Ein einfaches und kostengünstiges Laufradmodell für progressives Widerstandstraining bei Mäusen

Zusammenfassung

Dieses Verfahren beschreibt ein übersetzbares progressiv belastetes Laufradwiderstandsmodell bei Mäusen. Der Hauptvorteil dieses Widerstandstrainingsmodells besteht darin, dass es völlig freiwillig ist und somit den Stress für die Tiere und die Belastung des Forschers reduziert.

Zusammenfassung

Zuvor entwickelte Widerstandsmodelle für Nagetiere, einschließlich synergistischer Ablation, elektrischer Stimulation, gewichtetem Leiterklettern und neuerdings gewichtetem Schlittenziehen, sind hochwirksam bei der Bereitstellung eines hypertrophen Stimulus, um Skelettmuskelanpassungen zu induzieren. Während sich diese Modelle für die Skelettmuskelforschung als von unschätzbarem Wert erwiesen haben, sind sie entweder invasiv oder unfreiwillig und arbeitsintensiv. Glücklicherweise laufen viele Nagetierstämme freiwillig lange Strecken, wenn sie Zugang zu einem Laufrad haben. LWR-Modelle (Loaded Wheel Running) bei Nagetieren sind in der Lage, Anpassungen zu induzieren, die häufig beim Widerstandstraining beim Menschen beobachtet werden, wie z. B. erhöhte Muskelmasse und Faserhypertrophie sowie Stimulation der Muskelproteinsynthese. Die Hinzufügung einer moderaten Radlast hält die Mäuse jedoch entweder nicht davon ab, große Entfernungen zu laufen, was eher ein Ausdauer- / Widerstandstrainingsmodell widerspiegelt, oder die Mäuse stellen den Lauf aufgrund der Methode der Lastanwendung fast vollständig ein. Daher wurde ein neuartiges Hochlast-Radlaufmodell (HLWR) für Mäuse entwickelt, bei denen ein äußerer Widerstand angelegt und schrittweise erhöht wird, so dass Mäuse mit viel höheren Lasten als bisher verwendet weiterlaufen können. Vorläufige Ergebnisse dieses neuartigen HLWR-Modells deuten darauf hin, dass es genügend Anreize bietet, um hypertrophe Anpassungen über das 9-wöchige Trainingsprotokoll zu induzieren. Hier werden die spezifischen Verfahren zur Durchführung dieses einfachen, aber kostengünstigen progressiven widerstandsbasierten Trainingsmodells bei Mäusen beschrieben.

Einleitung

Die Skelettmuskelmasse umfasst etwa 40% der Körpermasse bei erwachsenen Menschen; Daher ist die Aufrechterhaltung der Skelettmuskelmasse während des gesamten Lebens von entscheidender Bedeutung. Skelettmuskelmasse spielt eine wesentliche Rolle im Energiestoffwechsel, bei der Aufrechterhaltung der Körperkerntemperatur und bei der Glukosehomöostase¹. Die Erhaltung der Skelettmuskulatur ist ein Gleichgewicht zwischen Proteinsynthese und Proteinabbau, aber es gibt immer noch viele Lücken im Verständnis der komplizierten molekularen Mechanismen, die diese Prozesse antreiben. Um die molekularen Mechanismen zu untersuchen, die den Erhalt und das Wachstum von Muskelmasse regulieren, verwenden die Forschungsmodelle menschlicher Probanden häufig widerstandstrainingsbasierte Interventionen, da mechanische Reize eine wesentliche Rolle bei der Regulierung der Skelettmuskelmasse spielen. Während die Forschung am Menschen erfolgreich war, begrenzt die Zeit, die erforderlich ist, um Anpassungen und ethische Bedenken in Bezug auf invasive Verfahren (d. H. Muskelbiopsien) zu zeigen, die Menge der Daten, die erhalten werden können. Während die Anpassungen an Widerstandsübungen bei Säugetierarten ziemlich allgegenwärtig sind, bieten Tiermodelle den Vorteil, dass sie die Ernährung und das Trainingsprogramm präzise steuern und gleichzeitig die Ansammlung ganzer Gewebe im ganzen Körper wie Gehirn, Leber, Herz und Skelettmuskulatur ermöglichen können.

