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  • Déclarations de divulgation
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Résumé

Le présent protocole décrit la canulation aortique et la perfusion rétrograde du cœur murin néonatal ex-vivo . Une stratégie à deux personnes, utilisant un microscope à dissection et une aiguille de petit calibre émoussée, permet une canulation fiable. La quantification de la tension contractile longitudinale est réalisée à l’aide d’un capteur de force relié à l’apex du ventricule gauche.

Résumé

L’utilisation du cœur perfusé rétrograde ex-vivo a longtemps été une pierre angulaire de l’étude de l’ischémie-reperfusion depuis son développement par Oskar Langendorff il y a plus d’un siècle. Bien que cette technique ait été appliquée à des souris au cours des 25 dernières années, son utilisation chez cette espèce a été limitée aux animaux adultes. La mise au point d’une méthode efficace pour canuler de manière cohérente l’aorte murine néonatale permettrait l’étude systématique du cœur perfusé rétrograde isolé pendant une période critique de développement cardiaque chez une espèce génétiquement modifiable et peu coûteuse. La modification de la préparation de Langendorff permet la canulation et l’établissement d’une reperfusion dans le cœur murin néonatal tout en minimisant le temps ischémique. L’optimisation nécessite une technique à deux personnes pour permettre une canulation réussie de l’aorte de la souris nouveau-née à l’aide d’un microscope à dissection et d’une aiguille modifiée disponible dans le commerce. L’utilisation de cette approche établira de manière fiable une perfusion rétrograde en 3 minutes. Parce que la fragilité du cœur néonatal de la souris et de la taille de la cavité ventriculaire empêche la mesure directe de la pression intraventriculaire générée à l’aide d’un ballonnet, l’utilisation d’un transducteur de force relié par une suture à l’apex du ventricule gauche pour quantifier la tension contractile longitudinale est nécessaire. Cette méthode permet aux chercheurs d’établir avec succès une préparation isolée du cœur murin néonatal à flux rétrograde et perfusé, permettant l’étude de la biologie cardiaque du développement de manière ex vivo . Il est important de noter que ce modèle sera un outil puissant pour étudier les réponses physiologiques et pharmacologiques à l’ischémie-reperfusion dans le cœur néonatal.

Introduction

Les préparations cardiaques ex vivo sont un aliment de base des études physiologiques, physiopathologiques et pharmacologiques depuis plus d’un siècle. Issu des travaux d’Elias Cyon dans les années 1860, Oskar Langendorff a adapté le modèle de grenouille isolée pour la perfusion rétrograde, pressurisant la racine aortique pour fournir un flux coronaire avec un perfusat oxygéné1. En utilisant son adaptation, Langendorff a pu démontrer une corrélation entre la circulation coronaire et la fonction mécanique2. Le cœur perfusé rétrograde ex-vivo, plus tard surnommé la technique de Langendorff, est resté une pierre angulaire de l’investigation physiologique, tirant parti de sa simplicité pour étudier puissamment le cœur isolé en l’absence de facteurs de confusion potentiels. La préparation de Langendorff a été encore modifiée pour permettre au cœur de s’éjecter (le soi-disant « cœur de travail ») et permettre au perfusat de recirculer3. Cependant, les principaux critères physiologiques d’intérêt sont restés inchangés. Ces critères d’évaluation comprennent des mesures de la fonction contractile, de la conduction électrique, du métabolisme cardiaque et de la résistance coronarienne4.

