Modifizierte Technik zur Verwendung von neonatalen Murinherzen im Langendorff-Präparat

Zusammenfassung

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Aortenkanülierung und die retrograde Perfusion des ex-vivo neonatalen murinen Herzens. Eine Zwei-Personen-Strategie mit einem Seziermikroskop und einer abgestumpften kleinen Messnadel ermöglicht eine zuverlässige Kanülierung. Die Quantifizierung der longitudinalen kontraktilen Spannung erfolgt mit einem Kraftaufnehmer, der mit der Spitze des linken Ventrikels verbunden ist.

Zusammenfassung

Die Verwendung des ex-vivo retrograden perfundierten Herzens ist seit seiner Entwicklung durch Oskar Langendorff vor über einem Jahrhundert ein Eckpfeiler der Ischämie-Reperfusionsuntersuchung. Obwohl diese Technik in den letzten 25 Jahren auf Mäuse angewendet wurde, war ihre Verwendung bei dieser Art auf erwachsene Tiere beschränkt. Die Entwicklung einer erfolgreichen Methode zur konsequenten Kanülierung der neonatalen murinen Aorta würde die systematische Untersuchung des isolierten retrograden perfundierten Herzens während einer kritischen Phase der kardialen Entwicklung in einer genetisch veränderbaren und kostengünstigen Spezies ermöglichen. Die Modifikation des Langendorff-Präparats ermöglicht die Kanülierung und Etablierung der Reperfusion im neonatalen murinen Herzen bei gleichzeitiger Minimierung der ischämischen Zeit. Die Optimierung erfordert eine Zwei-Personen-Technik, um eine erfolgreiche Kanülierung der neugeborenen Mausaorta mit einem Seziermikroskop und einer modifizierten handelsüblichen Nadel zu ermöglichen. Die Verwendung dieses Ansatzes wird die retrograde Perfusion innerhalb von 3 Minuten zuverlässig etablieren. Da die Zerbrechlichkeit des neonatalen Mausherzens und der Ventrikelhöhle die direkte Messung des mit einem Ballon erzeugten intraventrikulären Drucks verhindert, ist die Verwendung eines Kraftwandlers erforderlich, der durch eine Naht mit der Spitze des linken Ventrikels verbunden ist, um die kontraktile Längsspannung zu quantifizieren. Diese Methode ermöglicht es den Forschern, erfolgreich eine isolierte retrograde-perfundierte Neugeborenen-Herzvorbereitung für Neugeborene zu etablieren, die das Studium der Entwicklungskardiologie in einer Ex-vivo-Weise ermöglicht. Wichtig ist, dass dieses Modell ein leistungsfähiges Werkzeug sein wird, um die physiologischen und pharmakologischen Reaktionen auf die Ischämie-Reperfusion im neonatalen Herzen zu untersuchen.

Einleitung

Ex-vivo-Herzpräparate sind seit über einem Jahrhundert ein fester Bestandteil physiologischer, pathophysiologischer und pharmakologischer Studien. Ausgehend von der Arbeit von Elias Cyon in den 1860er Jahren passte Oskar Langendorff das isolierte Froschmodell für die retrograde Perfusion an und setzte die Aortenwurzel unter Druck, um den Koronarfluss mit einem sauerstoffhaltigen Perfusat¹ zu gewährleisten. Mit seiner Adaption konnte Langendorff einen Zusammenhang zwischen Koronarzirkulation und mechanischer Funktion² nachweisen. Das ex-vivo retrograde perfundierte Herz, später namensgebend als Langendorff-Technik bezeichnet, ist ein Eckpfeiler der physiologischen Untersuchung geblieben und nutzt seine Einfachheit, um das isolierte Herz in Abwesenheit potenzieller Störfaktoren kraftvoll zu untersuchen. Das Langendorff-Präparat wurde weiter modifiziert, damit das Herz ausstoßen kann (das sogenannte "Arbeitsherz") und das Perfusat rezirkulieren^{kann 3}. Die primären physiologischen Endpunkte von Interesse sind jedoch unverändert geblieben. Zu diesen Endpunkten gehören Messungen der kontraktilen Funktion, der elektrischen Leitung, des Herzstoffwechsels und des Koronarwiderstands⁴.

