Verwendung einer Zell-Tracer-Injektion zur Untersuchung des Ursprungs von Neointima-bildenden Zellen in einem Rattensack-Seitenwandmodell

Zusammenfassung

Wir führten eine einpunktige, lipophile Zell-Tracer-Injektion durch, um Endothelzellen zu verfolgen, gefolgt von einer Arteriotomie und dem Nähen von Seitenwandaneurysmen an der Bauchrattenaorta. Die Neointima-Bildung schien bei dezellularisierten Aneurysmen von der Elternarterie abhängig zu sein und wurde durch die Rekrutierung aus Aneurysmawandzellen in lebenswichtigen zellreichen Wänden gefördert.

Zusammenfassung

Mikrochirurgisches Clipping schafft eine nachfolgende Barriere des Blutflusses in intrakranielle Aneurysmen, während die endovaskuläre Behandlung auf Neointima- und Thrombusbildung beruht. Die Quelle der Endothelzellen, die die endoluminale Schicht der Neointima bedecken, bleibt unklar. Ziel der vorliegenden Studie war es daher, den Ursprung neointimabildender Zellen nach Zell-Tracer-Injektion im bereits etablierten mikrochirurgischen Seitenwand-Aneurysma-Modell der Helsinki-Ratte zu untersuchen.

Seitenwandaneurysmen wurden bei männlichen Lewis-Ratten durch Nähen von dezellularisierten oder lebenswichtigen arteriellen Beuteln von Ende zu Seite an der Aorta erzeugt. Vor der Arteriotomie mit Aneurysmanaht wurde eine Zell-Tracer-Injektion mit CM-Dil-Farbstoff in die geklemmte Aorta durchgeführt, um Endothelzellen im benachbarten Gefäß zu markieren und ihre Proliferation während der Nachbeobachtung (FU) zu verfolgen. Behandlung mit anschließendem Aufwickeln (n = 16) oder Stenting (n = 15). An der FU (7 Tage oder 21 Tage) unterzogen sich alle Ratten einer Fluoreszenzangiographie, gefolgt von einer Aneurysma-Ernte und einer makroskopischen und histologischen Bewertung mit immunhistologischen Zellzahlen für bestimmte Regionen von Interesse.

Keines der 31 Aneurysmen war bei der Nachuntersuchung gerissen. Vier Tiere starben vorzeitig. Eine makroskopisch residuale Perfusion wurde bei 75,0 % gewickelten und 7,0 % bei entstentten Ratten beobachtet. Die Menge an zell-tracer-positiven Zellen war bei dezellularisierten Stented im Vergleich zu gewickelten Aneurysmen in Bezug auf Thrombus an Tag 7 (p = 0,01) und Neointima an Tag 21 (p = 0,04) signifikant erhöht. Es wurden keine signifikanten Unterschiede bei Thrombus oder Neointima bei vitalen Aneurysmen gefunden.

Diese Ergebnisse bestätigen schlechtere Heilungsmuster bei gewickelten Aneurysmen im Vergleich zu gestulten Aneurysmen. Die Neointima-Formation scheint bei dezellularisierten Aneurysmen besonders abhängig von der Elternarterie zu sein, während sie durch die Rekrutierung aus Aneurysmawandzellen in lebenswichtigen zellreichen Wänden unterstützt wird. In Bezug auf die Translation könnte die Stent-Behandlung für stark degenerierte Aneurysmen besser geeignet sein, während das Aufwickeln allein für Aneurysmen mit meist gesunden Gefäßwänden ausreichend sein könnte.