Pour évaluer la fonction cardiaque dans sa préparation originale de cœur de grenouille, Langendorff a mesuré la tension générée par la contraction ventriculaire dans l’axe longitudinal à l’aide d’une suture reliée entre l’apex du cœur et un transducteur de force. 5 La contraction isométrique a été quantifiée de cette manière avec une tension basale appliquée au cœur en l’absence de remplissage ventriculaire. Le raffinement de l’approche a conduit à des ballons remplis de liquide placés dans le ventricule gauche via l’oreillette gauche pour évaluer les performances myocardiques pendant la contraction isovolumique6. Pour évaluer le rythme cardiaque et la fréquence cardiaque, des sondes de surface peuvent être placées sur les pôles du cœur pour permettre aux chercheurs d’enregistrer l’électrocardiogramme. Cependant, on peut s’attendre à une bradycardie relative, compte tenu de la dénervation obligatoire. La stimulation extrinsèque peut servir à surmonter cela et à éliminer la variabilité de la fréquence cardiaque entre les expériences1. Une autre mesure de résultat, le métabolisme myocardique, peut être évaluée en mesurant la teneur en oxygène et en substrat métabolique dans le perfusat coronaire et l’effluent et en calculant la différence entre eux7. La quantification du lactate dans l’effluent coronaire peut aider à caractériser les périodes de métabolisme anaérobie, comme on le voit avec l’hypoxie, l’hypoperfusion, l’ischémie-reperfusion ou les perturbations métaboliques7.

Les travaux originaux de Langendorff ont permis l’étude du cœur de mammifère ex-vivo, en utilisant les chats comme sujet principal5. L’évaluation du cœur de rat isolé a gagné en popularité au milieu des années 1900 avec Howard Morgan, qui a détaillé le modèle de rat « cœur de travail » en 19675. L’utilisation de souris a commencé il y a seulement 25 ans en raison de la complexité technique, de la fragilité des tissus et de la taille relativement petite du cœur murin. Malgré les défis associés à l’étude des souris, les coûts plus faibles et la facilité de la manipulation génétique ont augmenté l’attrait et la demande de telles préparations murines ex-vivo. Malheureusement, l’application de la technique a été limitée aux animaux adultes, les souris juvéniles de 4 semaines étant les sujets les plus jeunes utilisés pour l’étude ex vivo jusqu’à tout récemment 8,9. Bien que les souris juvéniles soient « relativement immatures » par rapport aux adultes, leur utilité en tant que sujets pour les études de biologie du développement est limitée car elles ont, dans l’ensemble, été sevrées de leur mère de naissance et commenceront bientôt la puberté10. L’adolescence se produit bien au-delà de la transition postnatale dans l’utilisation du substrat myocardique du glucose et du lactate aux acides gras11. Ainsi, la plupart des informations sur les changements métaboliques dans le cœur néonatal ont historiquement résulté de travaux ex vivo chez des espèces plus grandes telles que les lapins et les cochons d’Inde11.

En effet, il existe des approches alternatives à la préparation de Langendorff. Il s’agit notamment de l’expérimentation in vitro, qui manque de l’ensemble des données fonctionnelles et du contexte de l’organe, ou des études in vivo. Cela peut être techniquement difficile et compliqué par des variables confondantes telles que les effets cardiovasculaires et respiratoires d’un agent anesthésique requis, l’influence de l’apport neurohumoral, les conséquences de la température centrale, l’état nutritionnel de l’animal et la disponibilité du substrat12,13. Parce que l’approche de Langendorff permet d’étudier le cœur isolé-perfusé de manière ex-vivo d’une manière plus contrôlée en l’absence de tels facteurs de confusion, elle a été et continue d’être considérée comme un puissant outil expérimental. Par conséquent, la technique présentée ici donne aux chercheurs une approche expérimentale pour l’étude ex vivo du cœur murin nouveau-né et limite le temps de reperfusion.