Um die Herzfunktion in seiner ursprünglichen Froschherzvorbereitung zu bewerten, maß Langendorff die Spannung, die durch die ventrikuläre Kontraktion in der Längsachse erzeugt wird, mit einer Naht, die zwischen der Herzspitze und einem Kraftaufnehmer verbunden ist. ⁵ Die isometrische Kontraktion wurde auf diese Weise quantifiziert, wobei die Basalspannung in Abwesenheit einer ventrikulären Füllung auf das Herz ausgeübt wurde. Die Verfeinerung des Ansatzes hat dazu geführt, dass flüssigkeitsgefüllte Ballons über den linken Vorhof in den linken Ventrikel platziert wurden, um die Myokardleistung während der isovonomen Kontraktion^{zu bewerten 6}. Um den Herzrhythmus und die Herzfrequenz zu beurteilen, können Oberflächenleitungen an den Polen des Herzens platziert werden, damit die Forscher das Elektrokardiogramm aufzeichnen können. Angesichts der obligatorischen Denervierung ist jedoch mit einer relativen Bradykardie zu rechnen. Extrinsisches Pacing kann dazu dienen, dies zu überwinden und die Herzfrequenzvariabilität zwischen den Experimenten^{zu eliminieren 1}. Ein weiteres Ergebnismaß, der Myokardstoffwechsel, kann beurteilt werden, indem der Sauerstoff- und Stoffwechselsubstratgehalt im Koronarperfusat und -abwasser gemessen und die Differenz zwischen ihnen berechnet^{wird 7}. Die Laktatquantifizierung im Koronarabwasser kann bei der Charakterisierung von Perioden des anaeroben Stoffwechsels helfen, wie sie bei Hypoxie, Hypoperfusion, Ischämie-Reperfusion oder metabolischen Störungen beobachtet^{werden 7}.

Langendorffs ursprüngliche Arbeit ermöglichte die Untersuchung des Ex-vivo-Säugetierherzens unter Verwendung von Katzen als Hauptfach⁵. Die Bewertung des isolierten Rattenherzens gewann Mitte der 1900er Jahre an Popularität bei Howard Morgan, der 1967 das Rattenmodell des "arbeitenden Herzens" detailliert^{beschrieb 5}. Der Einsatz von Mäusen begann erst vor 25 Jahren aufgrund der technischen Komplexität, der Gewebezerbrechlichkeit und der relativ geringen murinen Herzgröße. Trotz der Herausforderungen, die mit der Untersuchung von Mäusen verbunden sind, haben die niedrigeren Kosten und die Leichtigkeit der genetischen Manipulation die Attraktivität und Nachfrage solcher murinen Ex-vivo-Präparate erhöht. Leider war die Anwendung der Technik auf erwachsene Tiere beschränkt, wobei juvenile 4 Wochen alte Mäuse die jüngsten Probanden waren, die bis vor kurzem für Ex-vivo-Studien verwendet wurden ^8,9. Während juvenile Mäuse im Vergleich zu Erwachsenen "relativ unreif" sind, ist ihr Nutzen als Probanden für entwicklungsbiologische Studien begrenzt, da sie im Großen und Ganzen von ihrer Muttermutter entwöhnt wurden und bald in die Pubertät^{kommen werden 10}. Die Adoleszenz tritt weit über den postnatalen Übergang in der myokardialen Substratverwertung von Glukose und Laktat zu Fettsäuren^{hinaus auf 11}. So sind die meisten Informationen über die metabolischen Veränderungen im neonatalen Herzen historisch aus der Ex-vivo-Arbeit bei größeren Arten wie Kaninchen und Meerschweinchen^{entstanden 11}.

