischen Test zu integrieren, um schädliche Auswirkungen auf das hämostatische System zu erkennen, die durch das Gerät verursacht werden.

Protokoll

Das Blutentnahmeverfahren wurde von der Ethikkommission der medizinischen Fakultät der Universität Tübingen genehmigt (Projekt-Identifikationscode: 270/2010BO1). Alle Personen, die vor der Teilnahme schriftlich und in Kenntnis der Sachkenntnis zur Aufnahme einwilligt werden.

1. Herstellung von Heparin-geladenen Monovetten

1. Mischen Sie das unverdünnte Heparin (5.000 I.E./ml) mit Natriumchlorid (NaCl, 0,9%) und bereiten eine Lösung mit einer resultierenden Konzentration von 15 I.E./ml Heparin vor.
2. Fügen Sie jeder neutralen Monovette (9 ml) 900 l der verdünnten Heparinlösung hinzu, um nach einer Blutentnahme eine endgültige Heparinkonzentration von 1,5 I.E./ml zu erhalten. Bereiten Sie drei Monovetten pro Spender plus drei Reservemonovettes vor und lagern Sie die mit Heparin beladenen Monovetten bei 4 °C bis zur Blutentnahme.

2. Blutentnahme

1. Nehmen Sie die mit Heparin beladenen Monovetten 30 min vor der Blutentnahme aus dem Kühlschrank.
2. Sammeln Sie eine 27 ml Blutprobe von jedem gesunden Spender (n = 5) durch Venipunktion für die Durchflussschleife. Wenden Sie nur ein glattes Tourniquet an, um eine vorzeitige Aktivierung der Blutplättchen und der Blutgerinnsel zu vermeiden.
3. Sammeln Sie Blutproben in drei Monovetten, die 900 l der Heparin-Lösung (1,5 I.E./ml) enthalten, und bündeln Sie alle drei Monovetten in einem Kunststoffbehälter, um sicherzustellen, dass alle Komponenten gleichmäßig verteilt sind.
4. Übertragen Sie das gepoolte heparinisierte Blut direkt in drei verschiedene Monovetten, die entweder EDTA (1,2 ml), Citrat (1,4 ml) oder eine Mischung aus Citrat, Theophyllin, Adenosin und Dipyridamol (CTAD, 2,7 ml) enthalten, um Ausgangswerte zu sammeln. Fahren Sie mit den Proben fort, wie in den Abschnitten 5 bis 8 beschrieben.
   HINWEIS: Um ein unbeeinflusstes Gerinnungsverhalten zu gewährleisten, sollten Spender die Einnahme von Arzneimitteln vermeiden, die hemostasis beeinflussen (z. B. Acetylsalicylsäure, Naproxen und Carbenicillin) innerhalb der letzten 14 Tage sowie orale Kontrazeptiva und Rauchen.

3. Vorbereitung der Durchflussschleife

1. Schneiden Sie drei heparinbeschichtete Polyvinylchlorid-Röhren mit einer Länge von 75 cm und einem Innendurchmesser von 3,2 mm. Beladen Sie die Rohre mit den neurovaskulären lasergeschnittenen Implantaten mit oder ohne Fibrin-Heparin-Beschichtung. Denken Sie daran, eine Wanne als Steuerung unbeladen zu lassen.
2. Legen Sie ein Ende des Rohres in ein mit 0,9 % NaCl gefülltes Reservoir, schließen Sie den Schlauch an den Pumpenkopf an und legen Sie das andere Ende in einen Messzylinder ein.
3. Passen Sie die Einstellungen der Peristaltikpumpe so an, dass ein Durchfluss von 150 ml/min erreicht wird, indem Sie einen Timer verwenden, während Sie den Füllstand im Messzylinder überprüfen.

4. Durchführung von Hämokompatibilitätstests

1. Verwenden Sie eine 12 ml Spritze, um die Röhrchen mit Blut zu füllen. Lassen Sie 6 ml Blut glatt in jedes Rohr fließen, das eine Probe oder eine unbeladene Kontrolle enthält.
2. Bilden Sie einen Kreislauf und schließen Sie die Rohre fest mit einem 0,5 cm langen Silikonanschlussschlauch. Legen Sie die Schläuche in ein Wasserbad von 37 °C und starten Sie die Perfusion für 60 min.

