Schweinelebertransplantation ohne veno-venösen Bypass als erweitertes Kriterien-Spendermodell

Zusammenfassung

In diesem Protokoll wird ein Modell der porcinen orthotopen Lebertransplantation nach statischer Kältelagerung von Spenderorganen für 20 h ohne Verwendung eines veno-venösen Bypasses während der Anpflanzung beschrieben. Der Ansatz verwendet eine vereinfachte Operationstechnik mit Minimierung der anhepatischen Phase und ausgefeiltem Volumen- und Vasopressormanagement.

Zusammenfassung

Die Lebertransplantation gilt als Goldstandard für die Behandlung einer Vielzahl tödlicher Lebererkrankungen. Ungelöste Probleme des chronischen Transplantatversagens, des anhaltenden Organspendermangels und des verstärkten Einsatzes marginaler Transplantate erfordern jedoch die Verbesserung aktueller Konzepte, wie z.B. die Implementierung der Organmaschinenperfusion. Um neue Methoden der Transplantataufbereitung und -modulation zu evaluieren, sind translationale Modelle erforderlich. In Bezug auf anatomische und physiologische Ähnlichkeiten mit dem Menschen und die jüngsten Fortschritte auf dem Gebiet der Xenotransplantation sind Schweine zur wichtigsten großen Tierart geworden, die in Transplantationsmodellen verwendet wird. Nach der ersten Einführung eines porcinen orthotopen Lebertransplantationsmodells durch Garnier et al. im Jahr 1965 wurden in den letzten 60 Jahren mehrere Modifikationen veröffentlicht.

Aufgrund spezifischer anatomischer Merkmale wird ein veno-venöser Bypass während der anhepatischen Phase als Notwendigkeit angesehen, um Darmstauung und Ischämie zu reduzieren, was zu hämodynamischer Instabilität und perioperativer Mortalität führt. Die Umsetzung einer Umgehung erhöht jedoch die technische und logistische Komplexität des Verfahrens. Darüber hinaus wurden zuvor über damit verbundene Komplikationen wie Luftembolien, Blutungen und die Notwendigkeit einer gleichzeitigen Splenektomie berichtet.

In diesem Protokoll beschreiben wir ein Modell der porcinen orthotopen Lebertransplantation ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses. Die Transplantation der Spenderleber nach statischer Kältelagerung von 20 h - unter Simulation erweiterter Kriterien für Spenderbedingungen - zeigt, dass dieser vereinfachte Ansatz ohne signifikante hämodynamische Veränderungen oder intraoperative Mortalität und mit regelmäßiger Aufnahme der Leberfunktion (definiert durch Gallenproduktion und leberspezifischen CYP1A2-Metabolismus) durchgeführt werden kann. Der Erfolg dieses Ansatzes wird durch eine optimierte Operationstechnik und ein ausgeklügeltes anästhesiologisches Volumen- und Vasopressormanagement sichergestellt.

Dieses Modell sollte von besonderem Interesse für Arbeitsgruppen sein, die sich auf den unmittelbaren postoperativen Verlauf, Ischämie-Reperfusionsverletzungen, damit verbundene immunologische Mechanismen und die Rekonditionierung erweiterter Spenderorgane konzentrieren.

Einleitung

Die Lebertransplantation ist nach wie vor die einzige Überlebenschance bei einer Vielzahl verschiedener Erkrankungen, die zu akutem oder chronischem Leberversagen führen. Seit seiner ersten erfolgreichen Anwendung bei der Menschheit im Jahr 1963 durch Thomas E. Starzl hat sich das Konzept der Lebertransplantation zu einer zuverlässigen Behandlungsoption entwickelt, die weltweit angewendet wird, hauptsächlich aufgrund von Fortschritten im Verständnis des Immunsystems, der Entwicklung der modernen Immunsuppression und der Optimierung der perioperativen Versorgung und chirurgischen Techniken ^1,2 . Die alternde Bevölkerung und eine höhere Nachfrage nach Organen haben jedoch zu Spenderengpässen geführt, wobei in den letzten Jahrzehnten vermehrt marginale Transplantate von Spendern mit erweiterten Kriterien verwendet wurden und neue Herausforderungen aufgetreten sind. Es wird angenommen, dass die Einführung und weit verbreitete Einführung der Organmaschinenperfusion eine Reihe von Möglichkeiten in Bezug auf die Transplantataufbereitung und -modulation eröffnet und dazu beiträgt, Organengpässe zu mildern und die Wartelistensterblichkeit zu senken 3,4,5,6.

