Echtzeitüberwachung der mitochondrialen Atmung in zytokindifferenzierten humanen primären T-Zellen

Zusammenfassung

Die metabolische Anpassung ist für T-Zellen von grundlegender Bedeutung, da sie Differenzierung, Persistenz und Zytotoxizität bestimmt. Hier wird ein optimiertes Protokoll zur Überwachung der mitochondrialen Atmung in ex vivo Zytokin-differenzierten humanen primären T-Zellen vorgestellt.

Zusammenfassung

Während der Aktivierung passt sich der Stoffwechsel von T-Zellen an Veränderungen an, die sich auf ihr Schicksal auswirken. Eine Erhöhung der mitochondrialen oxidativen Phosphorylierung ist für die T-Zell-Aktivierung unerlässlich, und das Überleben von Gedächtnis-T-Zellen hängt vom mitochondrialen Umbau ab. Folglich beeinflusst dies das langfristige klinische Ergebnis von Krebsimmuntherapien. Veränderungen der T-Zell-Qualität werden oft durch Durchflusszytometrie unter Verwendung bekannter Oberflächenmarker und nicht direkt durch ihren Stoffwechselzustand untersucht. Dies ist ein optimiertes Protokoll zur Messung der mitochondrialen Atmung primärer menschlicher T-Zellen in Echtzeit mit einem extrazellulären Flussanalysator und den Zytokinen IL-2 und IL-15, die den T-Zell-Stoffwechsel unterschiedlich beeinflussen. Es wird gezeigt, dass der Stoffwechselzustand von T-Zellen durch die Messung des Sauerstoffverbrauchs bei der Hemmung von Schlüsselkomplexen im Stoffwechselweg eindeutig unterschieden werden kann und dass die Genauigkeit dieser Messungen in hohem Maße von der optimalen Inhibitorkonzentration und der Inhibitorinjektionsstrategie abhängt. Dieses standardisierte Protokoll wird dazu beitragen, die mitochondriale Atmung als Standard für die T-Zell-Fitness bei der Überwachung und Untersuchung von Krebsimmuntherapien zu implementieren.

Einleitung

Die korrekte Entwicklung und Funktion von T-Zellen ist für die Fähigkeit des Immunsystems, Antigene zu erkennen und darauf zu reagieren, unerlässlich. Die mitochondriale oxidative Phosphorylierung (OxPhos) ändert sich je nach Zustand der T-Zelle. Naive T-Zellen verwenden OxPhos überwiegend zur Produktion von ATP, während aktivierte T-Zellen einen metabolischen Übergang durchlaufen, bei dem die Glykolyse dominant ^wird1. Nach der Effektorphase kehrt die kleine verbleibende Teilmenge der Gedächtnis-T-Zellen in einen von ^OxPhos2,3 dominierten Stoffwechselzustand zurück. Die Veränderungen von OxPhos folgen der Differenzierung von T-Zellen in einem solchen Maße, dass auch Teilmengen von T-Zellen durch ihre spezifischen OxPhos-Eigenschaften unterschieden werden ^können1. Umgekehrt ist OxPhos wichtig für die Funktion von T-Zellen, und die Hemmung von OxPhos blockiert nachweislich die Proliferation und Zytokinproduktion von ^T-Zellen4. Daher ist die Fähigkeit, die Eigenschaften von T-Zell-OxPhos präzise und reproduzierbar zu quantifizieren, ein leistungsfähiges Werkzeug für jeden, der mit T-Zellen arbeitet.

In diesem Protokoll werden die Eigenschaften von T-Zell-OxPhos mit einem extrazellulären Flussanalysator gemessen. Die Kernfunktion dieses Analysators besteht darin, kontinuierlich den Sauerstoffgehalt der Wachstumsmedien der zu analysierenden Zellen zu messen. Es wird angenommen, dass Sauerstoff, der aus den Wachstumsmedien entfernt wird, von den Zellen aufgenommen wird. Durch die Behandlung der Zellen mit einer Vielzahl von Oxphos-Inhibitoren oder Modifikatoren ist ein Abfall der Sauerstoffaufnahme mit der gehemmten oder modulierten Funktion verbunden. Zum Beispiel führt die Hemmung der ATP-Synthase zu einer reduzierten zellulären Aufnahme von Sauerstoff, der sonst zur Herstellung von ATP durch oxidative Phosphorylierung verwendet würde. Andere Geräte, einschließlich der Clark-Elektrode und des Oroboros-Instruments, bieten eine ähnliche Funktionalität, und jedes Instrument hat unterschiedliche Vorteile und Mängel. Eine breite Palette von Zelltypen kann für Studien in diesen Geräten verwendet werden, aber ein besonders herausfordernder Zelltyp sind menschliche primäre T-Lymphozyten5. Aufgrund ihrer geringen Größe, ihres schlechten Ex-vivo-Überlebens und ihrer nicht adhärenten Eigenschaften können menschliche primäre T-Zellen schwierig zu untersuchen sein.