5. Analyse des Ganzen Blutbilds

1. 1,2 ml Blut nach der Probenahme (Baseline) oder nach perfusion in eine Monovette geben, die EDTA enthält, und das Röhrchen sorgfältig 5x umkehren.
2. Setzen Sie die Monovette in den Blutanalysator ein und führen Sie für jede Probe eine Blutbildanalyse durch. Dann inkubieren Sie die Monovetten auf Eis für 15-60 min nach der Blutbildmessung für weitere Analysen, wie in Abschnitt 7 beschrieben.

6. Sammlung von Citratplasma

1. Füllen Sie die monovettes citrat enthalten mit 1,4 ml Blut (frisch gezogen oder nach der Zirkulation) und sorgfältig invertieren 5x.
2. Zentrifugieren Sie die Rohre für 18 min bei 1.800 x g bei Raumtemperatur (RT). Aliquot drei 250-L-Proben der Plasmafraktion in 1,5 ml Reaktionsröhren und frieren die Plasmaproben in flüssigem Stickstoff ein. Lagern Sie sie bei -20 °C bis zur Analyse.

7. Sammlung von EDTA-Plasma

1. Inkubieren Sie die Monovetten nach der Blutbildmessung für 15-60 min auf Eis. Zentrifugieren Sie dann die Rohre für 20 min bei 2.500 x g und 4 °C.
2. Aliquot drei 250-L-Proben der Plasmafraktion in 1,5 ml Reaktionsröhren nach Zentrifugation und Einfrieren der Rohre in flüssigem Stickstoff. Lagern Sie sie bei -80 °C bis zur Analyse.

8. Sammlung von CTAD Plasma

1. Füllen Sie die Monovetten, die die CTAD-Mischung enthalten, mit 2,7 ml Blut (frisch gezogen oder nach der Inkubation) und invertieren Sie sorgfältig 5x. Danach die Monovetten auf Eis für 15-60 min inkubieren. Zentrifugieren Sie dann die Rohre für 20 min bei 2.500 x g und 4 °C.
2. Übertragen Sie 700 l der mittleren Plasmafraktion in ein 1,5 ml Reaktionsrohr und zentrieren Sie die gefüllten Reaktionsröhrchen für 20 min bei 2.500 x g und 4 °C.
3. Aliquot zwei 100 l Proben der mittleren Fraktion in 1,5 ml Reaktionsröhren nach Zentrifugation und frieren die Rohre in flüssigem Stickstoff ein. Lagern Sie sie bei -20 °C bis zur Analyse.
   HINWEIS: Die Entnahme von EDTA-Plasma und CTAD-Plasma kann zusammen durchgeführt werden, da die Betriebsbedingungen gleich sind.

9. Messung des menschlichen TAT aus Citratplasma

1. Das Citratplasma in einem Wasserbad von 37 °C auftauen.
2. Verwenden Sie das TAT-Enzym-linked Immunosorbent Assay (ELISA) Kit gemäß den Anweisungen des Herstellers. Rekonstruieren Sie die Plasmastandards und kontrollieren und verdünnen Sie die Waschlösung, antihuman-TAT Peroxidase (POD)-konjugierte Antikörper und Chromogenlösung. Lassen Sie alle Reagenzien und die Mikrotiterplatte 30 min bei RT (15 x 25 °C) vor Beginn der Prüfung.
3. Pipetten Sie 50 l des Probenpuffers in jede Bohrung der Mikrotiterplatte und fügen Sie der Bohrplatte 50 l des Probenpuffers (leer), des Plasmastandards, der Plasmasteuerung und der unverdünnten Plasmaprobe in Duplikaten hinzu. Die Platte versiegeln und bei 37 °C 15 min mit sanftem Schütteln bebrüten. Dann waschen Sie die Platte 3x mit 300 l Waschlösung.
4. Fügen Sie jedem Brunnen 100 L des POD-konjugierten Anti-Human-TAT-Antikörpers hinzu. Die Platte versiegeln und bei 37 °C 15 min mit sanftem Schütteln bebrüten. Dann waschen Sie die Platte 3x mit 300 l Waschlösung.
5. Fügen Sie jedem Brunnen 100 l der frisch zubereiteten Chromogenlösung hinzu. Versiegeln Sie die Platte und brüten Sie bei RT für 30 min.
6. Entfernen Sie die Dichtungsfolie und fügen Sie jedem Brunnen 100 L Stop-Lösung hinzu. Lesen Sie die optische Dichte (OD) mit einem Photometer bei 490 x 500 nm. Passen Sie die Standardkurvendaten als Trendlinie an und berechnen Sie die Konzentration der Stichproben.

