Transplante de fígado suíno sem bypass venovenoso como um modelo de doador de critérios estendidos

Resumo

Neste protocolo, descreve-se um modelo de transplante hepático ortotópico suíno após armazenamento a frio estático de órgãos doadores por 20 h sem o uso de bypass venovenoso durante o enxerto. A abordagem utiliza uma técnica cirúrgica simplificada com minimização da fase anhepática e manejo sofisticado do volume e vasopressor.

Resumo

O transplante de fígado é considerado o padrão-ouro para o tratamento de uma variedade de doenças hepáticas fatais. No entanto, questões não resolvidas de insuficiência crônica do enxerto, escassez contínua de doadores de órgãos e o aumento do uso de enxertos marginais exigem a melhoria dos conceitos atuais, como a implementação da perfusão de máquinas de órgãos. Para avaliar novos métodos de recondicionamento e modulação do enxerto, são necessários modelos translacionais. No que diz respeito às semelhanças anatômicas e fisiológicas com os seres humanos e aos recentes progressos no campo do xenotransplante, os porcos tornaram-se a principal espécie animal de grande porte usada em modelos de transplante. Após a introdução inicial de um modelo de transplante de fígado ortotópico suíno por Garnier et al. em 1965, várias modificações foram publicadas nos últimos 60 anos.

Devido a características anatômicas específicas de especificações, um bypass venovenoso durante a fase anhepática é considerado uma necessidade para reduzir a congestão intestinal e a isquemia, resultando em instabilidade hemodinâmica e mortalidade perioperatória. No entanto, a implementação de um desvio aumenta a complexidade técnica e logística do procedimento. Além disso, complicações associadas, como embolia aérea, hemorragia e necessidade de esplenectomia simultânea, foram relatadas anteriormente.

Neste protocolo, descrevemos um modelo de transplante hepático ortotópico suíno sem o uso de bypass venovenoso. O enxerto de fígados de doadores após armazenamento a frio estático de 20 h - simulando condições de doador com critérios estendidos - demonstra que essa abordagem simplificada pode ser realizada sem alterações hemodinâmicas significativas ou mortalidade intraoperatória e com captação regular da função hepática (conforme definido pela produção biliar e metabolismo hepático específico do CYP1A2). O sucesso dessa abordagem é assegurado por uma técnica cirúrgica otimizada e um sofisticado volume anestesiológico e manejo vasopressor.

Esse modelo deve ser de especial interesse para grupos de trabalho com foco no curso pós-operatório imediato, lesão de isquemia-reperfusão, mecanismos imunológicos associados e recondicionamento de órgãos doadores de critérios estendidos.

Introdução

O transplante de fígado continua a ser a única chance de sobrevivência em uma variedade de doenças diferentes que levam à insuficiência hepática aguda ou crônica. Desde sua primeira aplicação bem-sucedida na humanidade, em 1963, por Thomas E. Starzl, o conceito de transplante hepático evoluiu para uma opção de tratamento confiável aplicada em todo o mundo, principalmente como resultado dos avanços na compreensão do sistema imunológico, do desenvolvimento da imunossupressão moderna e da otimização dos cuidados perioperatórios e das técnicas cirúrgicas ^1,2 . No entanto, o envelhecimento populacional e a maior demanda por órgãos resultaram na escassez de doadores, com o aumento do uso de enxertos marginais de doadores de critérios estendidos e o surgimento de novos desafios nas últimas décadas. Acredita-se que a introdução e a implementação generalizada da perfusão de máquinas de órgãos abram um leque de possibilidades no que diz respeito ao recondicionamento e modulação do enxerto e ajudem a mitigar a escassez de órgãos e reduzir a mortalidade na lista de espera ^3,4,5,6.

Para avaliar esses conceitos e seus efeitos in vivo, são necessários modelos de transplante translacional⁷. Em 1983, Kamada et al. introduziram um modelo eficiente de transplante ortotópico de fígado em ratos que desde então tem sido extensivamente modificado e aplicado por grupos de trabalho em todo o mundo 8,9,10,11. O modelo de transplante hepático ortotópico em camundongos é tecnicamente mais exigente, mas também mais valioso em termos de transferibilidade imunológica, e foi relatado pela primeira vez em 1991 por Qian et ^al.12. Apesar das vantagens em relação à disponibilidade, bem-estar animal e custos, os modelos de roedores são limitados em sua aplicabilidade em ambientes clínicos⁷. Por isso, são necessários modelos animais de grande porte.

