Ein automatisiertes Kultursystem zur präklinischen Erprobung wirtsgerichteter Therapien für Tuberkulose

Zusammenfassung

Eine schnelle und effiziente Quantifizierung des intrazellulären M . tuberculosis-Wachstums ist entscheidend für verbesserte Therapien gegen Tuberkulose (TB). Dieses Protokoll beschreibt einen brühebasierten kolorimetrischen Detektionsassay unter Verwendung eines automatisierten Flüssigkultursystems zur Quantifizierung des Mtb-Wachstums in Makrophagen, die mit Wirtstherapiekandidaten behandelt werden.

Zusammenfassung

Mycobacterium tuberculosis (Mtb), der Erreger der Tuberkulose (TB), war bis zum Aufkommen von COVID-19 der weltweit bedeutendste Killer für Infektionskrankheiten. Mtb hat sich entwickelt, um in seiner intrazellulären Umgebung zu bestehen, die Abwehr des Wirts zu umgehen und hat Resistenzen gegen viele antituberkulöse Medikamente entwickelt. Ein Ansatz zur Lösung von Resistenzen besteht darin, bestehende zugelassene Medikamente zu identifizieren, die die Immunantwort des Wirts auf Mtb verstärken. Diese Medikamente könnten dann als adjunktive wirtsgerichtete Therapien (HDT) umfunktioniert werden, um die Behandlungszeit zu verkürzen und Antibiotikaresistenzen zu überwinden.

Die Quantifizierung des intrazellulären Mtb-Wachstums in Makrophagen ist ein entscheidender Aspekt bei der Beurteilung potenzieller HDT. Der Goldstandard zur Messung des Mtb-Wachstums ist das Zählen koloniebildender Einheiten (CFU) auf Agarplatten. Dies ist ein langsamer, arbeitsintensiver Assay, der sich nicht für ein schnelles Screening von Medikamenten eignet. In diesem Protokoll wurde ein automatisiertes, brühebasiertes Kultursystem, das häufiger zum Nachweis von Mtb in klinischen Proben verwendet wird, für das präklinische Screening wirtsgerichteter Therapien angepasst. Die Fähigkeit des Flüssigkultur-Assay-Systems zur Untersuchung des intrazellulären Mtb-Wachstums in Makrophagen, die mit HDT behandelt wurden, wurde bewertet. Die HDTs, die auf ihre Fähigkeit getestet wurden, das MTB-Wachstum zu hemmen, waren all-trans-Retinsäure (AtRA), sowohl in Lösung als auch in Poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) -Mikropartikeln und der Kombination von Interferon-gamma und Linezolid. Zu den Vorteilen dieser automatisierten Flüssigkultur-basierten Technik gegenüber der CFU-Methode gehören die einfache Einrichtung, die weniger arbeitsintensive Vorbereitung und die schnellere Zeit bis zum Ergebnis (5-12 Tage im Vergleich zu 21 Tagen oder mehr für Agarplatten).

Einleitung

Mycobacterium tuberculosis (Mtb), der Erreger der Tuberkulose, war 2019 weltweit der bedeutendste Killer für Infektionskrankheiten¹. Um der Abwehr des Wirts zu entgehen, untergräbt Mtb die mykobakterizide Aktivität von angeborenen Immunzellen wie Makrophagen und dendritischen Zellen (DCs), so dass es intrazellulär persistieren und replizieren^{kann 2}. Das Fehlen eines wirksamen Impfstoffs zur Vorbeugung der Lungentuberkulose bei Erwachsenen und das zunehmende Auftreten arzneimittelresistenter Stämme unterstreichen den dringenden Bedarf an neuen Therapien.