L’étude du cœur pendant les périodes de développement est une considération importante compte tenu de la vaste gamme de transitions biochimiques, physiologiques et anatomiques qui se produisent pendant la maturation du myocarde. Les changements du métabolisme anaérobie à la phosphorylation oxydative, les changements dans l’utilisation du substrat et la progression de la prolifération cellulaire à l’hypertrophie sont des processus dynamiques qui se produisent uniquement dans le cœur immature11,14. Un autre aspect critique du développement cardiaque est que les facteurs de stress rencontrés pendant les périodes nécessaires peuvent produire des réponses accrues dans le cœur du nouveau-né et modifier la susceptibilité future aux insultes à l’âge adulte15. Bien que des travaux antérieurs aient utilisé des rats, des agneaux et des lapins nouveau-nés pour étudier le cœur néonatal perfusé de Langendorff, des progrès permettant l’utilisation de souris sont nécessaires compte tenu de l’importance de cette espèce pour la recherche en biologie du développement16. Pour répondre à ce besoin, le premier modèle de cœur nouveau-né perfusé de Langendorff murin utilisant des animaux âgés de 10 jours a récemment été établi6. Présenté ici est une méthode pour permettre une canulation aortique réussie et établir une perfusion rétrograde du cœur murin du nouveau-né isolé. Cette approche peut être utilisée pour la pharmacologie, l’ischémie-reperfusion ou les études du métabolisme axées sur la fonction de l’organe entier ou peut être adaptée pour l’isolement des cardiomyocytes.

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Protocole

Les approbations du Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux du Columbia University Medical Center ont été obtenues pour toutes les méthodes décrites. Des souris mâles de type sauvage C57Bl/6 de jour postnatal 10 ont été utilisées pour l’étude.

1. Préparation de l’appareil Langendorff

  1. Pour minimiser la complexité, utilisez du perfusat oxygéné non recirculant dans l’appareil de Langendorff (voir tableau des matériaux) via un débit constant ou une pression constante.
    1. Utiliser le tampon Krebs-Henseleit (KHB), contenant 120 mmol/L de NaCl, 4,7 mmol/L de KCl, 1,2 mmol/L de MgSO4, 1,2 mmol/L de KH2PO4, 1,25 mmol/L de CaCl2,25 mmol/L de NaHCO3 et 11 mmol/L de glucose à pH 7,4 (voir tableau des matériaux), équilibrer avec 95 % d’O2 et 5 % de CO2 dans l’appareil Langendorff et maintenir à 37 °C.
  2. Pour l’approche à débit constant, maintenez un débit continu à ~2,5 mL∙min-1.
    REMARQUE: Ce débit sera approximatif du débit coronaire d’environ 75-80 mL / g ∙ min, étant donné que le poids moyen d’un cœur de souris de 10 jours (P10) est d’environ 30 mg17,18.

2. Fabrication de canule aortique

  1. Fabriquer la canule aortique de souris nouveau-née à partir d’une aiguille en acier inoxydable de 26 G (voir tableau des matériaux). À l’aide de ciseaux tranchants, coupez le bout de l’aiguille pour émousser l’extrémité. Veillez à ne pas sertir ou restreindre le diamètre de la lumière de l’aiguille. Lissez le bord coupé et retirez les fraises en grattant doucement l’extrémité émoussée sur la paillasse du laboratoire à l’aide d’un mouvement de va-et-vient.
    REMARQUE: Les fraises microscopiques et les arêtes vives doivent être enlevées car elles peuvent déchirer l’aorte de la souris nouveau-née et endommager la valve aortique. Vous pouvez également utiliser du papier de verre à grain fin.
  2. Fixez la canule fabriquée à l’appareil Langendorff et évaluez l’écoulement et la résistance. Mesurer les débits à travers la canule en collectant et en mesurant la quantité de tampon sur une période de temps connue. Assurez-vous que le débit réel est égal au débit défini de 2,5 mL min-1.
  3. Quantifiez la différence de pression à travers la canule avec khB qui s’écoule en suivant les étapes ci-dessous.
    1. Mesurez la pression dans le système avec et sans la canule fabriquée attachée.
    2. Divisez la différence de pression à travers la canule par le débit pour obtenir la résistance de la canule conformément à la loid’Ohm 15.
    3. Assurez-vous que la résistance de la canule fabriquée comprend environ 16,0 ± 1,9 mmHg∙min∙mL-1 de la résistance totale6. Une résistance excessive suggère une lumière de canule potentiellement compromise.
      REMARQUE: Exemple de calcul: Pavec canule - P sans canule = ΔP. Si Pavec = 48 et Psans = 8 alors ΔP = 40. À un débit (Q) de 2,5 mL min-1 et ΔP de 40 canules, la résistance est égale à 16 mmHg∙min∙mL-1 en utilisant R = ΔP/Q = 40 / 2,5 = 16.
  4. Retirez la canule de 26 G et fixez le tube haute pression (voir tableau des matériaux) au site de canulation de l’appareil Langendorff. Fixez la canule aortique à l’extrémité distale du tube. Désaérer le tube et la canule avec un tampon oxygéné, en veillant à ce que toutes les bulles soient éliminées.
    REMARQUE: L’utilisation de tubes haute pression de cette manière permet d’étendre la canule à une position plus éloignée. Ceci est nécessaire pour permettre la canulation aortique avec un microscope à dissection adjacent à la configuration (Figure 1).