Nos últimos anos, os porcos tornaram-se a principal espécie animal usada para pesquisa translacional devido às suas semelhanças anatômicas e fisiológicas com os seres humanos. Além disso, o progresso atual no campo do xenotransplante pode aumentar ainda mais a importância dos suínos como objetos de pesquisa^13,14.

Garnier et al. descreveram um modelo de transplante hepático em suínos já em 1965¹⁵. Vários autores, incluindo Calne et al., em 1967, e Chalstrey et al., em 1971, posteriormente relataram modificações, levando a um conceito seguro e viável de transplante experimental de fígado suíno nas décadas seguintes 16,17,18,19,20,21.

Mais recentemente, diferentes grupos de trabalho têm fornecido dados sobre questões atuais no transplante hepático utilizando uma técnica de transplante hepático ortotópico suíno, quase invariavelmente incluindo um veno-venoso ativo ou passivo, ou seja, porto-caval, bypass^19,22. A razão para isso é uma intolerância específica da espécie ao pinçamento da veia cava inferior e da veia porta durante a fase anhepática devido a um intestino comparativamente maior e menos shunts porto-caval ou cavo-caval (por exemplo, falta de uma veia ázigos), resultando em aumento da morbidade e mortalidade perioperatória²³. As técnicas de transplante poupador de veia cava inferior aplicadas em receptores humanos como alternativa não são viáveis, pois a veia cava inferior suína é envolta por tecido hepático²³.

No entanto, o uso de um bypass venovenoso aumenta ainda mais a complexidade técnica e logística em um procedimento cirúrgico já exigente, possivelmente impedindo que os grupos de trabalho tentem a implementação do modelo completamente. Além dos efeitos fisiológicos e imunológicos diretos de um bypass, alguns autores têm apontado a morbidade significativa, como perda de sangue ou embolia aérea durante a colocação do shunt e a necessidade de uma esplenectomia simultânea, potencialmente afetando os resultados de curto e longo prazo após o enxerto^24,25.

O protocolo a seguir descreve uma técnica simples de transplante hepático ortotópico suíno após armazenamento a frio estático de órgãos de doadores por 20 h, representando condições de doador de critérios estendidos sem o uso de bypass venovenoso durante o enxerto, incluindo captação de fígado do doador, preparo da mesa de fundo, hepatectomia do receptor e manejo anestesiológico pré e intraoperatório.

Esse modelo deve ser de especial interesse para grupos de trabalho cirúrgicos com foco no curso pós-operatório imediato, lesão de isquemia-reperfusão, recondicionamento de órgãos doadores de critérios estendidos e mecanismos imunológicos associados.

Protocolo

Este estudo foi realizado no Laboratório de Zootecnia da Faculdade de Medicina de Hannover após aprovação pela autoridade regional da Baixa Saxónia para a proteção dos consumidores e a segurança alimentar (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]; 19/3146)

1. Colheita de fígado do doador

NOTA: Os doadores de fígado eram fêmeas de porcos domésticos (Sus scrofa domesticus), com idade entre 4 e 5 meses de idade e com peso corporal médio de aproximadamente 50 kg, que já estavam em quarentena no centro de pesquisa animal por um mínimo de 10 dias antes da cirurgia.