Adjunktive wirtsgerichtete Therapien (HDT) könnten die Behandlungszeit verkürzen und helfen, Resistenzen zu überwinden³. Die präklinische Bewertung von HDT-Kandidaten in vitro zur Bestimmung der mykobakteriziden Aktivität in Makrophagen beruht häufig auf der Quantifizierung des Mtb-Wachstums durch koloniebildende Einheiten (CFU) auf festen Agarplatten. Dies ist ein langsamer, arbeitsintensiver Assay, der sich nicht für ein schnelles Screening von Medikamenten eignet. Kommerziell erhältliche automatisierte, brühebasierte mikrobielle Nachweissysteme werden häufiger in klinischen mikrobiologischen Laboratorien für den Nachweis und die Prüfung der Arzneimittelempfindlichkeit von Mtb und anderen mykobakteriellen Spezies in klinischen Proben eingesetzt⁴. Diese Instrumente messen das Wachstum indirekt auf der Grundlage der bakteriellen Stoffwechselaktivität, die zu physikalischen Veränderungen in den Kulturmedien (Veränderung des CO2- oder_O2-Spiegels oder_-Drucks) führt, die im Laufe der Zeit überwacht^{werden 5}. Der Messwert ist Time to Positivity (TPP), von dem zuvor gezeigt wurde, dass sie mit der Mtb-CFU in Sputumproben von TB-Patienten als Reaktion auf Behandlung ^6,7 und in Lysaten infizierter muriner Lunge und Milz⁸ korreliert. Darüber hinaus wurden Flüssigkultur-Detektionssysteme verwendet, um die Wirkung konventioneller pathogengesteuerter Therapien auf das Wachstum von Mykobakterien in axenischen Kulturen und kultivierten Makrophagen zu messen ^9,10. Das Instrument wurde auch verwendet, um die angeborene Fähigkeit von dendritischen Zellen und von Alveolarmakrophagen zu untersuchen, das intrazelluläre Wachstum von Mtb^11,12 zu kontrollieren. Dieses experimentelle Protokoll zeigt, dass ein Flüssigkultur-Diagnosesystem angepasst werden kann, um ein präklinisches Screening von HDT auf TB in kultivierten Makrophagen durchzuführen. Im Vergleich zur CFU-Aufzählung besteht der Hauptvorteil dieser Technik darin, dass sie den experimentellen Arbeitsaufwand und die Zeit, die zur Quantifizierung des intrazellulären mykobakteriellen Wachstums / Überlebens erforderlich sind, erheblich reduziert. Diese Technik beruht auf dem Zugang zu einem automatisierten Kulturinstrument, mit dem das Überleben intrazellulärer Mykobakterien in Immunzellen beurteilt werden kann, die mit einer breiten Palette pharmakologischer Reagenzien behandelt wurden, die auf zelluläre Funktionen abzielen, um die Immunität des Wirts zu stärken.

Protokoll

Die in diesem Protokoll beschriebenen Experimente wurden mit dem abgeschwächten H37Ra-Stamm von Mtb durchgeführt, der in einem Containment Level 2-Labor gehandhabt werden kann. Alle Manipulationen an lebenden Mykobakterien wurden in einer biologischen Sicherheitswerkbank der Klasse II (BSC) durchgeführt. Experimentelle Verfahren wurden entwickelt, um die Erzeugung von Aerosolen zu minimieren. Eukaryotische Zellkultur (THP-1-Zellen) wurde ebenfalls in einer BSC der Klasse II durchgeführt. Das Labor führte eine Risikobewertung durch und stellte sicher, dass alle Verfahren in Übereinstimmung mit den institutionellen und nationalen biologischen Sicherheitsvorschriften durchgeführt wurden. Die humane monozytäre THP-1-Zelllinie wurde verwendet, um die Methode wie beschrieben durchzuführen (Schritt 1). Die Zellen werden nach Stimulation mit Phorbol-12-Myristat-13-Acetat (PMA) vor der Infektion mit Mykobakterien in Makrophagen differenziert.