3. Prélèvement d’organes

  1. Souris anticoagulées par injection intrapéritonéale (IP) d’héparine (10 kU/kg) (voir Tableau des matériaux) pour prévenir la formation de microthrombi coronaires à l’aide d’une aiguille de 26 G sur une seringue de 1 mL. Laissez circuler l’héparine pendant plusieurs minutes avant de procéder à l’injection de tout anesthésique.
  2. Anesthésier l’animal avec une injection IP à l’aide d’une aiguille de 26 G sur une seringue de 1 mL.
    REMARQUE: Il est essentiel de surveiller attentivement l’animal après l’injection d’anesthésique pour éviter l’apnée et l’hypoxie subséquente. Le pentobarbital (70 mg / kg) est un choix fiable d’anesthésique, car il permet un début rapide de la sédation sans induire d’apnée19,20. D’autres agents anesthésiques peuvent être utilisés, à condition que les doses utilisées ne provoquent pas d’apnée21. Les chercheurs devraient examiner les effets des sédatifs-hypnotiques alternatifs sur la fonction cardiaque22,23. La luxation cervicale en tant que mode primaire d’euthanasie peut prolonger l’hypoxie et l’ischémie pré-canculation.
  3. Placez la souris en position couchée et fixez les membres immédiatement après la perte de conscience. Utilisez des aiguilles hypodermiques de petit calibre pour sécuriser chaque membre. Commencez à récolter dès que l’animal ne répond pas au pincement des orteils; l’animal doit respirer spontanément pendant la dissection initiale.
  4. Faites une incision subxiphoïde transversale sur toute la largeur de l’animal pour exposer la cavité abdominale à l’aide de ciseaux à dissection droite (voir Tableau des matériaux).
    REMARQUE: La technique stérile n’est pas nécessaire étant donné que la procédure représente une chirurgie non survivère.
    1. Identifiez le diaphragme de manière supérieure et incisez complètement la partie antérieure. Coupez la cage thoracique bilatéralement le long de la ligne mi-axillaire dans une direction céphalée. Demandez à un assistant de saisir le processus xiphoïde avec une pince et de réfléchir le sternum et les côtes crâniennes pour exposer les organes thoraciques.
  5. Identifier la veine cave inférieure infra-diaphragmatique (CIV) au-dessus du foie. Transectez la CIV avec un ciseau à iris incurvé tout en maintenant une légère tension antérieure et céphalée sur le segment proximal avec une pince à iris (voir Tableau des matériaux).
    1. Couper postérieurement le long de la surface antérieure de la colonne vertébrale à l’aide de ciseaux à iris incurvés tout en tirant la CIV vers le haut et hors de la cavité thoracique. Lorsque le cœur est mobilisé, inclinez les ciseaux vers l’avant et coupez les grands vaisseaux de manière supérieure pour éliminer complètement le cœur et les poumons.
      REMARQUE: Cette méthode permet une explantation rapide du cœur et des poumons en bloc.
  6. Immergez immédiatement le spécimen dans du KHB glacé ou une solution saline. Le cœur devrait cesser de battre en quelques secondes.