1. Realizar pré-medicação por injeção intramuscular de atropina (0,04-0,08 mg/kg de peso corporal), zolazepam (5 mg/kg de peso corporal) e tiletamina (5 mg/kg de peso corporal). Depois de estabelecer um acesso intravenoso (por exemplo, veia da orelha) induza a anestesia com uma injeção de propofol (1,5 - 2,5 mg/kg de peso corporal).
2. Realizar a intubação com um tubo endotraqueal de 8,0-8,5 mm, dependendo do tamanho e anatomia do animal. Estabelecer monitoramento de eletrocardiografia, medição de gases respiratórios e saturação periférica de oxigênio e medição não invasiva da pressão arterial.
3. Manter a anestesia em suínos durante a captação hepática do doador através da inalação de isoflurano (0,8-1,5 vol%) e aplicação intravenosa de fentanil (0,003-0,007 mg/kg de peso corporal). Realize ventilação controlada por volume durante todo o procedimento.
4. Após a colocação do porco doador em decúbito dorsal e fixação dos membros na base da mesa de operação com faixas elásticas, esfregue a pele com agente antisséptico, por exemplo, iodopovidona ou álcool isopropílico, e cubra o animal com cortinas estéreis.
5. Confirme uma profundidade adequada da anestesia pela perda da resposta de abstinência à beliscação do dedo do pé. Realizar uma laparotomia de linha média começando no processo xifoide usando cauterização monopolar. Coloque um afastador abdominal e mobilize o intestino à direita do doador.
6. Realize uma esplenectomia por dissecção do ligamento esplenocólico, do ligamento gastroesplênico e do ligamento frenicospênico. Aperte a veia esplênica e a artéria esplênica perto do hilo esplênico com um grampo Overholt e coloque ligaduras (sutura de polifilamento 3-0) após cortar os vasos. Sever vasos adicionais (menores) por pinça bipolar ou por ligadura.
   NOTA: Uma esplenectomia durante a captação hepática do doador não é obrigatória, mas reduz o efluxo de sangue durante e após a perfusão.
7. Mobilize o intestino para o lado esquerdo do doador e corte o ligamento falciforme e os ligamentos triangulares usando tesoura e cauterização bipolar.
8. Após dissecção suficiente do fígado, incise a porção esquerda do diafragma a uma distância de 5-10 cm usando tesoura para localizar o segmento torácico da aorta descendente. Envolva e coloque uma ligadura (sutura de polifilamento 3-0) sem apertar.
9. Incidir a porção direita do diafragma a uma distância de 5-10 cm usando tesoura e identificar a veia cava supra-hepática inferior.
10. Realoque o intestino para o canto superior esquerdo do doador e entre no espaço retroperitoneal por incisão transversal do peritônio a uma distância de 5-10 cm usando uma tesoura.
11. Localize a aorta abdominal e a veia cava inferior logo acima da bifurcação ilíaca e separe ambos os vasos em um comprimento de aproximadamente 6 cm. Coloque duas ligaduras de polifilamento 3-0 ao redor da aorta abdominal: uma craniana da bifurcação ilíaca e outra de aproximadamente 3 cm cranialmente, sem apertar. Coloque outra ligadura ao redor da veia cava intra-hepática inferior sem apertar.
12. Injetar heparina por via intravenosa (25.000 I.E.). Escolha uma cânula apropriada e desareje a linha de gotejamento com solução de preservação resfriada.
13. Aperte a primeira ligadura localizada caudalmente ao redor da aorta abdominal. Depois de ocluir a aorta abdominal cranialmente da segunda ligadura (manualmente ou colocando uma braçadeira vascular atraumática), faça uma incisão transversal entre ambas as ligaduras usando uma tesoura.
14. Insira a cânula na incisão e prenda-a com a ligadura restante. Severar a veia cava inferior supra-hepática muito cranialmente (perto do átrio direito) usando tesoura.
15. Após perda de sangue de aproximadamente 1.500-2.000 mL, pinça cruzada do segmento torácico da aorta descendente amarrando a ligadura e inicie a perfusão anterógrada.
    NOTA: Para a possível necessidade de sangue (transfusões) durante o enxerto ou para a perfusão normotérmica da máquina, o sangue total (aproximadamente 1.500 mL) pode ser coletado usando um recipiente contendo anticoagulante à base de citrato.
16. Aperte a ligadura colocada ao redor da veia cava infra-hepática inferior, incise o vaso cranialmente da ligadura e insira um aspirador cirúrgico. Injete uma dose letal de pentobarbital sódico (5.000 mg). Coloque gelo estéril esmagado na cavidade torácica e abdominal sem comprometer o tecido hepático.
17. Após perfusão com 3.500 mL de solução de preservação ao longo de um curso de aproximadamente 10-15 min, corte a veia cava supra-hepática incisada inferior. Severar a veia cava infra-hepática inferior ao nível da veia renal esquerda.
18. Separar o ducto biliar craniano do tecido pancreático entre duas ligaduras (polifilamento 3-0) para evitar o derramamento biliar. Cortar a veia porta craniana do pâncreas.
19. Localize a artéria celíaca após uma preparação contundente e siga dorsalmente até a aorta abdominal. Excisar o respectivo segmento aórtico para criar um remendo para enxerto posterior.
20. Excise o diafragma ao redor da veia cava supra-hepática inferior e corte as aderências remanescentes usando tesoura. Extraia o fígado.
21. Realize uma colecistectomia ou aperte uma ligadura ao redor do ducto cístico e lave o ducto biliar comum com pelo menos 20 mL de solução de preservação. Coloque a cânula de perfusão na veia porta e lave o enxerto com mais 500 mL de solução de preservação. Coloque o enxerto em uma tigela estéril colocada no gelo.
    NOTA: Dependendo do objetivo científico, o órgão pode ser imediatamente preparado para enxerto ou mantido no gelo por um período indefinido de tempo (20 h neste protocolo) antes de iniciar a preparação e o enxerto da mesa de fundo.