Um diese Konzepte und ihre Wirkungen in vivo bewerten zu können, sind translationale Transplantationsmodelle notwendig⁷. 1983 stellten Kamada et al. ein effizientes orthotopes Lebertransplantationsmodell bei Ratten vor, das seitdem von Arbeitsgruppen auf der ganzen Welt umfassend modifiziert und angewendet wurde 8,9,10,11. Das orthotope Lebertransplantationsmodell bei Mäusen ist technisch anspruchsvoller, aber auch wertvoller in Bezug auf die immunologische Übertragbarkeit und wurde erstmals 1991 von Qian et ^al.12 beschrieben. Trotz der Vorteile in Bezug auf Verfügbarkeit, Tierschutz und Kosten sind Nagetiermodelle in ihrer Anwendbarkeit im klinischen Umfeld begrenzt⁷. Daher sind große Tiermodelle erforderlich.

In den letzten Jahren sind Schweine aufgrund ihrer anatomischen und physiologischen Ähnlichkeit mit dem Menschen zur wichtigsten Tierart geworden, die für die translationale Forschung verwendet wird. Darüber hinaus könnten die derzeitigen Fortschritte auf dem Gebiet der Xenotransplantation die Bedeutung von Schweinen als Forschungsobjekte weiter erhöhen^13,14.

Garnier et al. beschrieben bereits 1965 ein Lebertransplantationsmodell bei Schweinen¹⁵. Mehrere Autoren, darunter Calne et al. im Jahr 1967 und Chalstrey et al. im Jahr 1971, berichteten anschließend über Modifikationen, die letztendlich zu einem sicheren und praktikablen Konzept der experimentellen Schweinelebertransplantation in den folgenden Jahrzehnten führten 16,17,18,19,20,21.

In jüngerer Zeit haben verschiedene Arbeitsgruppen Daten zu aktuellen Fragen der Lebertransplantation mit einer Technik der porcinen orthotopen Lebertransplantation geliefert, die fast immer einen aktiven oder passiven veno-venösen, d.h. Porto-Caval-Bypass^19,22 umfasst. Grund hierfür ist eine artspezifische Unverträglichkeit gegenüber der Klemmung der Vena cava inferior und der Pfortader während der anhepatischen Phase aufgrund eines vergleichsweise größeren Darms und weniger Porto-Caval- oder Cavo-Caval-Shunts (z.B. Fehlen einer Vena azygos), was zu einer erhöhten perioperativen Morbidität und Mortalität führt²³. Vena cava inferior-schonende Transplantationstechniken, die bei menschlichen Empfängern als Alternative angewendet werden, sind nicht durchführbar, da die porcine Vena cava inferior von Lebergewebe umgeben ist²³.

Die Verwendung eines veno-venösen Bypasses erhöht jedoch die technische und logistische Komplexität in einem bereits anspruchsvollen chirurgischen Eingriff weiter und verhindert daher möglicherweise die Implementierung des Modells insgesamt. Abgesehen von den direkten physiologischen und immunologischen Auswirkungen eines Bypasses haben einige Autoren auf die signifikante Morbidität wie Blutverlust oder Luftembolie während der Shuntplatzierung und die Notwendigkeit einer gleichzeitigen Splenektomie hingewiesen, die möglicherweise kurz- und langfristige Ergebnisse nach dem Engraftment beeinflusst^24,25.

Das folgende Protokoll beschreibt eine einfache Technik der orthotopen Lebertransplantation von Schweinen nach statischer Kühllagerung von Spenderorganen für 20 h, die erweiterte Kriterien für Spenderbedingungen ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses während der Transplantation darstellt, einschließlich Spenderleberbeschaffung, Backtable-Vorbereitung, Empfängerhepatektomie und anästhesilogisches prä- und intraoperatives Management.

Dieses Modell sollte von besonderem Interesse für chirurgische Arbeitsgruppen sein, die sich auf den unmittelbaren postoperativen Verlauf, Ischämie-Reperfusionsverletzungen, die Rekonditionierung erweiterter Spenderorgane und damit verbundene immunologische Mechanismen konzentrieren.

Protokoll

Diese Studie wurde im Labor für Tierkunde der Medizinischen Hochschule Hannover nach Genehmigung durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) (19/3146) durchgeführt.

1. Beschaffung von Spenderlebern

HINWEIS: Bei den Leberspendern handelte es sich um weibliche Hausschweine (Sus scrofa domesticus) im Alter von 4-5 Monaten und mit einem durchschnittlichen Körpergewicht von ca. 50 kg, die sich bereits mindestens 10 Tage vor der Operation in der Tierversuchseinrichtung in Quarantäne befanden.