4. Canulation

  1. Coupez un morceau d’essuie-tout et placez-le au fond d’une boîte de Petri peu profonde pour fournir une friction afin de stabiliser le cœur pendant la canulation. Humidifiez avec du KHB glacé pour empêcher le cœur d’y adhérer.
    1. Placez la boîte de Petri préparée sous le microscope à dissection et ajustez la mise au point. Placez la canule aortique attachée au tube d’extension haute pression sous le microscope à dissection avec une suture de soie 5-0 lâchement attachée autour de son moyeu (voir Tableau des matériaux).
      REMARQUE: Il faut prendre soin de limiter la quantité de liquide dans la boîte de Pétri, car les poumons remplis d’air peuvent flotter et faire bouger les organes excisés.
  2. Placez les organes thoraciques excisés dans la boîte de Pétri. Au microscope, identifiez le thymus par son éclat blanc et ses deux lobes et orientez le spécimen de telle sorte que le thymus soit antérieur et supérieur24. Cela assurera une bonne orientation du cœur.
  3. À l’aide d’une pince, séparez carrément les lobes du thymus pour exposer les grands vaisseaux. Identifiez l’aorte en localisant les caractéristiques de ramification distinctives de l’arc aortique.
    REMARQUE: Une teinte violet foncé délimite souvent le ventricule droit et l’artère pulmonaire. L’aorte ascendante est située entre l’artère pulmonaire principale et l’oreillette droite.
  4. Transectez l’aorte avec de fins ciseaux tranchants (voir Tableau des matériaux) juste proximal au décollage de l’artère sous-clavière.
    REMARQUE: Si l’aorte est transectée trop près de la valve aortique, il n’y aura pas assez de tissu aortique pour permettre la fixation de la canule. Alternativement, si l’aorte est transectée trop haut, le perfusat peut s’échapper d’une ou plusieurs branches aortiques (comme l’artère sous-clavière).
  5. Saisissez doucement l’aorte transectée à l’aide de pinces incurvées fines de style bijoutier (voir Tableau des matériaux). Canulez soigneusement l’aorte avec une aiguille émoussée de 26 G, en prenant soin de ne pas endommager la valve aortique. Maintenez en place en saisissant l’aorte avec la fine pince incurvée autour de la canule. Une fois le contrôle de l’aorte établi, initier une perfusion rétrograde pour limiter le temps ischémique.
    REMARQUE: Le cœur devrait commencer à battre et deviendra pâle à mesure que le sang est drainé du myocarde et que le KHB perfuse les artères coronaires. L’incapacité à battre spontanément, la présence d’un engorgement ventriculaire ou l’absence de changement de couleur du cœur indiquent une canule mal positionnée.
  6. Demandez à l’assistant de saisir les extrémités de la suture lâchement attachée et de piéger soigneusement l’aorte autour de la canule. Pincez la suture au-dessus ou au-dessous de la pince fine incurvée (en maintenant la canule en place), en fonction de la quantité de tissu aortique et des considérations anatomiques. Resserrer la suture et confirmer l’adéquation du flux coronaire.
  7. Débranchez le tube haute pression de l’appareil Langendorff. Saisissez le moyeu de la canule et déconnectez l’aiguille émoussée du tube d’extension haute pression. Fixez rapidement le moyeu de la canule à l’appareil.
    REMARQUE: Il faut veiller à ne pas déloger le cœur ou entraîner l’air dans la canule.
  8. Une fois que le cœur est accroché à l’appareil de Langendorff dans la position habituelle et qu’une perfusion adéquate est confirmée, coupez soigneusement les poumons, le thymus et l’excès de tissu. Inciser l’oreillette droite pour permettre à l’effluent des sinus coronaires de s’égoutter librement.