Einleitung

Subarachnoidalblutungen, die durch die Ruptur eines intrakraniellen Aneurysmas (IA) verursacht werden, sind eine verheerende neurochirurgische Erkrankung, die mit hoher Morbidität und Mortalität einhergeht 1,2,3,4. Neben dem mikrochirurgischen Clipping, das einen direkten Endothel-zu-Endothel-Kontakt ermöglicht, haben endovaskuläre Geräte in den letzten Jahrzehnten zunehmend an Bedeutung für die Behandlung von rupturierten und zufällig entdeckten IAs gewonnen. Die Heilungsreaktion bei endovaskulär behandelten invasiven Therapien hängt hauptsächlich von der Neointima-Bildung und der Thrombusorganisation ab. Beides sind synergetische Prozesse, abhängig von der Zellmigration aus dem benachbarten Gefäß und der Aneurysmawand. ⁵ Bis heute ist der Ursprung von Endothelzellen bei der Neointima-Bildung von endovaskulär behandelten Aneurysmen unklar. In der Literatur gibt es eine anhaltende Debatte über die Quelle, aus der Neointima-bildende Zellen rekrutiert werden.

Durch die Verwendung einer Zell-Tracer-Injektion von CM-Dil-Farbstoff (siehe Materialtabelle) in die Bauchaorta von Ratten wollten wir die Rolle von Endothelzellen, die aus der Elternarterie stammen, bei der Neointima-Bildung an zwei verschiedenen FU-Zeitpunkten (Tag 7 und Tag 21) analysieren (Abbildung 1). Ein Vorteil des Modells ist die direkte lokale Zell-Tracer-Inkubation in vivo in einer Elternarterie vor der Aneurysmanaht, die FU zu späteren Zeitpunkten ermöglicht. In-vivo-Injektionstechniken , wie die Zell-Tracer-Inkubation, wurden in der Literatur nicht beschrieben. Ein Vorteil dieser Technik ist die direkte, einpunktige, intraoperative In-vivo-Injektion , die das Modell robust und reproduzierbar macht.

Protokoll

Die tierärztliche Betreuung erfolgte nach institutionellen Richtlinien. Die Experimente wurden von der Lokalen Ethikkommission, Schweiz, genehmigt (BE 60/19). Die ARRIVE-Richtlinien und ^{3R-Prinzipien} wurden strikt befolgt^6,7. Einunddreißig männliche Lewis-Ratten, 12 Wochen alt und mit einem Gewicht von 492 ± 8 g, wurden eingeschlossen. Halten Sie alle Ratten bei einer Raumtemperatur von 23 °C und einem 12 h Hell/Dunkel-Zyklus auf. Bieten Sie freien Zugang zu Wasser und Pellets. Statistische Analysen wurden mit dem nichtparametrischen Wilcoxon-Mann-Whitney U-Test durchgeführt. Wahrscheinlichkeitswerte (p) von ≤ 0,05 und/oder ≤ 0,01 wurden als signifikant eingestuft.