1. Führen Sie eine Prämedikation durch intramuskuläre Injektion von Atropin (0,04-0,08 mg/kg Körpergewicht), Zolazepam (5 mg/kg Körpergewicht) und Tiletamin (5 mg/kg Körpergewicht) durch. Nach Herstellung eines intravenösen Zugangs (z. B. Ohrvene) eine Anästhesie mit einer Injektion von Propofol (1,5 - 2,5 mg/kg Körpergewicht) induzieren.
2. Führen Sie die Intubation mit einem 8,0-8,5 mm Endotrachealtubus durch, abhängig von der Größe und Anatomie des Tieres. Etablieren Sie die Überwachung der Elektrokardiographie, die Messung von Atemgasen und peripherer Sauerstoffsättigung sowie die nicht-invasive Blutdruckmessung.
3. Aufrechterhaltung der Anästhesie bei Schweinen während der Spenderleberbeschaffung durch Inhalation von Isofluran (0,8-1,5 Vol%) und intravenöse Anwendung von Fentanyl (0,003-0,007 mg/kg Körpergewicht). Führen Sie während des gesamten Verfahrens eine volumengesteuerte Beatmung durch.
4. Nach der Platzierung des Spenderschweins in Rückenlage und der Fixierung der Gliedmaßen an der Basis des Operationstisches mit elastischen Bändern die Haut mit einem Antiseptikum, z. B. Povidon-Jod oder Isopropylalkohol, schrubben und das Tier mit sterilen Abdecktüchern bedecken.
5. Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch Verlust der Entzugsreaktion auf Zehenklemmen. Führen Sie eine Mittellinien-Laparotomie durch, beginnend mit dem Xiphoid-Prozess, indem Sie monopolare Kauterisation verwenden. Platzieren Sie einen Bauchretraktor und mobilisieren Sie den Darm rechts vom Spender.
6. Führen Sie eine Splenektomie durch Dissektion des splenokolischen Bandes, des Gastrosplenic-Bandes und des Phrenicosplenic-Bandes durch. Klemmen Sie die Milzvene und die Milzarterie in der Nähe des Milzhilums mit einer Overholt-Klemme und platzieren Sie nach dem Durchtrennen der Gefäße Ligaturen (3-0 Polyfilamentnaht). Durchtrennen Sie zusätzliche (kleinere) Gefäße entweder durch bipolare Pinzette oder durch Ligatur.
   HINWEIS: Eine Splenektomie während der Spenderleberbeschaffung ist nicht obligatorisch, reduziert aber den Blutfluss während und nach der Perfusion.
7. Mobilisieren Sie den Darm auf der linken Seite des Spenders und durchtrennen Sie das falciforme Band und die dreieckigen Bänder mit einer Schere und bipolarer Kauterisation.
8. Nach ausreichender Dissektion der Leber schneiden Sie den linken Teil des Zwerchfells über eine Entfernung von 5-10 cm mit einer Schere ein, um das Thoraxsegment der absteigenden Aorta zu lokalisieren. Einkreisen und eine Ligatur (3-0 Polyfilamentnaht) ohne Straffen platzieren.
9. Schneiden Sie den rechten Teil des Zwerchfells über eine Entfernung von 5-10 cm mit einer Schere ein und identifizieren Sie die suprahepatische Vena cava inferior.
10. Verlegen Sie den Darm nach links oben des Spenders und betreten Sie den retroperitonealen Raum durch transversale Inzision des Peritoneums über eine Entfernung von 5-10 cm mit einer Schere.