1. Zellkultur

1. Vermehrung von H37Ra-Samen in die Log-Phase in Middlebrook 7H9 (MB) Brühe, ergänzt mit Albumin-Dextrose-Katalase (ADC) Anreicherung (10%) und 0,05% Polysorbat 80. Lagern Sie H37Ra-Vorräte in 1 ml Aliquots in einem -80 °C Gefrierschrank für bis zu 1 Jahr.
2. Eine 1-ml-Durchstechflasche mit Mtb-H37Ra auftauen und etwa 1 Woche vor dem geplanten Experiment in einen T25-Kolben mit einer Filterkappe mit 9 ml MB-ergänzter Brühe geben. Inkubieren Sie bei 37 °C für 5-7 Tage in einem statischen Inkubator.
3. THP-1-Zellen in RPMI-1640, ergänzt mit nicht hitzeabgetötetem 10% fetalem Kälberserum (vollständig (c)RPMI) in einem T75-Kolben in einem_{CO2-befeuchteten} Inkubator bei 5% CO₂/37 °C und Subkultur zweimal pro Woche, um eine Dichte von weniger als 1 x 10⁶ Zellen/ml aufrechtzuerhalten.
4. Differenzieren Sie THP-1-Zellen 3 Tage vor der Infektion in Makrophagen, indem Sie die Zellen mehrmals mit einer serologischen Pipette in T75-Kolben vorsichtig pipettieren, um Klumpen zu dispergieren und in ein 50-ml-konisches Röhrchen zu legen.
5. Zentrifugieren Sie die Zellen bei 300 x g für 10 min bei Raumtemperatur, dekantieren Sie den Überstand ab und resuspendieren Sie das Pellet vorsichtig in 2 ml RPMI. Führen Sie die Zellzählung durch, um die Zellen / ml zu schätzen.
6. Saatgut 2 ml THP-1-Makrophagen in 12-Well-Gewebekulturplatten bei einer Dichte von 100.000 Zellen/ml in cRPMI mit 100 ng/ml PMA für 72 h. Entfernen Sie PMA-haltiges Medium aus den Zellen und füllen Sie es vor der MTB-Infektion mit frischem cRPMI auf.
7. Richten Sie individuelle Platten für jeden gewünschten Zeitpunkt ein.
8. Samenzellen mit der gleichen Dichte (100.000 Zellen / ml) in 2-Well-Glaskammerobjektträgern, um die Multiplizität der Infektion (MOI) zu bestimmen.
9. In einen 5%_CO2 befeuchteten Inkubator für 3 Tage bei 37 °C geben.