1. Präoperative Phase-allgemeine Vorbereitung und anästhesische Aspekte

1. Randomisieren Sie Ratten entweder in Spulen- oder Stentbehandlungsgruppen (Abbildung 2) über ein webbasiertes Randomisierungssystem. Führen Sie nun eine präoperative klinische Untersuchung aller Tiere durch, die für eine Operation geplant sind, neben einem ruhigen, aseptischen Operationssaal mit einer Raumtemperatur von 23 ± 3 ° C. Analysieren Sie das Verhalten der Tiere und untersuchen Sie die Schleimhäute und den Turgor im Rahmen der präoperativen klinischen Untersuchung.
2. Notieren Sie das Gewicht jedes Tieres.
3. Vor der Operation die arteriellen Beutel von Spenderratten in 0,1% Natriumdodecylsulfat für 10 h bei 37 ° C inkubieren, um dezellularisierte Aneurysmen^{zu erhalten 8}. Holen Sie diese Beutel einige Tage vor der Operation von Spendertieren ab.
   1. Bereiten Sie die gesamte Länge der Bauchaorta mit Mikroschere und Pinzette vor und tragen Sie 6-0 nicht resorbierbare Ligaturen in einem Abstand von 3-4 mm auf.
   2. Erzeugen Sie direkt lebenswichtige Aneurysmen intraoperativ durch einen zuvor ligierten arteriellen Gefäßbeutel aus dem Brustteil eines Spendertieres⁹. Führen Sie eine Thorakotomie mit einer Schere und einer chirurgischen Pinzette zum angegebenen FU-Zeitpunkt durch und ligiieren Sie den Gefäßbeutel in der gewünschten Länge.
4. Implantieren Sie den Beutel direkt in den Empfänger und ernten Sie das Aneurysma vom Spendertier für die weitere makroskopische Analyse und histologische Verarbeitung.
5. Für die Anästhesieinduktion legen Sie alle Ratten in eine saubere Box, die mit Sauerstoff (_O2) versorgt ist, bis sie nach 5-10 min das Bewusstsein verlieren. Anästhesieren Sie Ratten mit einer subkutanen (SC) Injektion einer Mischung aus Fentanyl 0,005 mg/kg, Medetomidin 0,15 mg/kg und Midazolam 2 mg/kg.
   HINWEIS: Dies gewährleistet eine Operationsebene von mindestens 45 min.
6. Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie durch das Fehlen des Pedalentzugsreflexes.
7. Legen Sie die Ratten in Rückenlage und rasieren Sie den Thoracoabdominalteil mit einem elektrischen Rasierer.
8. Befestigen Sie die 4 Pfoten der Ratten mit Klebeband auf einem Brett, das von einem Heizkissen bedeckt ist, das mit einer autoregulierenden rektalen Sonde verbunden ist. Setzen Sie die rektale Sonde in den Anus der Ratte ein, um die gewünschte Temperatur von 37 ° C mit Hilfe des Heizkissens aufrechtzuerhalten.
9. Installieren Sie nun einen Sensor am rechten Hinterbein, der mit einem computergestützten System verbunden ist, um die Vitalparameter intraoperativ zu überprüfen.
10. Bedecken Sie Nase und Mund der Ratte mit einer Gesichtsmaske. Wenn eine längere Anästhesie erforderlich ist, beginnen Sie mit Isofluran (1,0-2,0% titriert, um in 100% O₂ zu wirken).
11. Desinfizieren Sie das Operationsfeld mit Povidon-Jod oder wechselnden Desinfektionsmitteln und drapieren Sie das Operationsfeld steril.
12. Für die perianästhetische Pflege tragen Sie ein steriles ophthalmologisches Gleitmittel auf die Augen auf und bedecken Sie sie mit einer undurchsichtigen Folienmaske, um ein Austrocknen und Beschädigen durch die OP-Lampe zu verhindern.
13. Versorgen Sie sich während der gesamten Operation kontinuierlich mit Sauerstoff über die Gesichtsmaske, überwachen Sie die Körpertemperatur und liefern Sie Wärme mit einem Heizkissen, um die Normothermie aufrechtzuerhalten.
14. Überwachen Sie kontinuierlich andere Vitalfunktionen (Puls- und Atemdehnung, Herz- und Atemfrequenz sowie Sauerstoffsättigung).

2. Operative Phase - Zell-Tracer-Injektion

HINWEIS: Der detaillierte chirurgische Ansatz im mikrochirurgischen Seitenwandaneurysma Modell⁹ der Helsinkier Ratte und Techniken zur Spulen- und Stentimplantation werden an anderer Stelle^{beschrieben 8,10,11}.