2. Preparação da mesa traseira do fígado

1. Remover o tecido linfático começando no segmento aórtico e, assim, identificar e ocluir os ramos do lado arterial e vasos linfáticos com clipes, ligaduras (polifilamento 4-0) ou suturas (monofilamento 5-0; Figura 1A). Da mesma forma, remova o tecido linfático ao redor da veia porta e oclua os ramos laterais com suturas (monofilamento 5-0).
2. Identifique a veia cava supra-hepática inferior e coloque suturas ao redor de ambas as veias diafragmáticas (monofilamento 5-0) após a remoção do tecido diafragmático circundante. Lave todos os recipientes com solução salina fria ou solução de preservação para identificar quaisquer vazamentos restantes. Realizar o encurtamento dos vasos e a preparação do remendo aórtico somente após o enxerto para levar em conta as circunstâncias anatômicas individuais.

3. Hepatectomia receptora, enxerto hepático do doador e manejo perioperatório

NOTA: Como receptoras de fígado, foram utilizadas fêmeas de porcos domésticos (Sus scrofa domesticus) com idade entre 4 e 5 meses e com peso corporal médio de aproximadamente 50 kg. Analogamente aos doadores de fígado, os receptores estavam em quarentena no centro de pesquisa animal por um mínimo de 10 dias antes do transplante.