2. Quantifizierung der MTB-Aufnahme

1. Bestimmung der Mtb-Aufnahme durch Makrophagen (MOI)
   1. Richten Sie die biologische Sicherheitswerkbank der Klasse II (BSC) am Tag der Infektion ein und arbeiten Sie an zwei Schichten Seidenpapier, um verschüttete Flüssigkeiten aufzufangen. Stellen Sie Abfallentsorgungsbehälter gemäß den örtlichen Vorschriften auf.
   2. Aus dem T25-Kolben werden 6-8 ml Mykobakterienkultur entnommen und in ein 15-ml-Polypropylenröhrchen überführt.
      HINWEIS: Röhrchen mit kleinerem Volumen können für kleinere Experimente verwendet werden.
   3. Zentrifugieren Sie das Röhrchen in einer Tischzentrifuge bei Raumtemperatur für 10 min bei 2890 x g.
   4. Nehmen Sie das Röhrchen vorsichtig aus der Zentrifuge und bringen Sie es in die biologische Sicherheitswerkbank. Warten Sie 1 Min., damit sich die Bakterien ansiedeln können.
      1. Gießen Sie den Überstand in den Desinfektionsmittel-Entsorgungsbehälter, verschließen Sie das Röhrchen und resuspendieren Sie die Bakterien im verbleibenden Medium, indem Sie auf die Seite des Röhrchens klopfen. Warten Sie 1 Min., damit sich die Bakterien ansiedeln können.
   5. Fügen Sie 2 ml vorgewärmtes cRPMI hinzu, mischen Sie vorsichtig und geben Sie es in ein 50-ml-konisches Röhrchen.
   6. Resuspendieren Sie die Mykobakterien sehr vorsichtig mit einer 25 G Nadel und 5 ml Spritze. Um sie zu resuspendieren, ziehen Sie die Mykobakteriensuspension in die Spritze und werfen Sie sie sehr vorsichtig an der Seitenwand des Röhrchens aus, um die Aerosolproduktion zu minimieren. Wiederholen Sie 6-8 mal.
      HINWEIS: Seien Sie äußerste Vorsicht, da es sich um eine hochdichte Kultur von Mykobakterien handelt. Um das Risiko einer Nadelstichverletzung zu vermeiden, verwenden Sie, wenn möglich, stumpfe Nadeln und Luer-Lock-Spritzen.
   7. Entsorgen Sie die Nadel und die Spritze in einem scharfen Behälter im BSC.
   8. Die Suspension in ein 2-ml-Mikrofugenröhrchen (mit Schraubverschluss) geben und bei Raumtemperatur 3 min bei 100 x g zentrifugieren, um verbleibende Klumpen zu pelletieren. Bringen Sie das Röhrchen in die Sicherheitswerkbank zurück und warten Sie 1 Min., bis sich die Bakterien ansiedeln können.
   9. Übertragen Sie die oberen 1-1,5 mL des Überstands in ein neues Röhrchen. Entsorgen Sie das Originalrohr im Abfalleimer mit Desinfektionsmittel. Gut mischen und verschiedene Mengen der mykobakteriellen Suspension (z. B. 5, 25, 50, 150 μL) in die 2-Well-Glaskammerobjektträger geben und 3 h in einem CO2-Inkubator bei 37 °C inkubieren.
2. Färbung für säurefeste Bakterien (AFB)
   HINWEIS: Nach 3 h Inkubation werden die Makrophagen gewaschen und mit Paraformaldehyd fixiert, um Mykobakterien zu inaktivieren. Die Objektträger werden dann mit einem modifizierten Auramine O-Kit (siehe Materialtabelle) gefärbt, um die Phagozytosierung von Mykobakterien pro Zelle zu schätzen. Aufgrund ihrer wachsartigen Zellwand behalten Mykobakterien den Auramin-Farbstoff nach einer Säure-Alkohol-Wäsche. Die Makrophagenkerne werden dann mit Hoechst gegengefärbt. Diese Methode ermöglicht es, die Anzahl der phagozytierten Bakterien pro Zelle zu zählen und wird verwendet, um die Multiplizität der Infektion (MOI) der Makrophagen zu bestimmen.