10. Messung der PMN-Elastase aus Citratplasma

1. Das Citratplasma in einem Wasserbad bei 37 °C auftauen.
2. Verwenden Sie das Polymorphonukleare (PMN)-ELISA-Kit gemäß den Anweisungen des Herstellers: Rekonstruieren Sie die PMN-Elastase-Steuerung und den PMN-Elastase-Standard, um eine Standardkurve mit dem Verdünnungspuffer des Kits vorzubereiten.
3. Verdünnen Sie die Waschlösung nach herstellerweiter Beschreibung. Lassen Sie alle Reagenzien und die Mikrotiterplatte bei RT 30 min vor Beginn des Tests. Die Citrat-Plasmaproben mit dem Verdünnungspuffer auf 1:100 verdünnen.
4. Fügen Sie 100 l des Probenpuffers (leer), die PMN-Elastase-Standardkurve (15,6 x 1.000 ng/ml), die PMN-Elastase-Steuerung (hohe und niedrige Konzentrationen) und verdünnte Plasmaproben in Duplikaten zur Brunnenplatte hinzu. Versiegeln Sie die Platte und brüten Sie bei RT für 60 min mit sanftem Schütteln. Anschließend die Platte 4x mit 300 l Waschlösung waschen.
5. Fügen Sie jedem Brunnen 150 l des enzymkonjugierten Antikörpers hinzu. Versiegeln Sie die Platte und brüten Sie bei RT für 60 min mit sanftem Schütteln. Anschließend die Platte 4x mit 300 l Waschlösung waschen.
6. Fügen Sie jedem Brunnen 200 l der 3,3',5,5'-Tetramethylbenzidin (TMB)-Substratlösung hinzu. Versiegeln Sie die Platte und brüten Sie bei RT für 20 min im Dunkeln. Entfernen Sie dann die Dichtungsfolie und fügen Sie jedem Brunnen 50 l der Stop-Lösung hinzu.
7. Lesen Sie die OD mit einem Photometer bei 450 nm mit einem Referenzwert bei 630 nm. Passen Sie die Standardkurvendaten als Trendlinie an und berechnen Sie die Konzentration der Stichproben.

11. Messung des Terminal Complement Complex (TCC) aus EDTA Plasma

1. Das EDTA-Plasma in einem Wasserbad bei 37 °C auftauen und nach dem Auftauen auf Eis lagern.
2. Verwenden Sie das Komplement-Kaskade SC5b-9 ELISA-Kit gemäß den Anweisungen des Herstellers: Verdünnen Sie die Waschlösung, wie im Herstellerprotokoll beschrieben. Lassen Sie alle Reagenzien und die Mikrotiterplatte bei RT 30 min vor Beginn des Tests. Die EDTA-Plasmaproben mit dem Verdünnungspuffer des Kits auf 1:10 verdünnen.
3. Fügen Sie jedem Brunnen 300 l Waschlösung hinzu, um die Oberfläche zu rehydrieren und nach 2 min zu aspirieren. Fügen Sie 100 l des Probenpuffers (leer), SC5b-9-Standards, SC5b-9-Steuerungen (hohe und niedrige Konzentrationen) und die verdünnten Plasmaproben in Duplikaten zur Bohrplatte hinzu.
4. Versiegeln Sie die Platte und brüten Sie bei RT für 60 min. Als nächstes waschen Sie die Platte 5x mit 300 l Waschlösung.
5. Fügen Sie jedem Brunnen 50 l des enzymkonjugierten Antikörpers hinzu. Versiegeln Sie die Platte und brüten Sie bei RT für 30 min. Dann waschen Sie die Platte 5x mit 300 l Waschlösung.
6. Fügen Sie jedem Bohrgut 100 l der TMB-Substratlösung hinzu. Versiegeln Sie die Platte und brüten Sie bei RT für 15 min im Dunkeln.
7. Entfernen Sie die Dichtungsfolie und fügen Sie jedem Brunnen 100 l der Stop-Lösung hinzu. Lesen Sie die OD mit einem Photometer bei 450 nm. Passen Sie die Standardkurvendaten als Trendlinie an und berechnen Sie die Konzentration der Stichproben.