1. Anestesia e manejo perioperatório
   1. Realizar pré-medicação por injeção intramuscular de atropina (0,04-0,08 mg/kg de peso corporal), zolazepam (5 mg/kg de peso corporal) e tiletamina (5 mg/kg de peso corporal). Depois de estabelecer um acesso intravenoso (por exemplo, veia da orelha), induza a anestesia com uma injeção de propofol (1,5-2,5 mg/kg de peso corporal).
   2. Realizar a intubação com um tubo endotraqueal de 8,0-8,5 mm, dependendo do tamanho e anatomia do animal. Estabelecer monitoramento de eletrocardiografia, medição de gases respiratórios e saturação periférica de oxigênio e medição não invasiva da pressão arterial. No caso de um modelo crônico, aplique pomada ocular para evitar o ressecamento após a intervenção cirúrgica.
   3. Colocar o animal receptor numa base de aquecimento em decúbito dorsal e fixar os membros na base da mesa de operação com elásticos.
   4. Para monitoramento prolongado, sob orientação ultrassonográfica, coloque um cateter venoso central de três lúmens e um cateter venoso de grande diâmetro (7 Fr.) na veia jugular interna e um cateter venoso de grande diâmetro (7 Fr.) para terapia de volume. Além disso, inserir um cateter arterial na artéria carótida/cervical interna sob controle ultrassonográfico para aferição invasiva da pressão arterial (Figura 1B).
   5. Manter a anestesia durante a recuperação do órgão através da inalação de isoflurano (0,8-1,5 vol%) e aplicação intravenosa de fentanil (0,003-0,007 mg/kg de peso corporal). Realize ventilação controlada por volume durante todo o procedimento. Aplicar 2.000 mg de sultamicilina para antibiose perioperatória e 250 mg de metilprednisolona por via intravenosa.
   6. Administrar um vasopressor como a norepinefrina por via intravenosa para atingir uma pressão arterial média alvo de 60 mmHg. Além disso, aplique soluções cristaloides, como a solução de lactato de Ringer ou soluções coloides, como gelatinas fluidas, se necessário.
   7. Aplicar gluconato de cálcio (10%) e bicarbonato de sódio (8,4%), glicose (40%) ou cloreto de potássio (7,45%) por via intravenosa em relação às análises de gases sanguíneos obtidas a cada 30 min.
2. Hepatectomia receptora
   1. Esfregue a pele com agente antisséptico, por exemplo, iodopovidona ou álcool isopropílico, e cubra o animal com cortinas estéreis.
   2. Confirme uma profundidade adequada da anestesia pela perda da resposta de abstinência à beliscação do dedo do pé. Realizar uma laparotomia de linha média começando no processo xifoide usando cauterização monopolar. Coloque um afastador abdominal e mobilize o intestino à esquerda do doador. Cubra o intestino com um pano umedecido.
   3. Coloque um cateter urinário suprapúbico para a otimização do manejo do volume intraoperatório.
   4. Corte o ligamento falciforme e os ligamentos triangulares usando tesoura e cauterização bipolar. Após dissecção suficiente do fígado, circunde as veias cavas supra-hepática e infra-hepática inferior perto do parênquima hepático.
   5. Dissecar e cortar o ducto biliar comum abaixo da junção do ducto cístico entre duas ligaduras (polifilamento 3-0).
   6. Incidir a camada peritoneal superficial que cobre o ligamento hepatoduodenal e identificar as artérias hepáticas pouco antes de entrar no parênquima hepático. Dissecar usando cauterização bipolar ou a colocação de clipes, ligaduras ou suturas.
   7. Dissecar a aorta abdominal por incisão na linha média (camada avascular) dos músculos diafragmáticos direito e esquerdo. Prepare a aorta para a anastomose aórtica pela remoção do tecido circundante.
      NOTA: Esta etapa só é necessária se uma anastomose aórtica for realizada. Caso contrário, disseque ainda mais a artéria hepática/a região hilar para se preparar para uma anastomose convencional de ponta a ponta entre as artérias hepáticas doadora e receptora.
   8. Realizar hepatectomia receptora colocando um grampo vascular atrauracático na veia porta, seguido de pinças vasculares atraumáticas na veia cava supra-hepática inferior (incluindo o diafragma circundante enquanto retrai caudalmente o fígado) e na veia cava infra-hepática inferior.