Viele Widerstandstrainingsmodelle wurden für den Einsatz bei Nagetieren entwickelt: synergistische Ablation², elektrische Stimulation^3,4, gewichtetes Leiterklettern^5, gewichtetes Schlittenziehen⁶ und Segeltuchhocken⁷. Es ist offensichtlich, dass alle diese Modelle, wenn sie richtig durchgeführt werden, effektive Modelle sein können, um Skelettmuskelanpassungen wie Hypertrophie zu induzieren. Die Nachteile dieser Modelle sind jedoch, dass sie meist unfreiwillig, nicht Teil des normalen Nagetierverhaltens, zeit- / arbeitsintensiv und invasiv sind.

Glücklicherweise laufen viele Maus- und Rattenstämme freiwillig lange Strecken, wenn sie Zugang zu einem Laufrad haben. Darüber hinaus verlassen sich Free-Run-Wheel-Trainingsmodelle (FWR) nicht auf umfangreiche Konditionierung, positive / negative Verstärkung oder Anästhesie, um Bewegung oder Muskelaktivität zu erzwingen ^8,9. Die Laufaktivität hängt stark von der Belastung der Maus, dem Geschlecht, dem Alter und einer individuellen Basis ab. Lightfoot et al. verglichen die Laufaktivität von 15 verschiedenen Mausstämmen und fanden heraus, dass die tägliche Laufstrecke zwischen 2,93 km und 7,93 km liegt, wobei C57BL / 6-Mäuse unabhängig vom Geschlecht am weitesten laufen¹⁰. FWR wird allgemein als ausgezeichnetes Modell zur Induktion von Ausdaueranpassungen in Skelett- und Herzmuskeln akzeptiert 11,12,13,14,15,16; Die Verwendung von Radlauf in Widerstandstrainingsmodellen wird jedoch weniger häufig untersucht.

Wie man vermuten könnte, könnte der hypertrophe Effekt des Radlaufs durch Hinzufügen von Widerstand zum Laufrad, genannt Loaded Wheel Running (LWR), verstärkt werden, wodurch größere Anstrengungen erforderlich sind, um auf dem Rad zu laufen, um das Widerstandstraining besser nachzuahmen. Unter Verwendung verschiedener Methoden der Belastungsanwendung haben frühere Studien gezeigt, dass das LWR-Modell mit Ratten und Mäusen routinemäßig eine Zunahme der Muskelmasse der Gliedmaßen von 5% -30% innerhalb von 6-8 Wochen zeigte 17,18,19,20,21. Darüber hinaus zeigten D'hulst et al., dass ein einzelner LWR-Anfall im Vergleich zu FWR²² zu einem um 50% höheren Anstieg der Aktivierung des Proteinsynthese-Signalwegs führte. Der Radwiderstand wurde am häufigsten durch ein reibungsbasiertes, konstantes Lastverfahren angewendet, bei dem eine magnetische Bremse oder ein Spannbolzen verwendet wird, um den Radwiderstand 12,19,23,24 anzuwenden. Ein Vorbehalt der reibungsbasierten, konstanten Lastmethode besteht darin, dass das Tier bei Anwendung eines moderaten bis hohen Widerstands den hohen Widerstand nicht überwinden kann, um die Bewegung des Rades einzuleiten, wodurch das Training effektiv beendet wird. Am wichtigsten ist, dass viele der Käfig- und Radsysteme, die für Laufradmodelle von Nagetieren verwendet werden, ziemlich teuer sind und spezielle Ausrüstung erfordern.

Kürzlich haben Dungan et al. ein progressives gewichtetes Radlaufmodell (PoWeR) entwickelt, das eine Last auf das Rad asymmetrisch über äußere Massen aufbringt, die an einer einzigen Seite des Rades haften. Es wird angenommen, dass die unsymmetrische Radbelastung und der variable Widerstand des PoWeR-Modells die fortgesetzte Laufaktivität fördern und kürzere Ausbrüche des geladenen Radlaufs bei Mäusen fördern, wobei die mit Widerstandstraining durchgeführten Sätze und Wiederholungen besser imitiert^{werden 17}. Obwohl die durchschnittliche Laufstrecke 10-12 km pro Tag betrug, ergab das PoWeR-Modell eine Zunahme der feuchten Masse des Plantaris Muskels um 16% bzw. 17% und der Faserquerschnittsfläche (CSA). Trotz vieler praktischer Vorteile hat das PoWeR-Modell von LWR einige Einschränkungen. Wie von den Autoren erkannt, ist das PoWeR-Modell ein hochvolumiger "hybrider" Stimulus, der ein gemischtes Ausdauer-/Widerstandsübungsmodell (d. H. Gleichzeitiges Training beim Menschen) widerspiegelt, im Gegensatz zu einem strengeren Widerstandstrainingsmodell, das möglicherweise einen Interferenzeffekt einführt und zu der weniger ausgeprägten Hypertrophie oder anderen Mechanismen beiträgt, durch die Hypertrophie induziert wird²⁵ . Es muss unbedingt sichergestellt werden, dass ein Phänomen des gleichzeitigen Trainings in einem als Widerstandstrainingsmodell gedachten Modell nicht auftritt. Daher wurde das PoWeR-Modell modifiziert, um ein LWR-Modell zu entwickeln, das höhere Lasten als bisher verwendet, um einem Widerstandstrainingsmodell näher zu kommen. Hierin werden Details für ein einfaches und kostengünstiges 9-wöchiges progressives Widerstandstraining LWR-Modell in C57BL / 6-Mäusen bereitgestellt.