   1. Entfernen Sie das Medium aus dem Glaskammerobjektträger, nachdem Sie dreimal auf und ab pipettiert haben, um Bakterien zu entfernen, die nicht phagozytiert wurden.
   2. Einmal mit 2 mL PBS bei Raumtemperatur waschen.
   3. Lagerbestände von 4% Paraformaldehyd, gelöst in PBS in Aliquoten bei -20 °C für bis zu 6 Monate. Ein Aliquot von 4% Paraformaldehyd unmittelbar vor Gebrauch auftauen. Mit PBS auf 2% Paraformaldehyd verdünnen und 2 ml pro Vertiefung hinzufügen.
   4. 10 min bei Raumtemperatur inkubieren. Der Glaskammerobjektträger kann in dieser Phase zur Färbung aus der Sicherheitswerkbank entnommen werden.
   5. Waschen Sie die Rutsche unter einem sanften Leitungswasserstrahl.
   6. Geben Sie genügend Auramin auf den Objektträger, um die Zellen mit einer Kunststofftransferpipette abzudecken, und inkubieren Sie für 1 min bei Raumtemperatur im Dunkeln (Abdeckung mit Aluminiumfolie).
   7. Waschen Sie überschüssigen Farbstoff mit Leitungswasser vom Objektträger und fügen Sie den Entfärbungsmittel / Quencher für 1 min im Dunkeln hinzu.
   8. Den Überschuss mit Leitungswasser abwaschen und 15 min bei Raumtemperatur mit Hoechst 33342 (10 μg/ml in PBS) im Dunkeln inkubieren.
   9. Den Hoechst-Fleck mit Leitungswasser abwaschen, die Kammern entfernen, überschüssiges Wasser vom Objektträger ablassen, einen Tropfen Antifade und Deckglas hinzufügen und an der Luft trocknen.
   10. Untersuchen Sie den Objektträger unter dem Fluoreszenzmikroskop mit dem 100-fachen Ölobjektiv. Mykobakterien fluoreszieren unter dem FITC-Filter grün. Die Kerne fluoreszieren blau unter dem DAPI-Filter (Abbildung 1C).
   11. Bestimmen Sie das MOI, indem Sie die Anzahl der pro Zelle phagozytierten Mykobakterien und den Prozentsatz der infizierten Zellen zählen.
   12. Berechnen Sie das Volumen der mykobakteriellen Suspension, die benötigt wird, um die erforderliche MOI basierend auf der Oberfläche einer Vertiefung in der Platte zu erreichen. Zum Beispiel beträgt die Oberfläche der in diesem Experiment verwendeten Glaskammerobjektträger 4 cm². Ein niedriger MOI (ca. 1-2 Bazillen/Zelle) ist wünschenswert für Experimente, die über mehrere Tage (z.B. 5 Tage) durchgeführt werden.
3. Infektion von Makrophagen
   1. Mischen Sie die Mykobakteriensuspension gut und fügen Sie den Zellen die benötigte Menge auf 12-Well-Platten hinzu, sobald das Volumen bestimmt wurde, das erforderlich ist, um den gewünschten MOI zu erreichen.
   2. Bei 37 °C für 3 h inkubieren, damit Mykobakterien phagozytiert werden können.
   3. Entfernen Sie extrazelluläre Bakterien, indem Sie die Vertiefungen mehrmals mit warmem RPMI oder HBSS waschen.
   4. Lysieren Sie die Makrophagen in einer Vertiefung (3-Stunden-Probe), um die prozentuale Zeit bis zur Positivität (TTP) des ursprünglichen Inokulums (3-Stunden-Probe) zu bestimmen, wie in Schritt 3 unten beschrieben.
   5. Frisches cRPMI und die erforderlichen Medikamentendosen oder Vehikelkontrolle in die verbleibenden Vertiefungen geben, die Platten im_{CO2-Inkubator} bei 37 °C für die erforderliche Zeit inkubieren (abhängig vom Versuchsplan, aber in der Regel in mehreren Abständen zwischen 1 und 8 Tagen).