1. Lagern Sie den fluoreszierenden lipophilen Zell-Tracer die ganze Zeit bei ≤ -20 °C, geschützt vor Licht.
2. Führen Sie die Operation durch, indem Sie die Rattenaorta und die Cavalvene vorbereiten, gefolgt von der Trennung beider sowie proximaler und distaler temporärer Klemmung der Aorta.
   HINWEIS: Diese Technik wurde bereits⁹ beschrieben.
   1. Klemmen Sie die proximalen und distalen Teile der Aorta mit zwei temporären Titanclips.
3. Legen Sie jeweils einen Mikrotupfer mit violetter Polsterung unter die proximalen und distalen Teile der Aorta, um die Arterie besser sichtbar zu machen.
4. Schützen Sie nun den Bauch mit nasser Gaze.
5. Am Tag der Operation werden 2 μL des Zell-Tracers durch Pipettieren in 1 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) gelöst.
6. Die Mischung wird in eine 1-ml-Spritze überführt, die mit einer sterilen Kanüle mit 27-1/2 G (0,4 x 13 mm) ausgestattet ist.
   HINWEIS: Achten Sie darauf, bei den Schritten 2.5 und 2.6 keine Lichteinwirkung zu vermeiden.
7. Schalten Sie das Licht im Operationssaal aus. Während Sie unter ein Mikroskop schauen, führen Sie die Ein-Punkt-Injektion in den mittleren ventralen Teil der Aorta mit einer Mikrozange durch und injizieren Sie vorsichtig 1 ml heparinisierte 0,9% ige Kochsalzlösung.
8. Injizieren Sie den Zell-Tracer vorsichtig (Video 1) und schalten Sie sofort auch das Operationsmikroskop aus. Schützen Sie den Bauch erneut mit nasser Gaze.
9. Lassen Sie den Farbstoff mindestens 15 min inkubieren. Schalten Sie nach der Inkubationszeit das Mikroskop und die Operationssaalbeleuchtung ein.
10. Führen Sie die Längsarteriotomie und das Nähen des Aneurysmas durch, wie an anderer Stelle^{beschrieben 11}.
    1. Verwenden Sie eine Mikropinzette und eine Mikroschere, um die Arteriotomie so durchzuführen, dass ihre Länge den Durchmesser des geernteten Aneurysmas mittelt (Schritt 1.3). Um die richtige Länge zu gewährleisten, platzieren Sie das Aneurysma neben der Aorta, bevor Sie eine Arteriotomie durchführen. Nähen Sie das Aneurysma mit 8-10 Einzelstichen mit einer nicht resorbierbaren 10-0-Naht und entfernen Sie vorsichtig die temporären Klemmen, die distal unter kontinuierlicher Bewässerung mit heparinisierter Kochsalzlösung beginnen. Schließen Sie die Wunde in einer geschichteten Art und Weise. Bemerkenswert ist, dass Sie eine Spulenpackungsdichte von 1 cm verwenden.
       ANMERKUNG: Die Technik der Spulen- oder Stentimplantation wurde an anderer Stelle^{beschrieben 8,10}.

3. Postoperative Phasenüberwachung und analgetische Versorgung

1. Am Ende der Operation kehren Sie die Anästhesie mit einer SC-Injektionsmischung aus Buprenorphin 0,05 mg / kg, Atipamezol 0,75 mg / kg und Fumazenil 0,2 mg / kg um. Lassen Sie jedes betriebene Tier sich in einem sauberen Käfig erholen, bis es vollständig wach und warm ist, je nach Bedarf, mit einer Heizlampe.
2. Verabreichen Sie 3 Tage lang 1 mg/kg Meloxicam (eine Injektion oder orale Anwendung pro Tag) und Buprenorphin (0,05 mg/kg viermal täglich) SC. Über Nacht Buprenorphin kontinuierlich im Trinkwasser mit der gleichen Dosierung bereitstellen: 6 ml Buprenorphin 0,3 mg/ml, 360 mL Trinkwasser, 10 ml 5% Glukose.
3. In der unmittelbaren postoperativen Phase unterbringen Sie jedes Tier zum Schutz in einem einzigen Käfig. Gruppieren Sie die Tiere nach 24 Stunden neu.
4. Wenn eine Ratte nach der SC-Injektion ein verzweifeltes oder aggressives Verhalten zeigt, verabreichen Sie Buprenorphin tagsüber im Trinkwasser.
5. Stellen Sie weiches Futter auf dem Käfigboden bereit, um die Fütterung und Erholung postoperativ zu unterstützen.
6. Beobachten und pflegen Sie alle Tiere gemäß dem Wohlfühl- und Schmerz-Score-Blatt.
7. Verabreichen Sie bei Bedarf eine Rettungsanalgesie SC (Meloxicam 1 mg/kg und 0,05 mg/kg Buprenorphin).