   9. Sever todos os três vasos perto do parênquima hepático. Remova o fígado receptor da cavidade abdominal.
      NOTA: O aperto dos vasos marca o início da fase anhepática. Durante a fase anhepática, os porcos são hemodinamicamente instáveis e necessitam de quantidades relevantes de vasopressores/catecolaminas. O anestesiologista deve estar preparado para aplicar norepinefrina e epinefrina. Mantenha a fase até a reperfusão do fígado o mais curto possível. Comunique-se bem com o anestesiologista.
3. Enxerto hepático do doador
   1. Coloque o fígado do doador na cavidade abdominal. Encurtar a veia cava supra-hepática do doador e/ou receptor inferior a um comprimento adequado, evitando torções ou muita tensão na anastomose.
   2. Coloque uma única sutura como fio de suporte (monofilamento 5-0), adaptando o canto direito da veia cava supra-hepática do doador e do receptor inferior. Comece o lado dorsal da anastomose a partir do canto esquerdo do(s) vaso(s) com uma sutura em execução (monofilamento 5-0, de braço duplo).
   3. Ao chegar ao canto direito, remova o fio de suporte, prenda a sutura de corrida com uma braçadeira e continue com o lado ventral da anastomose, novamente começando pelo canto esquerdo do(s) vaso(s). Aperte a sutura com múltiplos nós sem contrair o diâmetro do vaso para evitar estenose.
   4. Encurte a veia porta do doador e/ou receptor para um comprimento adequado, evitando torções ou muita tensão na anastomose.
   5. Realizar uma anastomose vascular da veia porta doadora e receptora análoga aos passos 3.3.2-3.3.3 usando uma sutura de monofilamento 6-0, de braço duplo.
   6. Realizar a reperfusão portovenosa removendo a braçadeira vascular, ocluindo a veia porta receptora, e ocluir a veia cava infra-hepática inferior do doador com pinça vascular após drenar aproximadamente 200-400 mL de sangue. Remova lentamente a pinça vascular que oclui a veia cava supra-hepática inferior receptora e procure sangramento ativo.
      NOTA: A remoção de ambos os grampos marca o fim da fase anhepática. A quantidade de catecolaminas necessárias deve diminuir significativamente logo em seguida.
   7. Encurtar a veia cava infra-hepática inferior do doador e/ou receptor. Realizar uma anastomose vascular das veias cavas infra-hepáticas doadoras e receptoras inferiores análogas aos passos 3.3.2-3.3.3 usando uma sutura de monofilamento 5-0 de braço duplo. Remova os grampos que ocluem as veias cavas infra-hepáticas inferiores do doador e do receptor.
   8. Prepare um adesivo aórtico elíptico (adesivo de Carrel) com um diâmetro de aproximadamente 1-1,5, cm, dependendo das circunstâncias anatômicas, usando uma tesoura. Campe a aorta abdominal com um grampo vascular de Cooley atraumática e faça uma incisão usando um bisturi. Aumente a incisão usando uma tesoura para encaixar o adesivo.
   9. Inicie a anastomose aórtica com uma sutura corrente (monofilamento 6-0, braço duplo) no canto craniano da incisão/mancha. Ao chegar ao canto caudal, prenda a sutura de corrida com uma braçadeira e complete a anastomose novamente começando no canto craniano. Aperte a sutura com vários nós e remova lentamente a braçadeira vascular.
      NOTA: O pinçamento da aorta abdominal afetará significativamente a pressão arterial do porco. Comunique-se bem com o anestesiologista.
   10. Coloque uma gaze hemostática ao redor da anastomose arterial. Coloque um cateter no ducto biliar comum e prenda-o com uma única ligadura. Certifique-se de não ocluir o diâmetro do cateter.
   11. Feche o abdômen temporariamente, adaptando a fáscia muscular e a pele com uma sutura corrente e cubra o abdômen com filme aderente e / ou cortinas para evitar a perda térmica.
       NOTA: Se os objetivos científicos exigirem um modelo crônico, realizar uma anastomose de ponta a ponta entre o ducto biliar doador e receptor, fechar o abdômen com suturas de corrida separadas para o peritônio e a fáscia muscular e fechar a pele com suturas únicas.
   12. No final do acompanhamento, injete uma dose letal de 5.000 mg de pentobarbital sódico para eutanásia intraoperatória.