3. Entnahme von Proben für das Flüssigkultur-Detektionssystem

HINWEIS: Am Tag der Infektion werden extrazelluläre Mykobakterien durch Waschen entfernt, und intrazelluläre Mykobakterien werden durch Lyse einer Vertiefung von Makrophagen (3 h Probe) geerntet, um die anfängliche Menge zu bestimmen, die als Ausgangskontrolle für die Infektion phagozytiert wird. Zu folgenden Zeiten werden sowohl das Medium, das Zelllysat als auch die Waschungen kombiniert, um das gesamte mykobakterielle Wachstum zu messen. Extrazelluläres und intrazelluläres Wachstum können auf Wunsch auch getrennt beurteilt werden.

1. Entnahme einer 3-stündigen Probe zur Bestimmung der TTP
   1. Nach den ersten 3 Stunden der Infektion werden extrazelluläre Mykobakterien aus allen Vertiefungen abgewaschen, wie in Schritt 2.3.3 beschrieben. Fügen Sie 1 ml frische Medien in die 3-Stunden-Kontrollmulde hinzu, um das Lysatvolumen mit denen späterer Zeitpunkte auszugleichen.
      HINWEIS: Siehe Schritt 3.2.7, wenn extrazelluläre Mykobakterien von der Analyse ausgeschlossen werden sollen.
2. Musterkollektion
   1. Warme MB-Brühe und Instrumentenkulturflaschen, um sie auf Raumtemperatur zu bringen.
   2. Überführen Sie das Medium von der 12-Well-Platte in die entsprechenden beschrifteten konischen Rohre.
   3. 500 μL steriler Lysepuffer (0,1% Triton x-100 in PBS, gefiltert durch einen sterilen 0,2 μm Filter) für 10 min in jede Vertiefung geben.
   4. Die Zellen vorsichtig mit einem sterilen Schaber aus dem Vertiefung abkratzen und mit dem Medium im entsprechenden konischen Röhrchen verbinden.
   5. Waschen Sie die Vertiefung mit 0,5 ml sterilem PBS und geben Sie sie in das entsprechende Röhrchen.
   6. Führen Sie jede Probe 6-8 Mal vorsichtig durch eine Nadel und Spritze (25 G), um die Klumpen aufzubrechen. Verdünnte Proben 1:10 in MB-Brühe; 100 μL Probe + 900 μL MB Medium.
   7. Zu den erforderlichen Zeiten/Tagen (in der Regel zwischen 1 und 8 Tagen) werden die restlichen Proben mit den Schritten 3.2.1-3.2.6 entnommen.
      HINWEIS: Forscher ziehen es möglicherweise vor, extrazelluläre Mykobakterien von ihrer Analyse auszuschließen, in diesem Fall wird in Schritt 3.2.2 oben das Medium aus jeder Vertiefung verworfen und Makrophagen werden mehrmals gewaschen, bevor Lysepuffer hinzugefügt wird.
3. Beimpfung und Beladung von Instrumentenkulturflaschen
   HINWEIS: Details zum Flüssigkulturgerät und den zugehörigen Verbrauchsmaterialien finden Sie in der Materialtabelle.
   1. Sterilisieren Sie den Gummiverschluss der Instrumentenkulturflasche mit Seidenpapier, das mit 70% Alkohol getränkt ist, und lassen Sie es an der Luft trocknen.
      HINWEIS: Dieser Schritt muss im BSC durchgeführt werden.
   2. Bereiten Sie die Flaschen vor, indem Sie genügend Nährstoffergänzungen für alle Proben in ein konisches Röhrchen (0,5 ml / Flasche) geben. Verwenden Sie eine Nadel und eine Spritze, um 0,5 ml Nährstoffergänzung in die Instrumentenkulturflasche zu injizieren.
   3. 500 μL der verdünnten Probe (1:10) werden in ein 1 ml V-Bodenröhrchen pipettiert.
   4. Verwenden Sie eine Nadel und eine Spritze, um die 500 μL Probe in die zugewiesene Instrumentenkulturflasche zu injizieren.
   5. Sterilisieren Sie den Gummiverschluss der Instrumentenkulturflasche mit Seidenpapier, das mit 70% Alkohol getränkt ist, und lassen Sie es an der Luft trocknen. Wischen Sie die Flaschen mit Seidenpapier ab, das mit 70% Alkohol getränkt ist, bevor Sie sie aus dem BSC entfernen.
   6. Transportieren Sie die Flaschen vorsichtig von der Biosicherheitswerkbank zum Beladungsinstrument.
   7. Drücken Sie die Ladetaste am automatisierten mikrobiellen Detektionssystem.
   8. Scannen Sie die Barcodes auf Instrumentenkulturflaschen und legen Sie die Flaschen bis zu 42 Tage lang bei 37 °C in den Inkubator des Detektionssystems. Lesen und notieren Sie die Zeit, die benötigt wird, um eine Positivität vom Instrumentenbildschirm aus zu erreichen.
      HINWEIS: Der Barcode ermöglicht es dem Gerät, die Flasche zu identifizieren und Reflexionswerte mit einer bestimmten Flasche zu verknüpfen.
   9. Berechnen Sie die prozentuale Zeit bis zur Positivität (TTP), indem Sie die TTP des anfänglichen intrazellulären Inokulums (Tag 0) mit der von Makrophagen vergleichen, die für die angegebenen Zeiten kultiviert wurden. Eine positive Veränderung des prozentualen TTP bedeutet mykobakterielles Wachstum¹³.
      Zum Beispiel für Tag 3:
      Prozentuale Veränderung der Zeit bis zur Positivität =

Ergebnisse

Das in dieser Studie verwendete automatisierte Flüssigkulturgerät überwacht alle 10 min den CO₂ -Gehalt. Eine Farbänderung im Sensor am Boden der Instrumentenflasche wird farbmetrisch gemessen und als Reflexionseinheiten ausgedrückt. Die Gerätesoftware wendet dann Detektionsalgorithmen an, um die Zeit bis zur Positivität (TTP) zu berechnen, d. H. Die Anzahl der Tage von der Inokulation bis zur Markierung der Kulturen als positiv (Abbildung 1A). Eine umgekehrte Beziehung zwi...