Tatsächlich gibt es alternative Ansätze für die Langendorff-Vorbereitung. Dazu gehören In-vitro-Experimente, denen die gesamten funktionellen Daten und der Kontext des Organs fehlen, oder In-vivo-Studien. Dies kann technisch herausfordernd und kompliziert sein, indem Variablen wie die kardiovaskulären und respiratorischen Wirkungen eines erforderlichen Anästhetikums, der Einfluss des neurohumoralen Inputs, die Folgen der Kerntemperatur, der Ernährungszustand des Tieres und die Substratverfügbarkeit^12,13 vermischt werden. Da der Langendorff-Ansatz die Untersuchung des isoliert-perfundierten Herzens in einer Ex-vivo-Weise in einer kontrollierteren Weise in Abwesenheit solcher Störfaktoren ermöglicht, wurde und wird er als ein leistungsfähiges Prüfinstrument angesehen. Daher gibt die hier vorgestellte Technik den Forschern einen experimentellen Ansatz für die Ex-vivo-Studie des neugeborenen murinen Herzens und begrenzt die Zeit bis zur Reperfusion.

Die Untersuchung des Herzens in Entwicklungsphasen ist angesichts der weitreichenden biochemischen, physiologischen und anatomischen Übergänge, die während der Myokardreifung auftreten, eine wichtige Überlegung. Verschiebungen vom anaeroben Stoffwechsel zur oxidativen Phosphorylierung, Veränderungen in der Substratverwertung und Progression von der Zellproliferation zur Hypertrophie sind dynamische Prozesse, die einzigartig im unreifen Herzen auftreten^11,14. Ein weiterer kritischer Aspekt des sich entwickelnden Herzens ist, dass Stressoren, die während der notwendigen Perioden auftreten, erhöhte Reaktionen im neugeborenen Herzen hervorrufen und die zukünftige Anfälligkeit für Beleidigungen im Erwachsenenalter verändern^{können 15}. Obwohl frühere Arbeiten neugeborene Ratten, Lämmer und Kaninchen zur Untersuchung des Langendorff-perfundierten neonatalen Herzens verwendet haben, sind angesichts der Bedeutung dieser Spezies für die entwicklungsbiologische Forschung¹⁶ Fortschritte erforderlich, die die Verwendung von Mäusen ermöglichen. Um diesem Bedürfnis gerecht zu werden, wurde kürzlich das erste murine Langendorff-perfundierte neugeborene Herzmodell mit 10 Tage alten Tieren etabliert⁶. Hier wird eine Methode vorgestellt, um eine erfolgreiche Aortenkanülierung zu ermöglichen und eine retrograde Perfusion des isolierten neugeborenen murinen Herzens zu etablieren. Dieser Ansatz kann für Pharmakologie, Ischämie-Reperfusion oder Stoffwechselstudien verwendet werden, die sich auf die Funktion des gesamten Organs konzentrieren, oder kann für die Isolierung von Kardiomyozyten angepasst werden.

Protokoll

Für alle beschriebenen Methoden wurden die Zulassungen des Institutional Animal Care and Use Committee des Columbia University Medical Center eingeholt. Wildtyp C57Bl/6 männliche postnatale Tag 10 Mäuse wurden für die Studie verwendet.

1. Vorbereitung der Langendorff-Apparatur

1. Um die Komplexität zu minimieren, verwenden Sie nicht rezirkulierendes oxygeniertes Perfusat innerhalb der Langendorff-Apparatur (siehe Materialtabelle) über konstanten Durchfluss oder konstanten Druck.
   1. Verwenden Sie Krebs-Henseleit-Puffer (KHB), der 120 mmol/L NaCl, 4,7 mmol/L KCl, 1,2 mmol/L_MgSO4, 1,2 mmol/L_KH2PO4, 1,25 mmol/L _CaCl2, 25 mmol/L NaHCO3 und 11 mmol/L Glucose bei pH 7,4 (siehe Materialtabelle) enthält, mit 95 % O2 und 5 %_CO2 in der Langendorff-Apparatur gleichgestellt und bei 37 °C gehalten.
2. Für den Ansatz mit konstantem Durchfluss sollte eine kontinuierliche Durchflussrate bei ~ 2,5 ml ∙ ^min-1 beibehalten werden.
   HINWEIS: Diese Durchflussrate wird ungefähr den koronaren Fluss von ~ 75-80 ml / g ∙min betragen, da das Durchschnittsgewicht eines 10 Tage alten (P10) Mausherzens ~ 30 mg^17,18 beträgt.