Ergebnisse

Insgesamt wurden 31 Tiere in die Laborumgebung einbezogen: 27 Ratten wurden in die endgültige statistische Analyse einbezogen; 4 Ratten starben vorzeitig (12,9% Mortalitätsrate). Intraoperativ war die Atemdehnung bei Stent- (12,9 μm ± 0,7) im Vergleich zu spulenbehandelten (13,5 μm ± 0,6) Ratten signifikant reduziert (p = 0,03). Die Fluoreszenzangiographie wurde für jede Ratte am Ende der abschließenden FU durchgeführt. Bei allen 6 mit Spulen behandelten Tieren war eine Reperfusion indiziert, während e...

Diskussion

Diese Studie zeigt, dass die Neointima-Bildung über Endothelzellen vermittelt wird, die aus der Elternarterie des Aneurysmakomplexes stammen, aber durch die Rekrutierung von Zellen aus der Aneurysmawand in lebenswichtigen Aneurysmen unterstützt wird. Dennoch bleibt die Rolle zirkulierender Vorfahrenzellen bei der Aneurysmaheilung umstritten^12,13. Insgesamt wurden 31 männliche Lewis-Ratten in diese Untersuchung einbezogen; nur 4 starben vorzeitig (12,9% Mortali...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-0 resorbable suture	Ethicon Inc., USA	VCP428G
4-0 non-absorbable suture	B. Braun, Germany	G0762563
6-0 non-absorbable suture	B. Braun, Germany	C0766070
9-0 non-absorbable suture	B. Braun, Germany	G1111140
Atipamezol	Arovet AG, Switzerland
Bandpass filter blue	Thorlabs	FD1B	any other
Bandpass filter green	Thorlabs	FGV9	any other
Bipolar forceps			any other
Bicycle spotlight			any other
Board (20 x 10 cm)			any other
Buprenorphine	Indivior, Switzerland	1014197
Camera	Sony NEX-5R, Sony, Tokyo, Japan
Cannula (27-1/2 G)			any other
Cell count software	Image-J version 1.52n, U.S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA, https://imagej.nih.gov/ij/
CellTracker CM-Dil dye	ThermoFisher SCIENTIFIC, USA	C7000
Coil-Device	Styker, Kalamazoo, MI, USA		2 cm of Target 360 TM Ultra, 2-mm diameter
Desinfection			any other
Eye-lubricant			any other
Fentanyl	Sintetica, S.A., Switzerland	98683	any generic
Flumazenil	Labatec-Pharma, Switerzland
Fluoresceine	Curatis AG	5030376	any generic
Fluorescence microscope	Olympus BX51, Hamburg, Germany; Cell Sens Dimension Imaging software v1.8
Foil mask			any other
Glucose (5%)			any other
Heating pad	Homeothermic Control Unit, Harvard, Edenbridge, England		any other
Isotonic sodium chloride solution (0.9%)	Fresenius KABI	336769	any generic
Isoflurane			any generic
Longuettes			any other
Meloxicam	Boehringer Ingelheim	P7626406	any generic
Medetomidine	Virbac, Switzerland	QN05CM91
Micro needle holder			any other
Midazolam	Roche, Switzerland
Monitoring-system	Starr Life Sciences Corp., 333 Allegheny Ave, Oakmont, PA 15139, United States
Needle holder			any other
O2-Face mask			any other
Operation microscope	OPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany		any other
Oxygen			any other
Rectal temperature probe			any other
Scalpell	Swann-Morton	210	any other
Small animal shaver			any other
Smartphone			any other
Sodium dodecyl sulfate (0.1%)	Sigma-Aldrich	11667289001
Soft feed	Emeraid Omnivore		any generic
Soft tissue forceps			any other
Soft tissue spreader			any other
Stainless steel sponge bowls			any other
Stent-Device	Biotroni, Bülach, Switzerland		modified magmaris device, AMS with polymer coating, 6-mm length, 2-mm diameter
Sterile micro swabs			any other
Straight and curved microforceps			any other
Straight and curved microscissors			any other
Straight and curved forceps			any other
Surgery drape			any other
Surgical scissors			any other
Syringes 1 mL, 2 mL, and 5 mL			any other
Tape			any other
Vascular clip applicator	B. Braun, Germany	FT495T
Yasargil titan standard clip (2x)	B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland	FT242T	temporary