Dies ist ein Protokoll zur Untersuchung der mitochondrialen Atmung menschlicher primärer T-Zellen durch einen extrazellulären Analysator. Das Protokoll ist in einen Optimierungslauf unterteilt, bei dem optimale Konzentrationen der Zellzahl pro Well, sowie die optimale Konzentration von Oligomycin und FCCP, bestimmt werden. Weiterhin ein Assay-Lauf, bei dem die optimierten Bedingungen genutzt werden.

Unter Verwendung von aus Blut gewonnenen humanen PBMCs und ex vivo primären T-Zellkulturen zeigt dieses Protokoll die Bedeutung einer optimalen Inhibitorkonzentration und die Relevanz der Verwendung separater anstelle einer sequentiellen Injektion von mitochondrialen Inhibitoren bei der Arbeit mit empfindlichen Zelltypen. Schließlich wird gezeigt, dass dieser Assay subtile Unterschiede in der mitochondrialen Atmung bei Polarisation mit den Zytokinen IL-2 und IL-15 robust nachweisen kann.

Protokoll

Die Experimente wurden nach den Richtlinien des Herlev-Krankenhauses und der Hauptstadtregion Dänemarks durchgeführt.

HINWEIS: Dieses Protokoll enthält Anweisungen für einen Optimierungslauf und einen Assays-Lauf. Es steht klar im Text, wenn Anweisungen für einen Optimierungslauf oder einen Assay-Lauf gelten. Führen Sie einen Optimierungslauf durch, bevor Sie mit den Assay-Läufen fortfahren