2. Herstellung von Aortenkanülen

1. Stellen Sie die neugeborene Maus-Aortenkanüle aus einer 26 G Edelstahlnadel her (siehe Materialtabelle). Schneiden Sie mit einer scharfen Schere die Nadelspitze ab, um das Ende abzustumpfen. Achten Sie darauf, den Durchmesser des Nadellumens nicht zu crimpen oder einzuschränken. Glätten Sie die Schnittkante und entfernen Sie alle Bohrer, indem Sie das abgestumpfte Ende auf dem Labortisch vorsichtig mit einer Hin- und Herbewegung abkratzen.
   HINWEIS: Mikroskopisch kleine Bohrer und scharfe Kanten müssen entfernt werden, da sie die Aorta der neugeborenen Maus zerreißen und die Aortenklappe beschädigen können. Alternativ können Sie feinkörniges Schleifpapier verwenden.
2. Befestigen Sie die gefertigte Kanüle an der Langendorff-Apparatur und beurteilen Sie Strömung und Widerstand. Messen Sie die Durchflussraten durch die Kanüle, indem Sie die Puffermenge über einen bekannten Zeitraum sammeln und messen. Stellen Sie sicher, dass der tatsächliche Durchfluss der eingestellten Durchflussrate von 2,5 ml ^min-1 entspricht.
3. Quantifizieren Sie die Druckdifferenz über die Kanüle mit fließendem KHB, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.
   1. Messen Sie den Druck im System mit und ohne die hergestellte Kanüle.
   2. Teilen Sie die Druckdifferenz zwischen der Kanüle durch die Durchflussrate auf, um den Kanülenwiderstand gemäß dem Ohmschen Gesetz¹⁵ zu erhalten.
   3. Stellen Sie sicher, dass der hergestellte Kanülenwiderstand ~16,0 ± 1,9 mmHg∙min∙^mL-1 des Gesamtwiderstands⁶ umfasst. Übermäßiger Widerstand deutet auf ein potenziell kompromittiertes Kanülenlumen hin.
      HINWEIS: Beispielrechnung: P mit Kanüle - P _{ohne Kanüle = ΔP}. Wenn P_mit = 48 und P_ohne = 8, dann ist ΔP = 40. Bei einer Durchflussrate (Q) von 2,5 mL min-1 und ΔP von 40 entspricht der Kanülenwiderstand 16 mmHg∙min∙^mL-1 unter Verwendung von R = ΔP/Q = 40 / 2,5 = 16.
4. Entfernen Sie die 26 G Kanüle und befestigen Sie den Hochdruckschlauch (siehe Materialtabelle) an der Verhornungsstelle der Langendorff-Apparatur. Befestigen Sie die Aortenkanüle am distalen Ende des Schlauches. Entlüften Sie den Schlauch und die Kanüle mit sauerstoffhaltigem Puffer, um sicherzustellen, dass alle Blasen entfernt werden.
   HINWEIS: Die Verwendung von Hochdruckschläuchen auf diese Weise ermöglicht es, die Kanüle in eine entferntere Position zu bringen. Dies ist notwendig, um eine Aortenkanülierung mit einem Seziermikroskop neben dem Aufbau zu ermöglichen (Abbildung 1).