11. Lokalisieren Sie die Bauchaorta und die untere Hohlvene knapp oberhalb der Beckenbifurkation und trennen Sie beide Gefäße über eine Länge von ca. 6 cm. Legen Sie zwei 3-0 Polyfilament-Ligaturen um die Bauchaorta: eine kraniale der Beckenbifurkation und eine etwa 3 cm kranial, ohne sich zu straffen. Legen Sie eine weitere Ligatur um die intrahepatische Vena cava inferior ohne Straffung.
12. Intravenös injizieren Sie Heparin (25.000 I.E.). Wählen Sie eine geeignete Kanüle und entlüften Sie die Tropfleitung mit gekühlter Konservierungslösung.
13. Straffen Sie die kaudal gelegene erste Ligatur um die Bauchaorta. Nachdem Sie die Bauchaorta kranial der zweiten Ligatur verschlossen haben (entweder manuell oder durch Anlegen einer atraumatischen Gefäßklemme), machen Sie mit einer Schere einen Querschnitt zwischen beiden Ligaturen.
14. Führen Sie die Kanüle in den Schnitt ein und sichern Sie sie mit der restlichen Ligatur. Durchtrennen Sie die suprahepatische Vena cava inferior weit kranial (nahe dem rechten Vorhof) mit einer Schere.
15. Nach einem Blutverlust von etwa 1.500-2.000 ml das Thoraxsegment der absteigenden Aorta durch Binden der Ligatur kreuzklemmen und eine antegrade Perfusion beginnen.
    HINWEIS: Für den möglichen Bedarf an Blut (Transfusionen) während der Anpflanzung oder für die normotherme Maschinenperfusion kann Vollblut (ca. 1.500 ml) mit einem Behälter mit Antikoagulans auf Citratbasis entnommen werden.
16. Straffen Sie die Ligatur um die infrahepatische Vena cava inferior, schneiden Sie das Gefäß kranial der Ligatur ein und führen Sie einen chirurgischen Aspirator ein. Injizieren Sie eine tödliche Dosis Pentobarbital-Natrium (5.000 mg). Legen Sie zerkleinertes steriles Eis in die Brust- und Bauchhöhle, ohne das Lebergewebe zu beeinträchtigen.
17. Nach Perfusion mit 3.500 ml Konservierungslösung über einen Verlauf von ca. 10-15 min wird die eingeschnittene suprahepatische Vena cava inferior durchtrennt. Durchtrennen Sie die infrahepatische Vena cava inferior auf Höhe der linken Nierenvene.
18. Durchtrennen Sie den Gallengangschädel des Pankreasgewebes zwischen zwei Ligaturen (3-0 Polyfilament), um ein Verschütten von Galle zu vermeiden. Durchtrennen Sie den Pfortader der Bauchspeicheldrüse.
19. Suchen Sie die Zöliakiearterie nach stumpfer Vorbereitung und folgen Sie dorsal zur Bauchaorta. Schneiden Sie das jeweilige Aortensegment heraus, um ein Pflaster für die spätere Anpflanzung zu erstellen.
20. Entfernen Sie das Zwerchfell um die suprahepatische Vena cava inferior und trennen Sie verbleibende Adhäsionen mit einer Schere. Extrahieren Sie die Leber.
21. Führen Sie eine Cholezystektomie durch oder straffen Sie eine Ligatur um den Zystengang und spülen Sie den gemeinsamen Gallengang mit mindestens 20 ml Konservierungslösung. Legen Sie die Perfusionskanüle in die Pfortader und spülen Sie das Transplantat mit weiteren 500 ml Konservierungslösung. Legen Sie das Transplantat in eine sterile Schüssel auf Eis.
    HINWEIS: Je nach wissenschaftlichem Ziel kann das Organ sofort für die Anpflanzung vorbereitet oder auf unbestimmte Zeit (20 h in diesem Protokoll) auf Eis gehalten werden, bevor mit der Backtable-Vorbereitung und dem Engraftment begonnen wird.