12. Messung von A-Thromboglobulin aus CTAD-Plasma

1. Das CTAD-Plasma in einem Wasserbad bei 37 °C auftauen.
2. Verwenden Sie das ELISA-Kit von '-thromboglobulin ('-TG) gemäß den Anweisungen des Herstellers: Rekonstruieren Sie die '-TG-Steuerung und den Standard '-TG' und verdünnen Sie die Waschlösung mit destilliertem_H2O. Rekonstruieren Sie den POD-konjugierten Antikörper mit dem mitgelieferten Phosphatpuffer. Lassen Sie alle Reagenzien und die Mikrotiterplatte bei RT 30 min vor Beginn des Tests.
3. Bereiten Sie die Standardkurve und die Steuerung gemäß den Anweisungen des Herstellers mit dem mitgelieferten Phosphatpuffer vor. Die CTAD-Plasmaproben auf 1:21 verdünnen.
4. Fügen Sie 200 l des Phosphatpuffers (leer), die --TG-Standards, die --TG-Steuerungen (hohe und niedrige Konzentrationen) und verdünnte Plasmaproben in Duplikaten zur Brunnenplatte hinzu. Versiegeln Sie die Platte und brüten Sie bei RT für 60 min. Danach waschen Sie die Platte 5x mit 300 l Waschlösung.
5. Fügen Sie jedem Brunnen 200 L des enzymkonjugierten Antikörpers hinzu. Versiegeln Sie die Platte und brüten Sie bei RT für 60 min. Danach waschen Sie die Platte 5x mit 300 l Waschlösung.
6. Fügen Sie jedem Bohrgut 200 L der TMB-Substratlösung hinzu. Versiegeln Sie die Platte und brüten Bei RT für 5 min im Dunkeln. Entfernen Sie den Dichtungsfilm und stoppen Sie die Reaktion, indem Sie jedem Brunnen 50 l 1 M Schwefelsäure (H₂SO₄) hinzufügen.
7. Lassen Sie die Platte für 15-60 min, dann lesen Sie die OD mit einem Photometer bei 450 nm. Passen Sie die Standardkurvendaten als Trendlinie an und berechnen Sie die Konzentration der Stichproben.

13. Probenvorbereitung für die Rasterelektronenmikroskopie

1. Entfernen Sie das Implantat aus dem Rohr mit Zangen und spülen Sie das Implantat kurz, indem Sie es in 0,9% NaCl-Lösung 3x tauchen.
2. In Glutaraldehydlösung (2% Glutaraldehyd in phosphatgepufferter Saline [PBS-Puffer ohne Ca²⁺/Mg²⁺]) über Nacht bei 4 °C lagern.
3. Als nächstes inkubieren Sie die Implantate in PBS-Puffer für 10 min. Dehydrieren Sie die Proben durch Inkubation in Ethanol mit zunehmender Konzentration für jeweils 10 min: 40%, 50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 96% und 100%. Bewahren Sie die dehydrierten Proben bis zur weiteren Analyse in 100% Ethanol auf.
4. Führen Sie die kritische Punkttrocknung gemäß den Anweisungen des Trocknungsgeräts oder der Literatur¹⁰ kurz vor der Rasterelektronenmikroskopie (SEM) durch.