3. Organraub

1. Antikoagulierte Mäuse durch intraperitoneale (IP) Injektion von Heparin (10 kU/kg) (siehe Materialtabelle), um die Bildung von koronaren Mikrothromben mit einer 26-G-Nadel auf einer 1-ml-Spritze zu verhindern. Lassen Sie einige Minuten einwirken, bis Heparin zirkuliert, bevor Sie mit der Injektion eines Anästhetikums fortfahren.
2. Betäuben Sie das Tier mit einer IP-Injektion mit einer 26 G Nadel auf einer 1 ml Spritze.
   HINWEIS: Es ist wichtig, das Tier nach der Anästhesieinjektion sorgfältig zu überwachen, um Apnoe und nachfolgende Hypoxie zu vermeiden. Pentobarbital (70 mg/kg) ist eine zuverlässige Wahl der Anästhesie, da es einen schnellen Beginn der Sedierung ermöglicht, ohne Apnoe zu induzieren^19,20. Andere Anästhetika können verwendet werden, vorausgesetzt, dass die verwendeten Dosen keine Apnoe verursachen²¹. Forscher sollten die Auswirkungen alternativer Beruhigungsmittel-Hypnotika auf die Herzfunktion^{berücksichtigen 22,23}. Zervikale Dislokation als primäre Form der Euthanasie kann die Hypoxie und Ischämie vor der Kanülierung verlängern.
3. Setzen Sie die Maus in Rückenlage und sichern Sie die Gliedmaßen sofort nach Bewusstlosigkeit. Verwenden Sie kleine Injektionsnadeln, um jedes Glied zu sichern. Beginnen Sie mit der Ernte, sobald das Tier nicht auf Zehenspitzen reagiert; Das Tier sollte während der ersten Dissektion spontan atmen.
4. Machen Sie einen quer subxiphoiden Schnitt über die Breite des Tieres, um die Bauchhöhle mit einer geraden Sezierschere freizulegen (siehe Materialtabelle).
   HINWEIS: Eine sterile Technik ist nicht erforderlich, da das Verfahren eine Nichtüberlebensoperation darstellt.
   1. Identifizieren Sie das Zwerchfell überlegen und schneiden Sie den vorderen Teil vollständig ein. Schneiden Sie den Brustkorb bilateral entlang der mittleren Achsellinie in eine Kopfhaldenrichtung. Bitten Sie einen Assistenten, den Xiphoidprozess mit einer Pinzette zu erfassen und das Brustbein und die Rippen schädelig zu reflektieren, um die Thoraxorgane freizulegen.
5. Identifizieren Sie die infradiaphragmatische Vena cava inferior (IVC) oberhalb der Leber. Transezieren Sie die IVC mit einer gekrümmten Irisschere, während Sie die leichte vordere und cephaladische Spannung auf dem proximalen Segment mit Iriszange beibehalten (siehe Materialtabelle).
   1. Schneiden Sie mit einer gebogenen Irisschere posterior entlang der vorderen Oberfläche der Wirbelsäule, während Sie die IVC nach oben und aus der Brusthöhle ziehen. Wenn das Herz mobilisiert wird, winkeln Sie die Schere nach vorne und durchtrennen Sie die großen Gefäße überlegen, um Herz und Lunge vollständig zu entfernen.
      HINWEIS: Diese Methode ermöglicht eine schnelle Explantation von Herz und Lunge en bloc.
6. Tauchen Sie das Exemplar sofort in eiskaltes KHB oder Kochsalzlösung ein. Das Herz sollte innerhalb von Sekunden aufhören zu schlagen.