Protokoll

Diese Studie wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee der Appalachian State University genehmigt (#22-05).

1. Tiere

1. Beschaffen Sie C57BL/6-Mäuse aus der hauseigenen Mauskolonie.
   HINWEIS: Es wurden männliche Mäuse verwendet, die zu Beginn der Studie 5-8 Monate alt waren. Die tägliche Laufaktivität erreicht Spitzen und Plateaus im Alter von etwa 9-10 Wochen im Alter von²⁶ Jahren. Frühere Studien haben gezeigt, dass alte Mäuse (22-24 Monate) auch geladene Radläufe ausführen²⁷.
2. Unterbringung der Mäuse einzeln in einem Standard-Nagetierkäfig mit Drahtdeckel und Halten Sie den Käfig in einer kontrollierten Umgebung (20-24 °C mit einem Hell-Dunkel-Zyklus von 12:12 Uhr).
3. Stellen Sie Standard-Nagetierfutter und Wasser ad libitum zur Verfügung.

2. Laufradapparatur

1. Laufrad-Setup:
   HINWEIS: Laufräder werden für alle laufenden Protokolle ähnlich montiert / eingerichtet, mit Ausnahme des Hinzufügens von 1 g oder 2,5 g Lastmagneten.
   1. Kleben Sie einen einzelnen 1 g Sensormagneten auf den äußeren mittleren Umfang des Laufrades (Abbildung 1).
   2. Verwenden Sie dieses Rad mit einem einzigen 1-g-Sensormagneten nur für die erste Woche der Radakklimatisierung.
   3. Geladenes Rad laufen (LWR; identisches Ladeprotokoll zu PoWeR¹⁷): Führen Sie die Schritte 2.1.4-2.1.6 aus.
   4. Woche 2 für LWR erfordert 2 g Last (siehe Tabelle 1).
   5. Kleben Sie zwei 1-g-Magnete nebeneinander auf den äußeren Umfang des Rades (Abbildung 2A).
      HINWEIS: Hier ist es hilfreich, die Magnete mit Klebeband an Ort und Stelle zu halten, bis der Kleber fest trocknet. Andernfalls können sie vom Sensormagneten angezogen werden und sich lösen.
   6. Tragen Sie in den Wochen 3, 4 und 6 eine zusätzliche Last auf, indem Sie einen weiteren 1-g-Magneten auf einen der bereits vorhandenen Magnete legen.
      HINWEIS: Es ist kein Klebstoff erforderlich, da die Magnete fest aneinander haften. Zum Beispiel werden bei 6 g Last in Woche 6 die Magnete jeweils drei hoch gestapelt (Abbildung 2B).
   7. Hochbelasteter Radlauf (HLWR): Folgen Sie den Schritten 2.1.8-2.1.11.
      HINWEIS: Das HLWR-Protokoll erfordert drei Radsätze. Die Zusammenstellung verschiedener Radsätze ermöglicht es dem Forscher, Radaufbauten für andere Mäuse wiederzuverwenden, sobald das Rad gründlich gereinigt und desinfiziert wurde (die Anzahl jedes Satzes sollte vom Forscher basierend auf der Kohorten- / Gruppengröße festgelegt werden).
   8. Der erste Satz Räder (nur für Woche 2 erforderlich) hat einen einzigen 2,5 g Magneten; einen 2,5 g Magneten auf den äußeren Umfang des Rades kleben (siehe HINWEIS unten Schritt 2.1.5).
   9. Der zweite Radsatz (nur für Woche 3 erforderlich) wird zwei 2,5-g-Magnete haben; zwei 2,5 g Magnete nebeneinander auf den äußeren Umfang des Rades kleben (siehe ANMERKUNG unten Schritt 2.1.5).
   10. Der dritte Radsatz (erforderlich für Woche 4 und darüber hinaus) wird drei 2,5-g-Magnete nebeneinander haben; drei 2,5 g Magnete nebeneinander auf den äußeren Umfang des Rades kleben (siehe HINWEIS unten Schritt 2.1.5).
   11. Wenden Sie zusätzliche Belastung für die Wochen 6 und 8 an, indem Sie einen weiteren 2,5-g-Magneten auf einen der bereits vorhandenen Magnete legen (Abbildungen 3D, E).