5. Mesure fonctionnelle

  1. Faites un petit nœud à l’extrémité d’une suture de soie 5-0 (attachée à une aiguille incurvée). Percer un petit morceau de film de paraffine (2-3 mm x 2-3 mm) avec l’aiguille et faire glisser la paraffine jusqu’à l’extrémité nouée. Passez soigneusement l’aiguille à travers l’apex du ventricule et tirez la suture à travers le cœur jusqu’à ce que le film de paraffine soit bien ajusté contre la paroi latérale du ventricule.
    REMARQUE: Le film de paraffine aide à empêcher le nœud de déchirer le cœur et de tirer à travers le ventricule.
  2. Passez l’aiguille à travers l’ouverture de la veste chauffante remplie d’eau de l’appareil Langendorff. Le cœur peut maintenant être enveloppé et réchauffé.
  3. Fixez l’aiguille au capteur de force (voir tableau des matériaux) de manière à éviter l’écoulement du sinus coronaire. Ajuster la suture pour appliquer 1-2 g de tension basale, comme indiqué par la tension diastolique ou le nadir dans le traçage de tension.
    REMARQUE: Évitez de retirer le cœur de la canule ou de tordre l’aorte, compromettant ainsi la perfusion coronaire.
  4. Placez des électrodes de surface sur les pôles supérieurs et inférieurs du cœur pour enregistrer l’électrocardiogramme.
    REMARQUE: Utilisez un fil de stimulation épicardique temporaire pédiatrique avec l’aiguille retirée pour l’électrode de surface flexible connectée à Bio Amp (voir tableau des matériaux).
  5. Échantillonnez l’effluent des sinus coronaires pour analyse à l’aide d’un cathéter IV de 24 G (voir tableau des matériaux).
  6. Soustrayez la résistance de la canule de la résistance totale du système pour obtenir une résistance coronaire selon la loi de Kirchhoff25.

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Résultats

Des souris P10 ont été utilisées pour modéliser un point temporel dans la petite enfance humaine26,27. Quinze cœurs de souris nouveau-nés isolés en C57Bl/6 ont été récoltés et canulés avec succès. Les cœurs ont été perfusés avec un flux continu de 2,5 mL min-1 de KHB oxygéné réchauffé. Les paramètres métaboliques, y compris l’extraction du glucose, la consommation d’oxygène, la production de lactate et les paramètres physio...

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Discussion

Le présent travail décrit la canulation aortique réussie et la perfusion rétrograde dans le cœur isolé de souris nouveau-né. Fait important, il permet aux chercheurs de surmonter les obstacles que le jeune âge murin et la petite taille du cœur présentaient auparavant8. Bien qu’elle ne soit pas complexe dans sa conception, l’approche nécessite un degré important de compétences techniques. Les étapes clés qui mettront inévitablement au défi même les enquêteurs les plus compét...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

NIH/NINDS R01NS112706 (R.L.)

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Rodent Langendorff ApparatusRadnoti130102EZ
24 G catheterBD381511
26 G needle on 1 mL syringe comboBD309597
26 G steel needleBD305111
5-0 Silk SutureEthiconS1173
Bio AmpADInstrumentsFE135
Bio CableADInstrumentsMLA1515
CaCl2Sigma-AldrichC4901-100G
Circulating heating water BathHaakeDC10
curved iris scissorMedlineMDS10033Z
dissecting microscopeNikonSMZ-2B
find spring scissorsKentINS600127
Force TransducerADInstrumentsMLT1030/D
glucoseSigma-AldrichG8270-100G
HeparinSagent400-01
High pressure tubingEdwards Lifesciences50P184
iris dressing forcepsKentINS650915-4
Jeweler-style curved fine forcepsMiltex17-307-MLTX
KClSigma-AldrichP3911-25G
KH2PO4Sigma-AldrichP0662-25G
MgSO4Sigma-AldrichM7506-500G
NaClSigma-AldrichS9888-25G
NaHCO3Sigma-AldrichS6014-25G
Roller PumpGilsonMinipuls 3
straight dissecting scissorsKentINS600393-G
Temporary cardiac pacing wireEthiconTPW30
Wide Range Force TransducerADInstrumentsMLT1030/A