1. Menschliche periphere Blut mononukleär (PBMC) Isolierung von Buffy Coats

1. PBMC-Isolierung
   1. Sammeln Sie Buffy-Mäntel von der entsprechenden Institution (gesammelt in Blutsammelbeuteln). Buffy-Mäntel stammen von gesunden Spendern. Schließen Sie Spender aus, die kürzlich Schmerzmittel verwendet haben.
   2. Besprühen Sie den Blutentnahmebeutel mit der Buffy-Schicht mit 70% Ethanol, bevor Sie ihn in einen Laminar-Flow-Schrank geben. Verwenden Sie immer sterile Techniken und sterile Hardware für alle Schritte
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die richtigen Genehmigungen für den Umgang mit menschlichen Blutproben eingeholt werden.
   3. Überführen Sie das Blut in ein steriles 50 ml Zentrifugenröhrchen.
   4. Verdünnen Sie das Blut mindestens 10% mit nicht ergänztem RPMI 1640.
   5. Gießen Sie 20 ml des bevorzugten Dichtegradientenmediums in ein 50 mL Zentrifugenröhrchen.
   6. Saugen Sie 25 ml des verdünnten Blutes in eine serologische Pipette ab. Stellen Sie die elektrische Pipettensteuerung auf die niedrigste Geschwindigkeit ein.
   7. Halten Sie das Rohr mit Dichtegradientenmedium in einem Winkel von 45° und legen Sie die serologische Pipettenspitze auf die Innenseite des 50 ml Zentrifugenröhrchens. Geben Sie langsam 25 ml des verdünnten Blutes aus der serologischen Pipette ab.
   8. Stellen Sie sicher, dass sich das verdünnte Blut und das Dichtegradientenmedium nicht vermischen. Stellen Sie sicher, dass das verdünnte Blut auf dem Dichtegradientenmedium ruht.
   9. Wiederholen Sie dies mit nachfolgenden Dichtegradienten-Mediumröhrchen, bis das gesamte verdünnte Blut verarbeitet ist.
   10. Bewegen Sie die Röhrchen vorsichtig zu einer Zentrifuge und Zentrifuge bei 1000 x g für 30 min in einem ausschwenkbaren Rotor bei Raumtemperatur (RT). Stellen Sie sicher, dass die Beschleunigung und der Bruch minimal sind.
       HINWEIS: Nach der Zentrifugation sollten verschiedene Schichten sichtbar sein. Die obere, klare rosa-orange Schicht besteht aus dem Blutplasma und den Blutplättchen. Die mittlere weiße Schicht besteht aus den PBMCs, gefolgt von einer klaren Schicht, die aus dem Dichtegradientenmedium besteht, und schließlich einer dunkelroten Schicht am Boden mit roten Blutkörperchen.
   11. Mit einer sterilen Pasteur-Pipette die PBMC-haltige weiße Schicht vorsichtig zu einem 50 ml Zentrifugenröhrchen abspritzen.
       HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Sie das Dichtegradientenmedium nicht übertragen, da dies die nachgeschaltete Reinigung beeinträchtigt. Überschüssiges Plasma hat keinen Einfluss auf die Ergebnisse.
   12. Fassen Sie alle gesammelten PBMCs im selben 50-ml-Zentrifugenröhrchen zusammen und füllen Sie mit RPMI 1640 bis zu 50 ml.
   13. Zentrifen Sie die Zellen bei 500 x g für 5 min bei RT (führen Sie die verbleibenden Zentrifugationsschritte bei dieser Einstellung durch, sofern nicht anders angegeben).
   14. Aspirieren Sie den Überstand und suspendieren Sie die Zellen in 30 ml RPMI 1640. Zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer oder einem automatisierten Zellzähler.
   15. Für die Kryokonservierung resuspendieren Sie maximal 30 Millionen Zellen pro 1 ml Gefriermedium.
   16. Die Zellen in Kryoröhrchen überführen und mit einem ratengesteuerten Gefrierbehälter (-1 °C pro min) bis -80 °C einfrieren. Für die Langzeitlagerung verschieben Sie die PBMCs auf -140 °C.
       HINWEIS: Begrenzen Sie die Zeit, in der sich die Zellen im gefrierenden Medium bei RT befinden. Bei RT ist DMSO für Zellen hochgiftig.

2. Kultivierung aktivierter humaner primärer T-Lymphozyten

1. Auftauen der Zellen (Tag 1)
   1. Vorwärmen Sie 10 ml RPMI 1640 pro Probe auf etwa 37 °C.
   2. Nehmen Sie die gewünschte Anzahl von Zellampullen und lagern Sie sie vorübergehend auf Trockeneis.
   3. Suspendieren Sie die gefrorenen Zellen in 10 ml vorgewärmtem RPMI 1640.
   4. Zentrifugieren Sie die Zellen für 5 min bei 500 x g bei RT.
   5. Den Überstand entsorgen und die Zellen erneut waschen, indem man in 10 ml RPMI 1640 resuspendiert und wie in 2.1.4 beschrieben zentrifugiert.
   6. Verwerfen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen bei 2 x ¹⁰⁶ Zellen pro ml X-VIVO 15 medium + 5% humanes Serum (im Folgenden: T-Zell-Medium).
   7. Platte 2 ml der Zellen pro Well in einer 24-Well Zellkulturplatte und Inkubation über Nacht bei 37 °C und 5% _CO2.
2. Aktivierung von Zellen (Tag 0)
   1. Waschen Sie CD3/CD28-Perlen, indem Sie 12,5 μL Perlen pro 1 Million Zellen in ein Mikrozentrifugenröhrchen übertragen. 12,5 μL PBS pro 12,5 μL Perlen hinzufügen.
      HINWEIS: Es ist wichtig, die Durchstechflasche mit Perlen vor dem Gebrauch zu wirbeln.
   2. Legen Sie das Mikrozentrifugenröhrchen für 1 min auf einen geeigneten Magneten.
   3. Verwerfen Sie den Puffer und suspendieren Sie die Perlen im ursprünglichen Volumen des T-Zell-Mediums (12,5 μL T-Zell-Medium pro 12,5 μL des ursprünglichen Volumens der Perlen).
   4. Fügen Sie 12,5 μL Kügelchen pro Million Zellen hinzu, was einem Verhältnis von 1:2 entspricht (Perlen: Zellen).
   5. Teilen Sie die Zellen in zwei Bedingungen mit jeweils etwa 5 Millionen Zellen.
   6. Fügen Sie das richtige Volumen an Zytokinen zu den in Tabelle 1 genannten Bedingungen hinzu.
   7. Inkubieren Sie die Zellen für 3 Tage bei 37 °C und 5% _CO2.
3. Kultivierung von Zellen (Tag 3 und 5)
   1. Suspendieren Sie die Zellen und teilen Sie sie auf, indem Sie die Hälfte des Volumens von jedem Brunnen in ein neues Bohrloch übertragen. Fügen Sie jedem Welle das gleiche Volumen an frischem T-Zell-Medium hinzu.
   2. Fügen Sie jeder Bedingung neue Zytokine hinzu, wie in Tabelle 1 erwähnt.