2. Back-Table-Vorbereitung der Leber

1. Entfernen Sie das lymphatische Gewebe beginnend am Aortensegment und identifizieren und verschließen Sie dadurch die arteriellen Seitenäste und Lymphgefäße entweder mit Clips, Ligaturen (4-0 Polyfilament) oder Nähten (5-0 Monofilament; Abbildung 1A). Ebenso entfernen Sie das lymphatische Gewebe um die Pfortader und verschließen Sie die Seitenäste mit Nähten (5-0 Monofilament).
2. Identifizieren Sie die suprahepatische Vena cava inferior und legen Sie Nähte um beide Zwerchfellvenen (5-0 Monofilament), nachdem Sie umgebendes Zwerchfellgewebe entfernt haben. Spülen Sie alle Gefäße mit kalter Kochsalzlösung oder Konservierungslösung, um verbleibende Leckagen zu identifizieren. Führen Sie eine Verkürzung der Gefäße und eine Vorbereitung des Aortenpflasters nur bei der Anpflanzung durch, um die individuellen anatomischen Gegebenheiten zu berücksichtigen.

3. Hepatektomie des Empfängers, Spenderlebertransplantation und perioperatives Management

HINWEIS: Als Leberempfänger wurden weibliche Hausschweine (Sus scrofa domesticus) im Alter von 4-5 Monaten und mit einem durchschnittlichen Körpergewicht von ca. 50 kg verwendet. Analog zu den Leberspendern befanden sich die Empfänger vor der Transplantation mindestens 10 Tage in der Tierversuchsanlage.