4. Kanülierung

1. Schneiden Sie ein Stück Papiertuch und legen Sie es auf den Boden einer flachen Petrischale, um Reibung zu erzeugen, um das Herz während der Kanülierung zu stabilisieren. Befeuchten Sie mit eiskaltem KHB, um zu verhindern, dass das Herz daran haftet.
   1. Legen Sie die vorbereitete Petrischale unter das Seziermikroskop und stellen Sie den Fokus ein. Legen Sie die Aortenkanüle, die am Hochdruck-Verlängerungsschlauch befestigt ist, zusammen mit einer 5-0-Seidennaht, die lose um ihre Nabe gebunden ist, unter das Seziermikroskop (siehe Materialtabelle).
      HINWEIS: Es muss darauf geachtet werden, die Flüssigkeitsmenge in der Petrischale zu begrenzen, da die luftgefüllten Lungen schweben und die ausgeschnittenen Organe bewegen können.
2. Legen Sie die ausgeschnittenen Thoraxorgane in die Petrischale. Identifizieren Sie unter dem Mikroskop den Thymus anhand seines weißen Glanzes und zweier Lappen und richten Sie die Probe so aus, dass der Thymus anterior und superior²⁴ ist. Dies wird die richtige Ausrichtung des Herzens gewährleisten.
3. Trennen Sie mit einer Pinzette stumpf die Lappen des Thymus, um die großen Gefäße freizulegen. Identifizieren Sie die Aorta, indem Sie unterscheidende Verzweigungsmerkmale des Aortenbogens lokalisieren.
   HINWEIS: Ein dunkelvioletter Farbton grenzt oft den rechten Ventrikel und die Lungenarterie ab. Die aufsteigende Aorta befindet sich zwischen der Hauptlungenarterie und dem rechten Vorhof.
4. Transektieren Sie die Aorta mit einer feinen scharfen Schere (siehe Materialtabelle) direkt in der Nähe des Starts der Arteria subclavia.
   HINWEIS: Wenn die Aorta zu nahe an der Aortenklappe durchblutet wird, ist nicht genügend Aortengewebe vorhanden, um die Kanüle sichern zu können. Alternativ, wenn die Aorta zu hoch durchquert wird, kann Perfusat aus einem oder mehreren Aortenzweigen (wie der Arteria subclavia) austreten.
5. Greifen Sie die durchlässige Aorta vorsichtig mit einer fein gebogenen Pinzette im Juwelierstil (siehe Materialtabelle). Kanülieren Sie die Aorta vorsichtig mit einer 26 G stumpfen Nadel und achten Sie darauf, die Aortenklappe nicht zu beschädigen. Halten Sie sich fest, indem Sie die Aorta mit der fein gekrümmten Pinzette um die Kanüle greifen. Sobald die Kontrolle der Aorta etabliert ist, initiieren Sie eine retrograde Perfusion, um die ischämische Zeit zu begrenzen.
   HINWEIS: Das Herz sollte anfangen zu schlagen und wird blass, wenn Blut aus dem Myokard abfließt und KHB die Koronararterien durchblutet. Das Versäumnis, spontan zu schlagen, das Vorhandensein einer ventrikulären Engorgement oder das Fehlen einer Farbänderung des Herzens weisen auf eine Fehlstellung der Kanüle hin.
6. Bitten Sie den Assistenten, die Enden der locker gebundenen Naht zu greifen und die Aorta vorsichtig um die Kanüle zu wickeln. Drücken Sie die Naht über oder unter die gekrümmte feine Pinzette (halten Sie die Kanüle an Ort und Stelle), abhängig von der Menge des Aortengewebes und anatomischen Überlegungen. Ziehen Sie die Naht fest und bestätigen Sie die Angemessenheit des Koronarflusses.
7. Trennen Sie den Hochdruckschlauch vom Langendorff-Gerät. Greifen Sie die Nabe der Kanüle und trennen Sie die stumpfe Nadel vom Hochdruck-Verlängerungsschlauch. Befestigen Sie schnell die Nabe der Kanüle am Gerät.
   HINWEIS: Es muss darauf geachtet werden, dass das Herz nicht entfernt oder Luft in die Kanüle einfließt.
8. Sobald das Herz in der üblichen Position am Langendorff-Apparat aufgehängt ist und eine ausreichende Durchblutung bestätigt ist, schneiden Sie Lunge, Thymus und überschüssiges Gewebe vorsichtig ab. Schneiden Sie das rechte Atrium ein, damit das Koronarsinusabwasser frei tropfen kann.