3. Extrazellulärer Flusstest

1. Hydratation der Sensorkartusche (Tag 0)
   1. Packen Sie die Sensorkassette aus und entfernen Sie die Sensorkassette vorsichtig von der Utility-Platte.
   2. Legen Sie die Sensorpatrone kopfüber ab und achten Sie darauf, die Sensorsonden nicht zu berühren.
   3. Füllen Sie die Gebrauchsplatte mit 200 μL Kalibrant (siehe Materialtabelle für Details) und setzen Sie die Sensorpatrone vorsichtig wieder in die Utility-Platte ein.
   4. Alternativ können Sie, um jegliche Blasenbildung zu vermeiden, die Sensorpatrone über Nacht in sterilem Reinstwasser inkubieren und am Morgen des Assays durch ein vorgewärmtes Kalibrant ersetzen.
   5. Inkubieren Sie die Sensorkartuschenplatte bei 37 °C in einem nicht _{CO2-regulierten} Wärmeschrank über Nacht.
      HINWEIS: Es ist sehr wichtig, einen nicht CO2-regulierten Schrank zu verwenden_{, da überschüssiges CO2 die Sensorpatrone beeinflusst.} Stellen Sie sicher, dass der Flux-Analysator (siehe Materialtabelle für Details) mindestens einen Tag vor Gebrauch eingeschaltet ist, damit er sich auf 37 °C erwärmen kann.
2. Zellbeschichtung und Herstellung von mitochondrialen Inhibitoren (Tag 1)
   1. Bereiten Sie eine Beschichtungslösung (siehe Materialtabelle) vor, die NaHCO3 (pH 8,3, 0,1 M, 1128 μL), Cell-Tak (1 mg/ml, ₄₈ μL) und NaOH (1,0 M, 24 μL) enthält.
      HINWEIS: Die Beschichtungslösung sollte immer frisch hergestellt und verwendet werden.
   2. Öffnen Sie eine frische XF-Zellkulturplatte und geben Sie 12 μL der frisch zubereiteten Beschichtungslösung zu jeder Vertiefung. Sorgen Sie für eine gleichmäßige Verteilung der Beschichtungslösung im Boden aller Vertiefungen.
   3. Inkubieren Sie die Platte bei RT mit aufgesetztem Deckel für 30 Minuten und entsorgen Sie die verbleibende flüssige Lösung aus allen Vertiefungen.
   4. Waschen Sie die Platte mit 200 μL sterilem Wasser und entsorgen Sie die Flüssigkeit.
   5. Waschen Sie die Platte mit 200 μL sterilem PBS in Zellkulturqualität und entsorgen Sie die Flüssigkeit.
   6. Lassen Sie die Platte bei RT und lassen Sie sie mindestens 30 min trocknen.
3. Platten-T-Zellen in der XF-Zellkulturplatte (Tag 1)
   1. Bereiten Sie 50 ml Assay-Medien vor, indem Sie geeignete XF RPMI-Medien mit Glukose, Pyruvat und Glutamin gemäß Versuchsaufbau mischen (empfohlene Werte: 4 mM Glukose, 1 mM Pyruvat und 3 mM Glutamin).
   2. In einem nicht _{CO2-regulierten} Inkubator auf 37 °C erhitzen und den pH-Wert auf 7,4 einstellen. Stellen Sie sicher, dass genügend Medien vorhanden sind, um Zellen zu beschichten und Oligomycin- und FCCP-Lösungen vorzubereiten (Abschnitt 3.4).
   3. Entwerfen Sie ein Plattenlayout mit einer zunehmenden Anzahl von Zellen pro Bohrung für den Optimierungslauf oder Assay-Lauf. Verwenden Sie vier 4 Vertiefungen, die mit Medien gefüllt und mit Medien injiziert werden, für Hintergrundmessungen.
   4. T-Zellen, die in Abschnitt 2.3 (nach dem bevorzugten Verfahren) hergestellt wurden, zählen und die richtige Anzahl von Zellen zu jeder Vertiefung der mit der Beschichtungslösung beschichteten XF-Zellkulturplatte gemäß dem Plattenlayout pipettieren.
      HINWEIS: Das endgültige Volumen jedes Brunnens kann variieren, muss aber ausreichen, um den Boden des Brunnens abzudecken.
   5. Zentrifen Sie die XF-Zellkulturplatte bei 1000 x g bei RT für 10 Minuten, um die T-Zelle an der beschichteten Oberfläche zu befestigen.