Abbildung 1: Grundlaufrad mit einem einzelnen 1 g Sensormagneten, der auf den mittleren Außenumfang des Rades geklebt ist. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 2: Beladenes Laufrad (LWR) mit Sensormagnet und 1 g Lademagneten. (A) Beispiel für 2 g Last, zwei 1 g Magnete, die nebeneinander an die äußere Kante des Rades geklebt sind; (B) Beispiel für 6 g Last, zwei 1 g Magnete, die nebeneinander mit einer zusätzlichen Last von 4 g an die Außenkante des Rades geklebt werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 3: Hochbelastetes Laufrad (HLWR) mit Sensormagnet und 2,5 g Lademagneten. (A) Beispiel für 2,5 g Last, ein 2,5 g Magnet, der an die Außenkante des Rades geklebt ist; (B) Beispiel für 5 g Last, zwei 2,5 g Magnete, die nebeneinander an die Außenkante des Rades geklebt sind; (C) Beispiel für eine Last von 7,5 g, drei 2,5 g Magnete, die nebeneinander an die äußere Kante des Rades geklebt sind; (D) Beispiel für 10 g Last, drei 2,5 g Magnete, die nebeneinander auf die äußere Kante des Rades geklebt sind, wobei zusätzlich 2,5 g Last aufgebracht werden; (E) Beispiel für 12,5 g Last, drei 2,5 g Magnete, die nebeneinander an die äußere Kante des Rades geklebt werden, wobei zusätzlich 5 g Last aufgebracht werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

3. Käfigmontage

1. Montieren Sie Laufräder mit einem Käfig, der mit einem digitalen Fahrradcomputer ausgestattet ist, um die Trainingszeit (h) und die zurückgelegte Strecke (km) zu überwachen. Die Durchschnittsgeschwindigkeit (km/h) wird arithmetisch abgeleitet.
   1. Stellen Sie sicher, dass vor der Montage ein neuer Akku in den Fahrradcomputer eingelegt wird.
   2. Stellen Sie die Radgröße während der anfänglichen Programmierung des Fahrradcomputers ein (siehe Herstelleranweisungen); Berechnen Sie den Abstand pro Umdrehung, indem Sie den äußeren Umfang des Laufrades messen (z. B. 3.580 mm für den hier verwendeten Radtyp).
2. Platzieren Sie den Fahrradcomputersensor in einer festen Oberfläche an der Außenseite des Käfigdeckels, direkt über der Stelle, an der sich der Sensormagnet des Rades befindet. Stellen Sie sicher, dass alle Computer- und Sensorkomponenten in einer festen Barriere außerhalb des Käfigs enthalten sind, um zu verhindern, dass Mäuse an Komponenten kauen.
   1. Verwenden Sie den Deckel eines leeren Pipettenspitzenkastens mit einem kleinen Rechteck, das für den magnetischen Fahrradsensor ausgeschnitten ist, und den Hauptteil des Kartons (bei entferntem Gitter des Spitzenträgers), um den Fahrradcomputer und das Kabel aufzunehmen (Abbildung 4A).
   2. Bohren Sie zwei Löcher durch die Ecken der festen Oberfläche, um den magnetischen Fahrradsensor und das Laufrad an der Außenseite des Käfigs zu befestigen (Abbildung 4A).
3. Führen Sie den laufenden Radstand kopfüber durch die Lücken im Käfigdeckel, aber auf die in Schritt 3.2 beschriebene feste Oberfläche ein (Abbildung 4B).
   1. Befestigen Sie den Radstand und den Computersensor mit Hardware oben am Käfig (Abbildung 4C, D).
4. Stellen Sie sicher, dass der Sensormagnet und der Computersensor nicht mehr als 1 cm voneinander entfernt sind, um eine ordnungsgemäße Aufzeichnung der Radbewegung zu ermöglichen (die meisten Standard-Fahrradcomputersensoren sind bidirektional und zeichnen positive Radbewegungen in beide Drehrichtungen auf).
5. Befestigen Sie das entsprechende Laufrad (wie oben beschrieben) von der Innenseite des Käfigdeckels am Radstand, und setzen Sie den Deckel sicher auf den Käfig (Abbildung 4E, F).
6. Wenn das Rad vom Käfigdeckel hängt, achten Sie auf mindestens 2,5 cm Abstand vom Käfigboden. Legen Sie eine minimale Menge an Einstreumaterial in den Käfig, um sicherzustellen, dass sich das Rad frei dreht, aber nicht durch den Aufbau von Einstreu behindert wird.
7. Zeichnen Sie während des Experimentierens Daten vom Fahrradcomputer in einem konsistenten Intervallplan auf, um eine genaue Aktivitätsüberwachung zu gewährleisten.
   1. Erkenne, dass Mäuse eine nachtaktive Art sind; Daher wird der größte Teil ihrer natürlichen Käfigaktivität (einschließlich Radlauf) während der dunklen Stunden des Lichtzyklus durchgeführt.