1. Anästhesie und perioperatives Management
   1. Führen Sie eine Prämedikation durch intramuskuläre Injektion von Atropin (0,04-0,08 mg/kg Körpergewicht), Zolazepam (5 mg/kg Körpergewicht) und Tiletamin (5 mg/kg Körpergewicht) durch. Nach Herstellung eines intravenösen Zugangs (z. B. Ohrvene) eine Anästhesie mit einer Injektion von Propofol (1,5-2,5 mg / kg Körpergewicht) induzieren.
   2. Führen Sie die Intubation mit einem 8,0-8,5 mm Endotrachealtubus durch, abhängig von der Größe und Anatomie des Tieres. Etablieren Sie die Überwachung der Elektrokardiographie, die Messung von Atemgasen und peripherer Sauerstoffsättigung sowie die nicht-invasive Blutdruckmessung. Im Falle eines chronischen Modells Augensalbe auftragen, um Trockenheit nach dem chirurgischen Eingriff zu vermeiden.
   3. Legen Sie das Empfängertier in Rückenlage auf eine Heizbasis und fixieren Sie die Gliedmaßen mit elastischen Bändern auf der Basis des Operationstisches.
   4. Zur erweiterten Überwachung unter Ultraschallführung einen drei Lumen zentralen Venenkatheter und einen Großvenenkatheter (7 Fr.) in die Vena jugularis interna und einen Venenkatheter mit großem Durchmesser (7 Fr.) für die Volumentherapie einführen. Führen Sie zusätzlich einen arteriellen Katheter unter Ultraschallkontrolle zur invasiven Blutdruckmessung in die innere Halsschlagader / Halsarterie ein (Abbildung 1B).
   5. Aufrechterhaltung der Anästhesie während der Organentnahme durch Inhalation von Isofluran (0,8-1,5 Vol%) und intravenöse Anwendung von Fentanyl (0,003-0,007 mg / kg Körpergewicht). Führen Sie während des gesamten Verfahrens eine volumengesteuerte Beatmung durch. Tragen Sie 2.000 mg Sultamicillin für die perioperative Antibiose und 250 mg Methylprednisolon intravenös auf.
   6. Verabreichen Sie einen Vasopressor wie Noradrenalin intravenös, um einen mittleren arteriellen Zieldruck von 60 mmHg zu erreichen. Wenden Sie zusätzlich bei Bedarf kristalloide Lösungen wie Ringer-Laktatlösung oder kolloidale Lösungen wie flüssige Gelatine an.
   7. Tragen Sie Calciumgluconat (10%) und Natriumbicarbonat (8,4%), Glucose (40%) oder Kaliumchlorid (7,45%) intravenös in Bezug auf alle 30 Minuten erhaltene Blutgasanalysen auf.
2. Hepatektomie des Empfängers
   1. Schrubben Sie die Haut mit einem Antiseptikum, z. B. Povidon-Jod oder Isopropylalkohol, und bedecken Sie das Tier mit sterilen Abdecktüchern.
   2. Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch Verlust der Entzugsreaktion auf Zehenklemmen. Führen Sie eine Mittellinien-Laparotomie durch, beginnend mit dem Xiphoid-Prozess, indem Sie monopolare Kauterisation verwenden. Platzieren Sie einen Bauchretraktor und mobilisieren Sie den Darm links vom Spender. Bedecken Sie den Darm mit einem angefeuchteten Tuch.
   3. Legen Sie einen suprapubischen Blasenkatheter zur Optimierung des intraoperativen Volumenmanagements.
   4. Trennen Sie das falciforme Band und die dreieckigen Bänder mit einer Schere und einer bipolaren Kauterisation. Nach ausreichender Dissektion der Leber sowohl die suprahepatische als auch die infrahepatische Vena cavae inferior in der Nähe des Leberparenchyms umschließen.
   5. Sezieren und durchtrennen Sie den gemeinsamen Gallengang unterhalb der Verbindung des Zystengangs zwischen zwei Ligaturen (3-0 Polyfilament).
   6. Schneiden Sie die oberflächliche Peritonealschicht, die das Ligamentum hepatoduodenal bedeckt, ein und identifizieren Sie die Leberarterien kurz vor dem Eintritt in das Leberparenchym. Sezieren Sie mit bipolarer Kauterisation oder der Platzierung von Clips, Ligaturen oder Nähten.
   7. Sezieren Sie die Bauchaorta durch Inzision in der Mittellinie (avaskuläre Schicht) der rechten und linken Zwerchfellmuskulatur. Bereiten Sie die Aorta für die Aortenanastomose vor, indem Sie das umgebende Gewebe entfernen.
      HINWEIS: Dieser Schritt ist nur erforderlich, wenn eine Aortenanastomose durchgeführt wird. Andernfalls sezieren Sie die Leberarterie / die Hilarregion weiter, um sich auf eine konventionelle Ende-zu-Ende-Anastomose zwischen den Leberarterien des Spenders und des Empfängers vorzubereiten.
   8. Führen Sie eine Empfängerhepatektomie durch, indem Sie eine atraumatische Gefäßklemme auf die Pfortader legen, gefolgt von atraumatischen Gefäßklemmen an der suprahepatischen Hohlvene inferior (einschließlich des umgebenden Zwerchfells beim kaudalen Zurückziehen der Leber) und der infrahepatischen Hohlvene inferior.