   6. Waschen Sie die Zellen mit 200 μL Assay-Medien, entsorgen Sie die Medien und fügen Sie 180 μL Assay-Medien hinzu.
      HINWEIS: Untersuchen Sie die Vertiefungen visuell mit einem inversen Lichtmikroskop, um sicherzustellen, dass die Zellen befestigt und gleichmäßig über die Brunnenoberfläche verteilt sind.
   7. Inkubieren Sie die XF-Zellkulturplatte 30 Minuten lang im nicht _{CO2-regulierten} Wärmeschrank, um sicherzustellen, dass die Temperatur der Platte 37 ° C beträgt.
4. Beschickung der Sensorkassette mit Oligomycin und FCCP für den Optimierungslauf (Tag 1)
   HINWEIS: Wenn die Konzentrationen von Oligomycin und FCCP bereits optimiert wurden, fahren Sie mit Abschnitt 3.5 fort.
   1. Es werden Arbeitslösungen von Oligomycin und FCCP in Assay-Medien (vorbereitet in Schritt 3.3.1) wie in den Schritten 3.4.2 und 3.4.3 beschrieben hergestellt.
   2. Oligomycin-Arbeitslösungen: 5 μM Lösung (2 ml Assay-Medien + 10 μL 1 mM Oligomycin-Stamm) und 3 μM Lösung (8 ml Assay-Medien + 24 μL 1 mM Oligomycin-Brühe).
   3. FCCP-Arbeitslösung: Herstellung von 2 μM Lösung (2 ml Assay-Medien + 13,2 μL 300 μM FCCP-Material) und einer 1,3 μM-Lösung (8 ml Assay-Medien + 34,6 μL 300 μM FCCP-Material)
   4. Laden Sie die Arbeitslösungen von Oligomycin oder FCCP in die Einspritzanschlüsse der Sensorpatrone (Tabelle 2).
      ANMERKUNG. Es ist wichtig, dass keine Einspritzöffnungen nur Luft enthalten. Wenn aus irgendeinem Grund nicht alle Injektionsports verwendet werden, müssen leere Ports mit Assay-Medien gefüllt werden.
   5. Klopfen Sie vorsichtig an die Kanten der Platte auf dem Tisch, um potenzielle Blasen in den Einspritzöffnungen zu entfernen.
5. Laden der Sensorkassette mit Oligomycin, FCCP und Antimycin A für den Assay-Lauf (Tag 1)
   1. Bereiten Sie Lösungen von Oligomycin, FCCP in Assay-Medien (hergestellt in Schritt 3.3.1) entsprechend den optimalen Konzentrationen vor, die in einem früheren Optimierungslauf identifiziert wurden. Bereiten Sie auch eine 20 μM Antimycin A-Lösung vor.
   2. Laden Sie 20 μL entweder Oligomycin oder FCCP in den Einspritzanschluss A der Sensorkassette entsprechend dem Plattenlayout. Fügen Sie 22 μL 20 μM Antimycin A zu Injektionsport B aller Vertiefungen hinzu. Die resultierende Konzentration von Antimycin A, die einmal in die Vertiefung injiziert wurde, beträgt 2 μM.
6. Einrichten des experimentellen Protokolls in der Flux Analyzer-Software.
   1. Weisen Sie die Gruppen und die Plattenzuordnung für jede Bedingung pro Plattenlayout zu.
   2. Entwerfen Sie das Protokoll gemäß der Injektionsstrategie (Tabelle 3 und Abbildung 1).
      HINWEIS: Beim Ausführen von Assay-Läufen können die Injektionen C und D entfallen.
   3. Speichern Sie die Assay-Einrichtung, füllen Sie die Informationen aus, die für den Assay erforderlich sind, und drücken Sie Start.
   4. Der Flussanalysator fragt nach der in Abschnitt 3.5 vorbereiteten Sensorpatrone. Entfernen Sie den Deckel und setzen Sie die Sensorpatrone gemäß den Anweisungen des Analysators ein.
      HINWEIS: Der Assay kalibriert und überprüft Sensoren, die durch Häkchen gekennzeichnet sind. Nach erfolgreicher Kalibrierung fordert der Analysator die in Abschnitt 3.3 vorbereitete XF-Zellkulturplatte an. Die Gebrauchsplatte wird aus dem Analysator ausgeworfen und durch die XF-Zellkulturplatte ersetzt, um den Assay zu starten.