5. Funktionsmessung

1. Machen Sie einen kleinen Knoten am Ende einer 5-0 Seidennaht (an einer gebogenen Nadel befestigt). Durchbohren Sie ein kleines Stück Paraffinfolie (2-3 mm x 2-3 mm) mit der Nadel und schieben Sie das Paraffin an das geknotete Ende. Führen Sie die Nadel vorsichtig durch die Spitze des Ventrikels und ziehen Sie die Naht durch das Herz, bis der Paraffinfilm an der Seitenwand des Ventrikels fest sitzt.
   HINWEIS: Der Paraffinfilm verhindert, dass der Knoten das Herz zerreißt und durch den Ventrikel zieht.
2. Führen Sie die Nadel durch die Öffnung des wassergefüllten Wärmemantels des Langendorff-Apparates. Das Herz kann nun umhüllt und erwärmt werden.
3. Befestigen Sie die Nadel am Kraftaufnehmer (siehe Materialtabelle) so, dass der Koronarsinustropf vermieden wird. Stellen Sie die Naht so ein, dass sie 1-2 g Basalspannung anwendet, wie durch die diastolische Spannung oder den Tiefpunkt bei der Spannungsverfolgung angezeigt.
   HINWEIS: Vermeiden Sie es, das Herz von der Kanüle zu ziehen oder die Aorta zu verdrehen, wodurch die Koronarperfusion beeinträchtigt wird.
4. Platzieren Sie Oberflächenelektroden an den oberen und unteren Polen des Herzens, um das Elektrokardiogramm aufzuzeichnen.
   HINWEIS: Verwenden Sie einen pädiatrischen temporären epikardialen Schrittmacherdraht, bei dem die Nadel entfernt wird, um eine flexible Oberflächenelektrode zu erhalten, die mit Bio Amp verbunden ist (siehe Materialtabelle).
5. Untersuchen Sie das Koronarsinusabwasser zur Analyse mit einem 24 G IV-Katheter (siehe Materialtabelle).
6. Subtrahieren Sie den Kanülenwiderstand vom gesamten Systemwiderstand, um einen Koronarwiderstand gemäß dem Kirchhoffschen Gesetz²⁵ zu erhalten.

Ergebnisse

P10-Mäuse wurden verwendet, um einen Zeitpunkt im menschlichen Säuglingsalter zu modellieren^26,27. Fünfzehn isolierte C57Bl/6 neugeborene Mausherzen wurden erfolgreich geerntet und kanüliert. Die Herzen wurden mit einem kontinuierlichen Fluss von 2,5 ml ^min-1 erwärmtem sauerstoffhaltigem KHB durchblutet. Metabolische Parameter, einschließlich Glukoseextraktion, Sauerstoffverbrauch, Laktatproduktion und physiologische Parameter wie Herzfrequenz, P...

Diskussion

Die vorliegende Arbeit beschreibt eine erfolgreiche Aortenkanülierung und retrograde Perfusion im isolierten neugeborenen Mausherzen. Wichtig ist, dass es den Forschern ermöglicht, die Barrieren zu überwinden, die das Alter junger Mäuse und die geringe Herzgröße zuvor⁸ dargestellt haben. Obwohl der Ansatz im Design nicht komplex ist, erfordert er ein erhebliches Maß an technischem Können. Schlüsselschritte, die selbst die technisch versiertesten Ermittler unweigerlich herausfordern werden...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Rodent Langendorff Apparatus	Radnoti	130102EZ
24 G catheter	BD	381511
26 G needle on 1 mL syringe combo	BD	309597
26 G steel needle	BD	305111
5-0 Silk Suture	Ethicon	S1173
Bio Amp	ADInstruments	FE135
Bio Cable	ADInstruments	MLA1515
CaCl2	Sigma-Aldrich	C4901-100G
Circulating heating water Bath	Haake	DC10
curved iris scissor	Medline	MDS10033Z
dissecting microscope	Nikon	SMZ-2B
find spring scissors	Kent	INS600127
Force Transducer	ADInstruments	MLT1030/D
glucose	Sigma-Aldrich	G8270-100G
Heparin	Sagent	400-01
High pressure tubing	Edwards Lifesciences	50P184
iris dressing forceps	Kent	INS650915-4
Jeweler-style curved fine forceps	Miltex	17-307-MLTX
KCl	Sigma-Aldrich	P3911-25G
KH2PO4	Sigma-Aldrich	P0662-25G
MgSO4	Sigma-Aldrich	M7506-500G
NaCl	Sigma-Aldrich	S9888-25G
NaHCO3	Sigma-Aldrich	S6014-25G
Roller Pump	Gilson	Minipuls 3
straight dissecting scissors	Kent	INS600393-G
Temporary cardiac pacing wire	Ethicon	TPW30
Wide Range Force Transducer	ADInstruments	MLT1030/A