   9. Durchtrennen Sie alle drei Gefäße in der Nähe des Leberparenchyms. Entfernen Sie die Empfängerleber aus der Bauchhöhle.
      HINWEIS: Die Klemmung der Gefäße markiert den Beginn der anhepatischen Phase. Während der anhepatischen Phase sind die Schweine hämodynamisch instabil und benötigen relevante Mengen an Vasopressoren/Katecholaminen. Der Anästhesist sollte bereit sein, Noradrenalin und Epinephrin anzuwenden. Halten Sie die Phase bis zur Reperfusion der Leber so kurz wie möglich. Kommunizieren Sie gut mit dem Anästhesisten.
3. Spenderlebertransplantation
   1. Legen Sie die Spenderleber in die Bauchhöhle. Verkürzen Sie die suprahepatische Vena cava inferior des Spenders und/oder Empfängers auf eine angemessene Länge und vermeiden Sie dabei Knicken oder zu starke Verspannungen auf der Anastomose.
   2. Legen Sie eine einzelne Naht als Stützfaden (5-0 Monofilament) und passen Sie die rechte Ecke der suprahepatischen Vena cavae inferior des Spenders und Empfängers an. Beginnen Sie die dorsale Seite der Anastomose von der linken Ecke des Gefäßes (der Gefäße) mit einer laufenden Naht (5-0 Monofilament, doppelarmig).
   3. Wenn Sie die rechte Ecke erreichen, entfernen Sie den Stützfaden, sichern Sie die laufende Naht mit einer Klemme und fahren Sie mit der ventralen Seite der Anastomose fort, die wiederum von der linken Ecke des (der) Gefäße(s) beginnt. Ziehen Sie die Naht mit mehreren Knoten an, ohne den Gefäßdurchmesser einzuengen, um eine Stenose zu vermeiden.
   4. Verkürzen Sie die Spender- und/oder Empfängerpfortader auf eine angemessene Länge und vermeiden Sie dabei Knicken oder zu starke Spannungen auf der Anastomose.
   5. Führen Sie eine vaskuläre Anastomose der Spender- und Empfängerpfortader analog zu den Schritten 3.3.2-3.3.3 mit einer 6-0 monofilen, doppelarmigen Naht durch.
   6. Führen Sie die porto-venöse Reperfusion durch, indem Sie die Gefäßklemme entfernen, die Empfängerportalvene verschließen und die infrahepatische Vena cava inferior des Spenders mit einer Gefäßklemme verschließen, nachdem Sie etwa 200-400 ml Blut abgelassen haben. Entfernen Sie langsam die Gefäßklemme, die den Empfänger suprahepatische Vena cava inferior verschließt, und suchen Sie nach aktiven Blutungen.
      HINWEIS: Das Entfernen beider Klemmen markiert das Ende der anhepatischen Phase. Die benötigte Menge an Katecholaminen sollte kurz darauf deutlich abnehmen.
   7. Verkürzen Sie die infrahepatische Vena cava inferior des Spenders und/oder Empfängers. Führen Sie eine vaskuläre Anastomose der infrahepatischen Vena cavae inferior des Spenders und Empfängers analog zu den Schritten 3.3.2-3.3.3 mit einer 5-0 monofilen, doppelarmigen Naht durch. Entfernen Sie die Klemmen, die die infrahepatische Vena cavae inferior verschließen.
   8. Bereiten Sie ein elliptisches Aortenpflaster (Carrel Patch) mit einem Durchmesser von ca. 1-1,5, cm je nach anatomischen Gegebenheiten mit einer Schere vor. Klemmen Sie die Bauchaorta mit einer atraumatischen Cooley-Gefäßklemme und machen Sie einen Schnitt mit einem Skalpell. Vergrößern Sie den Schnitt mit einer Schere, um das Pflaster anzupassen.
   9. Beginnen Sie die Aortenanastomose mit einer laufenden Naht (6-0 Monofilament, doppelarmig) an der Schädelecke des Schnitts / Pflasters. Wenn Sie die Schwanzecke erreichen, sichern Sie die Laufnaht mit einer Klemme und vervollständigen Sie die Anastomose wieder beginnend an der Schädelecke. Ziehen Sie die Naht mit mehreren Knoten fest und entfernen Sie langsam die Gefäßklemme.
      HINWEIS: Das Klemmen der Bauchaorta beeinflusst den Blutdruck des Schweins erheblich. Kommunizieren Sie gut mit dem Anästhesisten.
   10. Legen Sie eine hämostatische Gaze um die arterielle Anastomose. Legen Sie einen Katheter in den Gallengang und sichern Sie ihn mit einer einzigen Ligatur. Achten Sie darauf, den Durchmesser des Katheters nicht zu verdecken.
   11. Schließen Sie den Bauch vorübergehend, indem Sie die Muskelfaszie und die Haut mit einer laufenden Naht anpassen und den Bauch mit Frischhaltefolie und/oder Vorhängen abdecken, um Wärmeverlust zu vermeiden.
       HINWEIS: Wenn die wissenschaftlichen Ziele ein chronisches Modell erfordern, führen Sie eine End-to-End-Anastomose zwischen dem Gallengang von Spender und Empfänger durch, schließen Sie den Bauch mit separaten Laufnähten für das Peritoneum und die Muskelfaszie und schließen Sie die Haut mit einzelnen Nähten.
   12. Am Ende der Nachuntersuchung injizieren Sie eine tödliche Dosis von 5.000 mg Pentobarbital-Natrium zur intraoperativen Euthanasie.