Abbildung 4: Laufradkäfigbaugruppe. (A) Fahrradcomputer und Magnetsensor in fester Oberfläche / Tablett; (B) invertierter Radstand auf der Oberseite der festen Oberfläche/Schale und des Sensors (Draufsicht; beachten Sie die beiden Löcher in der Sensoroberfläche/Schale zur Befestigung der Basis am Käfigdeckel mit Hardware), (C) umgekehrter Radstand mit montierter Hardware (Unteransicht); (D) umgekehrter Radstand mit montierter Hardware (Draufsicht); (E) vollständige Käfigmontage (Draufsicht); und (F) vollständige Käfigbaugruppe (Seitenansicht). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

4. Belastungsprotokolle für Übungstraining

1. Einzeln sitzende (SED) Mäuse für 9 Wochen in einem Käfig unterbringen, der ein gesperrtes Laufrad enthält, um jegliches Laufen zu verhindern.
   HINWEIS: Tabelle 1 enthält den Ladezeitplan für die LWR (PoWeR)- und HLWR-Protokolle, die im Versuchsdesign verwendet wurden.
2. Reduzieren Sie bei Bedarf die Belastung für die LWR- und HLWR-Gruppen, um sicherzustellen, dass die Mäuse während des gesamten 9-Wochen-Protokolls weiter trainieren.

		Woche
		1	2	3	4	5	6	7	8	9
LWR (n = 4)	Last (g)	0.0	2.0	3.0	4.0	5.0	5.0	6.0	6.0	6.0
	%BM	--	8%	11%	15%	19%	19%	23%	23%	23%
HLWR (n =7)	Last (g)	0.0	2.5	5.0	7.5	7.5	10.0	10.0	12.5	12.5
	%BM	--	10%	19%	28%	28%	38%	38%	48%	48%

Tabelle 1. Laufprotokolle für geladene Räder

5. In-situ-Muskelfunktionstests , Gewebeentnahme und Gewebeanalyse

1. Nach der 9-wöchigen Trainingsintervention betäuben Sie die Mäuse mit inhaliertem Isofluran (4% Induktion; 2% Erhaltung) mit zusätzlichem Sauerstoff und sorgen Sie für eine ordnungsgemäße Überwachung der Anästhesieebene während des gesamten Verfahrens.
2. Durchführung eines In-situ-Muskelfunktionstests am GPS-Komplex (Gastrocnemius, Plantaris, Soleus), um die isometrische Muskelkraft²⁸ zu testen. Erstellen Sie eine Kraft-Frequenz-Kurve durch direkte Stimulation des Ischiasnervs mit 27 G-Elektrodennadeln bei 11 aufsteigenden Frequenzen zwischen 1-300 Hz, wobei tetanische Kontraktionen um 100-150 Hz auftreten²⁹.
3. Unmittelbar nach dem Muskelfunktionstest euthanasieren Sie die Mäuse über eine zervikale Dislokation und bestätigen die Euthanasie durch Entfernen des Herzens. Schneiden Sie die Muskulatur Plantaris und Soleus vorsichtig aus und notieren Sie die nasse Gewebemasse.
4. Beschichten Sie jede Muskelprobe in einem Einbettungsmedium (OCT) und montieren Sie sie auf einem Korken. Es wird in flüssigem, stickstoffgekühltem Isopentan eingefroren und bei -80 °C gelagert, bis weitere immunhistochemische (IHC) Analysen an Abschnitten des Muskelgewebes (10 μm dick) durchgeführt werden.
5. Analysieren Sie Muskelfaser-CSA mit Immunfluoreszenz für Laminin. Messung der Faser-CSA mit einer automatischen Bildquantifizierungsplattform³⁰.