Diskussion

Die Autoren haben die in diesem Protokoll beschriebene Flüssigkulturmethode verwendet, um das Mtb-Wachstum in Monozyten-abgeleiteten Makrophagen und Alveolarmakrophagen und THP-1-Zellen zu überwachen, die mit PMA^11,16,17 differenziert sind. Diese Technik kann auch für die Verwendung mit nicht adhärenten Zellen^{modifiziert werden 12}. In jüngerer Zeit wurde das Instrument auch in präklinischen Studien ...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
IX51 Fluorescent Microscope	Olympus, Japan	N/A	AFB detection and imaging
2 mL microtube, flat bottom, screw cap, sterile	Sarstedt, North Carolina, USA	72.694.006	Mtb infection of macropahges
5 mL syringe, Luer lock	BD Biosciences, San Jose, CA, USA	SZR-150-031K	Mtb infection of macropahges/CFU
50 mL tube, sterile	Sarstedt, North Carolina, USA	62.547.254	Mtb infection of macropahges
all-trans-Retinoic Acid (ATRA) ≥98% (HPLC)	Sigma Aldrich, Missouri, USA	R2625	Host directed therapy candidate
BacT/ALERT 3D Microbial Detection System	Biomerieux ( Hampshire, UK)	247001	Broth-based colormetric detection system
BACT/ALERT MP  BACT/ALERT MP Nutrient Supplement	Biomerieux ( Hampshire, UK)	414997	Broth-based colormetric detection assay
BACT/ALERT MP culture bottles	Biomerieux ( Hampshire, UK)	419744	Broth-based colormetric detection assay
BD BBL Middlebrook ADC Enrichment, 20 mL	BD Biosciences, San Jose, CA, USA	M0553	Mycobacterium liquid culture
BD BBL Middlebrook OADC Enrichment, 20mL	BD Biosciences, San Jose, CA, USA	M0678	Colony Forming Units
Cell scraper, 25 cm	Sarstedt, North Carolina, USA	83.1830	Harvest of lmacrophage lysates
Corning Syringe Filter, 0.2 µm	Corning Incorporated, Germany	431219	Sterilization of lysis buffer
Cover glass (borosilicate), 24 x 50 mm, #1.5 thickness	VWR International Limited	631 - 0147
Cycloheximide, from microbial	Sigma Aldrich, Missouri, USA	C7698	Colony Forming Units
Dako Fluorescent Mounting Medium	Agilent Technologies Ireland Limited	S3023	Antifade mounting medium
Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline	Sigma Aldrich, Missouri, USA	D8537	Mtb infection of macropahges
Fetal Bovine Serum, Gibco	Thermo Fisher, Massachusetts, USA	10270106	Macrophage cell culture
Glycerol, Difco	BD Biosciences, San Jose, CA, USA	228220	Colony Forming Units
Hoescht 33342 (bisBenzimide H 33342 trihydrochloride)	Sigma Aldrich, Missouri, USA	B2261	Nuclear stain
IFNγ, recombinant human	R&D Systems Inc, Minnesota, USA	285-IF	Host directed therapy candidate
Labtek 2-well chamber slide, sterile, Nunc	Thermo Fisher, Massachusetts, USA	TKT-210-150R	Mtb infection of macropahges
L-Asparagine, anhydrous	Sigma Aldrich, Missouri, USA	A4159	Colony Forming Units
Linezolid	Sigma Aldrich, Missouri, USA	PZ0014	Antibiotic
Microlance Hypodermic Needle 25 G	BD Biosciences, San Jose, CA, USA	300400	Mtb infection of macropahges/CFU
Middlebrook 7H10 Agar Base	BD Biosciences, San Jose, CA, USA	M0303	Colony Forming Units
Middlebrook 7H9 Broth Base	BD Biosciences, San Jose, CA, USA	M0178	Mycobacterium liquid culture
Modified Auramine O Stain and Decolourizer	Scientific Device Laboratory, IL, USA	345-250	AFB stain
Paraformaldehyde	Sigma Aldrich, Missouri, USA	158127	Mtb infection of macropahges
Petri dishes, 92 x 16mm (20/bag)	Sarstedt, North Carolina, USA	82.1473.001	Colony Forming Units
Phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA)	Sigma Aldrich, Missouri, USA	P8139	Macrophage cell culture
Polysorbate 80, Difco	BD Biosciences, San Jose, CA, USA	231181	Mycobacterium liquid culture
RPMI-1640, Gibco	Thermo Fisher, Massachusetts, USA	52400025	Macrophage cell culture
Sterile Cell Spreader, L-Shaped	Fisherbrand, Thermo Fisher, MA, USA	RB-44103	Colony Forming Units
T25 TC flask, angled neck, filter cap, sterile, Nunc	Thermo Fisher, Massachusetts, USA	156367	Mycobacterium liquid culture
THP-1 cell line	ATCC, Virginia, USA	ATCC TIB-202	Macrophage cell culture