14. Rasterelektronenmikroskopie

1. Befestigen Sie die getrockneten Implantate an einem Probenträger für das Rastermikroskop und sputtern Sie die Proben mit Goldpalladium.
2. Führen Sie die gesputterten Implantate in die Probenkammer ein. Fotografieren Sie in 100-, 500-, 1.000- und 2.500-facher Vergrößerung der Bereiche mit der repräsentativen Oberfläche und Zellhaftung.

Ergebnisse

Kurz zusammengefasst, wurde menschliches Vollblut in Heparin-geladenen Monovetten gesammelt und dann gepoolt und verwendet, um die Grundwerte der Zellzahl sowie plasmatische Hämokompatibilitätsmarker zu bewerten.

Anschließend wurden die Schläuche, die die neurovaskulären Implantatproben enthielten, gefüllt und das Blut 60 min bei 150 ml/min und 37 °C mit einer peristaltischen Pumpe durchtränz. Auch hier wurde die Anzahl der Zellen in allen Gruppen analysiert und die Plasmaproben für E...

Diskussion

Das vorgestellte Protokoll beschreibt eine umfassende und zuverlässige Methode zur Hämokompatibilitätsprüfung von blutverstättlichen Implantaten gemäß ISO 10993-4 in einem Scherflussmodell, das den menschlichen Blutfluss imitiert. Diese Studie basiert auf der Prüfung von lasergeschnittenen neurovaskulären Implantaten, kann aber mit einer Vielzahl von Proben durchgeführt werden. Die Ergebnisse zeigen, dass diese Methode die breite Analyse verschiedener Parameter wie die Blutzellzahl, die Prävalenz mehrerer Häm...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
aqua ad iniectabilia	Fresenius-Kabi, Bad-Homburg, Germany	1088813
beta-TG ELISA	Diagnostica Stago, Duesseldorf, Germany	00950
Centrifuge Rotana 460 R	Andreas Hettich, Tuttlingen, Germany	-
Citrat monovettes (1.4 mL)	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	6,16,68,001
CTAD monovettes (2.7 mL)	BD Biosciences, Heidelberg, Germany	367562
EDTA monovettes (1.2 mL)	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	6,16,62,001
Ethanol p.A. (1000 mL)	AppliChem, Darmstadt, Germany	1,31,08,61,611
Glutaraldehyde (25 % in water)	SERVA Electrophoresis, Heidelberg, Germany	23114.01
Heparin coating for tubes	Ension, Pittsburgh, USA	-
Heparin-Natrium (25.000 IE/ 5 mL)	LEO Pharma, Neu-Isenburg, Germany	PZN 15261203
Multiplate Reader Mithras LB 940	Berthold, Bad Wildbad, Germany	-
NaCl 0,9%	Fresenius-Kabi, Bad-Homburg, Germany	1312813
Neutral monovettes (9 mL)	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	2,10,63,001
PBS buffer (w/o Ca2+/Mg2+)	Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany	70011044
Peristaltic pump ISM444B	Cole Parmer, Wertheim, Germany	3475
Pipette (100 µL)	Eppendorf, Wesseling-Berzdorf, Germany	3124000075
Pipette (1000 µL)	Eppendorf, Wesseling-Berzdorf, Germany	3123000063
Plastic container (100 mL)	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	7,55,62,300
PMN-Elastase ELISA	Demeditec Diagnostics, Kiel Germany	DEH3311
Polyvinyl chloride tube	Saint-Gobain Performance Plastics Inc., Courbevoie France	-
Reaction Tubes (1.5 mL)	Eppendorf, Wesseling-Berzdorf, Germany	30123328
neurovascular laser-cut implants	Acandis GmbH, Pforzheim	01-0011x
SC5b-9 ELISA	TECOmedical, Buende, Germany	A029
Scanning electron microscope	Cambridge Instruments, Cambridge, UK	-
Sealing tape (96 well plate)	Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany	15036
Syringe 10/12 mL Norm-Ject	Henke-Sass-Wolf, Tuttlingen, Germany	10080010
TAT micro kit	Siemens Healthcare, Marburg, Germany	OWMG15
Waterbath Type 1083	Gesellschaft für Labortechnik, Burgwedel, Germany	-