6. Statistische Auswertung

1. Drücken Sie alle Daten als Mittelwert ± SD aus.
2. Führen Sie statistische Analysen mit einer statistischen Analysesoftware durch, deren Signifikanz auf p ≤ 0,05 festgelegt ist.
3. Vergleichen Sie Lauf- und Trainingsvolumendaten mit wiederholten Messungen der Zwei-Wege-ANOVA.
4. Vergleichen Sie Körpermasse, Gewebemasse, CSA und Muskelfunktion mit einer Einweg-ANOVA. Wenn signifikante F-Verhältnisse gefunden werden, vergleichen Sie die Unterschiede innerhalb der Gruppe mit Fisher LSD-Post-hoc-Analysen.
5. Berechnen Sie Effektgrößen und interpretieren Sie sie dann als 0,01, 0,06 und 0,14 für kleine, mittlere und große Effektgrößen.

Ergebnisse

In dieser Studie wurden 24 C57BL/6-Mäuse (6,3 ± 0,7 Monate zu Beginn dieser Studie) zufällig einer von drei Behandlungsgruppen zugeordnet: sitzend (SED), belastet Radlauf (LWR; wie PoWeR von Dungan et ^al.17 beschrieben) oder hoher LWR (HLWR) und vervollständigten dann ihr jeweiliges 9-Wochen-Protokoll. Nach der Akklimatisierungswoche (Woche 1) gab es keine Gruppen- oder Gruppen-x-Zeitunterschiede in der Laufdistanz oder dem Trainingsvolumen (Abbildung 5).

Diskussion

Bestehende Widerstandsübungsmodelle bei Nagetieren haben sich für die Skelettmuskelforschung als unschätzbar wertvoll erwiesen. Viele dieser Modelle sind jedoch invasiv, unfreiwillig und/oder zeit- und arbeitsintensiv. LWR ist ein hervorragendes Modell, das nicht nur ähnliche muskuläre Anpassungen induziert wie in anderen gut akzeptierten Widerstandstrainingsmodellen, sondern auch einen chronischen, stressarmen Trainingsreiz für das Tier mit minimalem Zeit- / Arbeitsaufwand des Forschers bietet. Da LWR-Modelle nur ...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
1 g disc neodymium magnets	Applied Magnets	ND018-6	Used for all sensor magnets and 1 g increments of wheel loading
2.5 g disc neodymium magnets	Applied Magnets	ND022	Used for 2.5 g increments of wheel loading
8-32 x 1" stainless steel screws	Amazon		https://www.amazon.com/gp/product/B07939RS23/ref=ppx_yo_dt_b_search_asin_title?ie=UTF8&psc=1
8-32 Wing Nuts	Amazon		https://www.amazon.com/gp/product/B07YYWW2SB/ref=ppx_yo_dt_b_search_asin_title?ie=UTF8&th=1
10 µL pipette tip box (empty)	Thermo Scientific	2140	We used empty ART Pipette tip boxes, but any similar sized boxes/trays would suffice
Extreme Liquid Glue	Loctite
Laminin primary antibody	Novus Biologicals	NB300-144AF647	primary antibody conjugated with AF657; 1:200 in PBS containing 10% normal goat serum
Lithium 3 V battery	n/a	CR2032
M10 (3/16" x 1 1/4") stainless steel fender washers	Amazon		https://www.amazon.com/gp/product/B00OHUHEU8/ref=ppx_yo_dt_b_search_asin_title?ie=UTF8&th=1
MyoVision: Automated Image Quantification Platform	Wen et al. (2017)	v1.0	https://www.uky.edu/chs/center-for-muscle-biology/myovision
Polycarbonate rodent cage (430 mm L x 290 mm W x 201 mm H), with narrow width stainless steel wired bar lid	Orchid Scientific	Polycarbonate Rat Cage Type II	https://orchidscientific.com/product/rat-cage/ - 1519974600758-c29bc1c5-6dfa
Sigma Sport 509 Bike Computer	Sigma Sport		Does not need to be this model in particular, but must have distance and time monitoring capabilities
Silent Spinner Running Wheel (mini 11.4 cm)	Kaytee	SKU# 100079369	https://www.kaytee.com/all-products/small-animal/silent-spinner-wheel