Ergebnisse

Die in diesem Protokoll vorgestellte Technik hat zuverlässige und reproduzierbare Ergebnisse in Bezug auf die hämodynamische Stabilität und das Überleben der Tiere während des gesamten Verfahrens sowie die Transplantatfunktion im postoperativen Verlauf geliefert.

Zuletzt haben wir das Modell für die Untersuchung von Ischämie-Reperfusionsverletzungen und therapeutischen Interventionen zur Milderung schädlicher Auswirkungen im unmittelbaren postoperativen Verlauf angewendet. Nach der Ent...

Diskussion

Jüngste technische Entwicklungen wie die Einführung der maschinellen Perfusion haben das Potenzial, den Bereich der Lebertransplantation zu revolutionieren. Um Transplantataufbereitungs- oder Modifikationskonzepte in klinische Umgebungen zu übersetzen, sind reproduzierbare Transplantationsmodelle bei Großtieren unumgänglich.

Nach der ersten Einführung der orthotopen Lebertransplantation von Schweinen haben mehrere Autoren in den letzten fünf Jahrzehnten an der Verbesserung dieser Techni...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Abdominal retractor	No Company Name available	No Catalog Number available
Aortic clamp, straight	Firma Martin	No Catalog Number available
Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL	Radiometer Medical ApS	956-622
Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL)	B.Braun	648037
Backhaus clamp	Bernshausen	BF432
Bipolar forceps, 23 cm	SUTTER	780222 SG
Bowl 5 L, 6 L, 9 L	Chiru-Instrumente	35-114327
Braunol Braunoderm	B.Braun	3881059
Bulldog clamp	Aesculap	No Catalog Number available
Button canula	Krauth + Timmermann GmbH	1464LL1B
Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%))	B.Braun	2353745
Cell Saver (Autotransfusion Reservoir)	Fresenius Kabi AG	9108471
Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm	Arrow	AD-24703
Clamp	INOX	B-17845  /  BH110  / B-481
Clamp	Aesculap	AN909R
Clamp, 260 mm	Fehling Instruments GMbH &Co.KG	ZAU-2
Clip Forceps, medium	Ethicon	LC207
Clip forceps, small	Ethicon	LC107
CPDA-1 solution	Fresenius Kabi AG	41SD09AA00
Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution)	Dr.Franz Köhler Chemie GmbH	2125921
Dissecting scissors	LAWTON  05-0641	No Catalog Number available
Dissecting scissors, 180 mm	Metzenbaum	BC606R
Endotracheal tube 8.0 mm	Covetrus	800764
Epinephrine (Adrenalin 1:1000)	InfectoPharm	9508734
Falcon Tubes 50ml	Greiner	227 261 L
Femoralis clamp	Ulrich	No Catalog Number available
Fentanyl 0.1mg	PanPharma	00483
Forceps, anatomical	Martin	12-100-20
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD052R
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD032R
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD240R
Forceps, surgical	Bernshausen	BD 671
Forceps, surgical	INOX	B-1357
G40 solution	Serag Wiessner	10755AAF
Gelafundin ISO solution 40 mg/mL	B. Braun	210257641
Guidewire with marker	Arrow	14F21E0236
Haemostatic gauze ("Tabotamp"  5 x 7.5 cm)	Ethicon	474273
Heparin sodium 25,000IE	Ratiopharm	W08208A
Hico-Aquatherm 60	Hospitalwerk	No Catalog Number available
Infusion Set Intrafix	B.Braun	4062981 L
Intrafix SafeSet 180 cm	B.Braun	4063000
Introcan Safety, 18 G	B.Braun	4251679-01
Isofluran CP	CP-Pharma	No Catalog Number available
Large-bore venous catheter, 7Fr.	Edwards Lifesciences	I301F7
Ligaclip, medium	Ethicon	LT200
Ligaclip, small	Ethicon	LT100
Material scissors	Martin	11-285-23
Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg)	Sanofi	7823704
Monopolar ERBE ICC 300	Fa. Erbe	No Catalog Number available
NaCl solution (0.9%)	Baxter	1533
Needle holder	Aesculap	BM36
Needle holder	Aesculap	BM035R
Needle holder	Aesculap	BM 67
Neutral electrode	Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen	21191 - 060
Norepinephrine (Sinora)	Sintetica GmbH	04150124745717
Omniflush Sterile Filed 10 mL	B.Braun	3133335
Original Perfusorline 300 cm	B.Braun	21E26E8SM3
Overhold clamp	INOX	BH 959
Overhold clamp	Ulrich	CL 2911
Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL)	WDT, Garbsen	21217
Perfusers	B.Braun	49-020-031
Perfusor Syringe 50 mL	B.Braun	8728810F
Petri dishes  92 x 17 mm	Nunc	150350
Poole Suction Instrument Argyle flexibel	Covidien, Mansfield USA	20C150FHX
Potassium chloride (7.45%)	B.Braun	4030539078276
Pressure measurement set	Codan pvb Medical GmbH	957179
Propofol (1%)	CP-Pharma	No Catalog Number available
S-Monovette 2.6 mL K3E	Sarstedt	04.1901
S-Monovette 2.9 mL 9NC	Sarstedt	04.1902
S-Monovette 7.5 mL Z-Gel	Sarstedt	11602
Sartinski clamp	Aesculap	No Catalog Number available
Scalpel  No.11	Feather Safety Razor Co.LTD	02.001.40.011
Scissors	INOX	BC 746
Seldinger Arterial catheter	Arrow	SAC-00520
Sodium bicarbonate (8.4%)	B.Braun	212768082
Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC")	B.Braun	4899719
Sterofundin ISO solution	B.Braun	No Catalog Number available
Suction	Dahlhausen	07.068.25.301
Suction Aesculap Securat 80	Aesculap	No Catalog Number available
Suction catheter	ConvaTec	5365049
Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam)	Pfizer	DL253102
Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm	ConvaTec	UK  1F02772
Suprasorb ("Toptex lite RK")	Lohmann & Rauscher	31654
Suture Vicryl 3-0	Ethicon	VCP 1218 H
Suture Vicryl 4-0	Ethicon	V392H
Suture, Prolene 4-0	Ethicon	7588 H
Suture, Prolene 5-0, double armed	Ethicon	8890 H
Suture, Prolene 5-0, single armed	Ethicon	8720 H
Suture, Prolene 6-0, double armed	Ethicon	7230 H
Suture, Prolene 6-0, single armed	Ethicon	EH 7406 H
Suture, Prolene: blau 3-0	Ethicon	EH 7499H
Suture, Safil 2/0	Aesculap	C 1038446
Suture, Terylene 0	Serag Wiessner	353784
Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL	B.Braun	4606027V
TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm	Fresenius Kabi AG	2877101
Ultrasound Butterfly IQ+	Butterfly Network Inc.	850-20014
Ventilator "Oxylog Dräger Fl"	Dräger Medical AG	No Catalog Number available
Yankauer Suction	Medline	RA19GMD
Zoletil 100 mg/mL  (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin)	Virbac	794-861794861