Ergebnisse

Eine korrekte Bestimmung der OxPhos-Eigenschaften ist ein unverzichtbares Werkzeug bei der Untersuchung von T-Zellen. Wenn die Assay-Bedingungen jedoch nicht optimiert wurden, besteht ein erhebliches Risiko irreführender oder fehlerhafter Ergebnisse. In diesem Protokoll liegt ein starker Fokus auf der Optimierung der Zellzahl pro Vertiefung und der zu verwendenden Konzentrationen von Oligomycin und FCCP. In der beschriebenen Einrichtung werden Oligomycin und FCCP inkrementell in dieselbe Vertiefung gegeben, wodurch die ...

Diskussion

Eine detaillierte und korrekte Quantifizierung der oxidativen Phosphorylierung ist ein unverzichtbares Werkzeug bei der Beschreibung der Energiezustände von T-Zellen. Der Zustand der mitochondrialen Fitness kann in direktem Zusammenhang mit dem T-Zell-Aktivierungspotenzial, dem Überleben und der Differenzierung ^stehen1,5. Mit diesem Protokoll ist es möglich, die verschiedenen Eigenschaften der oxidativen Phosphorylierung zu bestimmen (siehe Tabelle 4

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
24-well tissue culture plate	Nunc	142485
Anti-CD3xCD28 beads	Gibco	11161D
Antimycin A	Merck	A8674
Carbonyl cyanide 4-(trifluoromethoxy)-phenylhydrazone (FCCP)	Sigma-Aldrich	C2920
Cell-Tak	Corning	354240	For coating
Dimethyl sulfoxide (DMSO)	Sigma Aldrich	D9170
Human Serum	Sigma Aldrich	H4522	Heat inactivated at 56 °C for 30 min
IL-15	Peprotech	200-02
IL-2	Peprotech	200-15
Lymphoprep	Stemcell Technologies	07801
Oligomycin	Merck	O4876
PBS	Thermo Fisher	10010023
RPMI 1640	Gibco-Thermo Fisher	61870036
Seahorse Calibrant	Agilent Technologies	102416-100
Seahorse XF 1.0 M glucose solution	Agilent Technologies	103577-100
Seahorse XF 100 mM pytuvate solution	Agilent Technologies	103578-100
Seahorse XF 200 mM glutamine solution	Agilent Technologies	103579-100
Seahorse XF RPMI medium, pH7.4	Agilent Technologies	103576-100	XF RPMI media
Seahorse XFe96 Analyser	Agilent Technologies		Flux analyzer
Seahorse XFe96 cell culture microplates	Agilent Technologies	102416-100	XF cell culture plate
Seahorse XFe96 sensor cartridge	Agilent Technologies	102416-100
Sodium Bicarbonate concentrate 0.1 M (NaHCO3)	Sigma Aldrich	36486
Sodium Hydroxide solution 1 N (NaOH)	Sigma Aldrich	S2770-100ML
X-VIVO 15	Lonza	BE02-060F
T cell beads magnet DynaMag-2 Magnet	Thermo Fisher	12321D
Seahorse wave			Flux analyzer software