Références

  1. Bell, R., Mocanu, M., Yellon, D. Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (6), 940-950 (2011).
  2. Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szeląg, A., Schulz, R. Isolated heart perfusion according to Langendorff-still viable in the new millennium. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 55 (2), 113-126 (2007).
  3. Olejnickova, V., Novakova, M., Provaznik, I. Isolated heart models: Cardiovascular system studies and technological advances. Medical and Biological Engineering and Computing. 53 (7), 669-678 (2015).
  4. Döring, H. The isolated perfused heart according to Langendorff technique--function--application. Physiologia Bohemoslovaca. 39 (6), 481-504 (1990).
  5. Liao, R., Podesser, B., Lim, C. The continuing evolution of the Langendorff and ejecting murine heart: New advances in cardiac phenotyping. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (2), 156-167 (2012).
  6. Barajas, M., Yim, P., Gallos, G., Levy, R. An isolated retrograde-perfused newborn mouse heart preparation. MethodsX. 7, 101058(2020).
  7. De Leiris, J., Harding, D., Pestre, S. The isolated perfused rat heart: A model for studying myocardial hypoxia or ischaemia. Basic Research in Cardiology. 79 (3), 313-321 (1984).
  8. Liaw, N., et al. Postnatal shifts in ischemic tolerance and cell survival signaling in murine myocardium. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 305 (10), 1171-1181 (2013).
  9. Chaudhary, K., et al. Differential effects of soluble epoxide hydrolase inhibition and CYP2J2 overexpression on postischemic cardiac function in aged mice. Prostaglandins and Other Lipid Mediators. 104, 8-17 (2013).
  10. Dutta, S., Sengupta, P. Men and mice: Relating their ages. Life Sciences. 152, 244-248 (2016).
  11. Onay-Besikci, A. Regulation of cardiac energy metabolism in newborn. Molecular and Cellular Biochemistry. 287 (1), 1-11 (2006).
  12. Milani-Nejad, N., Janssen, P. M. L. Small and large animal models in cardiac contraction research: Advantages and disadvantages. Pharmacology and Therapeutics. 141 (3), 235-249 (2014).
  13. Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: A matter of size. Frontiers in Physiology. 3 (345), 00345(2012).
  14. Tan, C., Lewandowski, A. The transitional heart: From early embryonic and fetal development to neonatal life. Fetal Diagnosis and Therapy. 47 (5), 373-386 (2020).
  15. Zhang, P., Lv, J., Li, Y., Zhang, L., Xiao, D. Neonatal lipopolysaccharide exposure gender-dependently increases heart susceptibility to ischemia/reperfusion injury in male rats. International Journal of Medical Sciences. 14 (11), 1163(2017).
  16. Ziyatdinova, N., et al. Effect of If Current Blockade on Newborn Rat Heart Isolated According to Langendorff. Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 167 (4), 424-427 (2019).
  17. Teng, B., Tilley, S., Ledent, C., Mustafa, S. In vivo assessment of coronary flow and cardiac function after bolus adenosine injection in adenosine receptor knockout mice. Physiological reports. 4 (11), 12818(2016).
  18. Xu, W., et al. Lethal cardiomyopathy in mice lacking transferrin receptor in the heart. Cell Reports. 13 (3), 533-545 (2015).
  19. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research. 53 (1), 55-69 (2012).
  20. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
  21. Erhardt, W., Hebestedt, A., Aschenbrenner, G., Pichotka, B., Blümel, G. A comparative study with various anesthetics in mice (pentobarbitone, ketamine-xylazine, carfentanyl-etomidate). Research in Experimental Medicine. 184 (3), 159-169 (1984).
  22. Janssen, B., et al. Effects of anesthetics on systemic hemodynamics in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 287 (4), 1618-1624 (2004).
  23. Zuurbier, C., Koeman, A., Houten, S., Hollmann, M., Florijn, W. Optimizing anesthetic regimen for surgery in mice through minimization of hemodynamic, metabolic, and inflammatory perturbations. Experimental Biology and Medicine. 239 (6), 737-746 (2014).
  24. Hard, G. Thymectomy in the neonatal rat. Laboratory Animals. 9 (2), 105-110 (1975).
  25. Sun, Z., Ambrosi, E., Bricalli, A., Ielmini, D. Logic computing with stateful neural networks of resistive switches. Advanced Materials. 30 (38), 1802554(2018).
  26. Clancy, B., Finlay, B., Darlington, R., Anand, K. Extrapolating brain development from experimental species to humans. Neurotoxicology. 28 (5), 931-937 (2007).
  27. Hornig, M., Chian, D., Lipkin, W. Neurotoxic effects of postnatal thimerosal are mouse strain dependent. Molecular Psychiatry. 9 (9), 833-845 (2004).
  28. Langendorff, O. Untersuchungen am überlebenden Säugethierherzen. Archiv für die gesamte Physiologie des Menschen und der Tiere. 61 (6), 291-332 (1895).
  29. Edlund, A., Wennmalm, Å Oxygen consumption in rabbit Langendorff hearts perfused with a saline medium. Acta Physiologica Scandinavica. 113 (1), 117-122 (1981).
  30. Kuzmiak-Glancy, S., Jaimes, R., Wengrowski, A., Kay, M. Oxygen demand of perfused heart preparations: How electromechanical function and inadequate oxygenation affect physiology and optical measurements. Experimental Physiology. 100 (6), 603-616 (2015).
  31. Wiesmann, F., et al. Developmental changes of cardiac function and mass assessed with MRI in neonatal, juvenile, and adult mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 278 (2), 652-657 (2000).
  32. Le, V., Kovacs, A., Wagenseil, J. Measuring left ventricular pressure in late embryonic and neonatal mice. Journal of visualized experiments. (60), e3756(2012).
  33. Bednarczyk, J., et al. Incorporating dynamic assessment of fluid responsiveness into goal-directed therapy: A systematic review and meta-analysis. Critical Care Medicine. 45 (9), 1538(2017).
  34. Louch, W., Sheehan, K., Wolska, B. Methods in cardiomyocyte isolation, culture, and gene transfer. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 51 (3), 288-298 (2011).
  35. Ackers-Johnson, M., Foo, R. Langendorff-free isolation and propagation of adult mouse cardiomyocytes. Methods in Molecular Biology. 1940, 193-204 (2019).
  36. Peng, Y., Buller, C., Charpie, J. Impact of N-acetylcysteine on neonatal cardiomyocyte ischemia-reperfusion injury. Pediatric Research. 70 (1), 61-66 (2011).
  37. Jarmakani, J., Nakazawa, M., Nagatomo, T., Langer, G. Effect of hypoxia on mechanical function in the neonatal mammalian heart. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 235 (5), 469-474 (1978).
  38. Podesser, B., Hausleithner, V., Wollenek, G., Seitelberger, R., Wolner, E. Langendorff and ischemia in immature and neonatal myocardia: Two essential key-words in Today's cardiothoracic research. Acta Chirurgica Austriaca. 25 (6), 434-437 (1993).
  39. Popescu, M., et al. Getting an early start in understanding perinatal asphyxia impact on the cardiovascular system. Frontiers in Pediatrics. 8, 68(2020).

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