Resultados

A técnica apresentada neste protocolo proporcionou resultados confiáveis e reprodutíveis em termos de estabilidade hemodinâmica e sobrevida animal ao longo do procedimento, bem como função do enxerto no pós-operatório.

Mais recentemente, aplicamos o modelo para o estudo da lesão de isquemia-reperfusão e intervenções terapêuticas mitigando efeitos prejudiciais no pós-operatório imediato. Após a recuperação e 20 h de armazenamento a frio estático, enxertos hepáticos (com peso...

Discussão

Desenvolvimentos técnicos recentes, como a introdução da perfusão mecânica, têm o potencial de revolucionar o campo do transplante de fígado. A fim de traduzir os conceitos de recondicionamento ou modificação do enxerto em ambientes clínicos, modelos de transplante reprodutíveis em animais de grande porte são inevitáveis.

Após a introdução inicial do transplante hepático ortotópico suíno, vários autores têm trabalhado no aprimoramento dessas técnicas nas últimas cinco d?...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Abdominal retractor	No Company Name available	No Catalog Number available
Aortic clamp, straight	Firma Martin	No Catalog Number available
Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL	Radiometer Medical ApS	956-622
Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL)	B.Braun	648037
Backhaus clamp	Bernshausen	BF432
Bipolar forceps, 23 cm	SUTTER	780222 SG
Bowl 5 L, 6 L, 9 L	Chiru-Instrumente	35-114327
Braunol Braunoderm	B.Braun	3881059
Bulldog clamp	Aesculap	No Catalog Number available
Button canula	Krauth + Timmermann GmbH	1464LL1B
Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%))	B.Braun	2353745
Cell Saver (Autotransfusion Reservoir)	Fresenius Kabi AG	9108471
Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm	Arrow	AD-24703
Clamp	INOX	B-17845  /  BH110  / B-481
Clamp	Aesculap	AN909R
Clamp, 260 mm	Fehling Instruments GMbH &Co.KG	ZAU-2
Clip Forceps, medium	Ethicon	LC207
Clip forceps, small	Ethicon	LC107
CPDA-1 solution	Fresenius Kabi AG	41SD09AA00
Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution)	Dr.Franz Köhler Chemie GmbH	2125921
Dissecting scissors	LAWTON  05-0641	No Catalog Number available
Dissecting scissors, 180 mm	Metzenbaum	BC606R
Endotracheal tube 8.0 mm	Covetrus	800764
Epinephrine (Adrenalin 1:1000)	InfectoPharm	9508734
Falcon Tubes 50ml	Greiner	227 261 L
Femoralis clamp	Ulrich	No Catalog Number available
Fentanyl 0.1mg	PanPharma	00483
Forceps, anatomical	Martin	12-100-20
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD052R
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD032R
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD240R
Forceps, surgical	Bernshausen	BD 671
Forceps, surgical	INOX	B-1357
G40 solution	Serag Wiessner	10755AAF
Gelafundin ISO solution 40 mg/mL	B. Braun	210257641
Guidewire with marker	Arrow	14F21E0236
Haemostatic gauze ("Tabotamp"  5 x 7.5 cm)	Ethicon	474273
Heparin sodium 25,000IE	Ratiopharm	W08208A
Hico-Aquatherm 60	Hospitalwerk	No Catalog Number available
Infusion Set Intrafix	B.Braun	4062981 L
Intrafix SafeSet 180 cm	B.Braun	4063000
Introcan Safety, 18 G	B.Braun	4251679-01
Isofluran CP	CP-Pharma	No Catalog Number available
Large-bore venous catheter, 7Fr.	Edwards Lifesciences	I301F7
Ligaclip, medium	Ethicon	LT200
Ligaclip, small	Ethicon	LT100
Material scissors	Martin	11-285-23
Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg)	Sanofi	7823704
Monopolar ERBE ICC 300	Fa. Erbe	No Catalog Number available
NaCl solution (0.9%)	Baxter	1533
Needle holder	Aesculap	BM36
Needle holder	Aesculap	BM035R
Needle holder	Aesculap	BM 67
Neutral electrode	Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen	21191 - 060
Norepinephrine (Sinora)	Sintetica GmbH	04150124745717
Omniflush Sterile Filed 10 mL	B.Braun	3133335
Original Perfusorline 300 cm	B.Braun	21E26E8SM3
Overhold clamp	INOX	BH 959
Overhold clamp	Ulrich	CL 2911
Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL)	WDT, Garbsen	21217
Perfusers	B.Braun	49-020-031
Perfusor Syringe 50 mL	B.Braun	8728810F
Petri dishes  92 x 17 mm	Nunc	150350
Poole Suction Instrument Argyle flexibel	Covidien, Mansfield USA	20C150FHX
Potassium chloride (7.45%)	B.Braun	4030539078276
Pressure measurement set	Codan pvb Medical GmbH	957179
Propofol (1%)	CP-Pharma	No Catalog Number available
S-Monovette 2.6 mL K3E	Sarstedt	04.1901
S-Monovette 2.9 mL 9NC	Sarstedt	04.1902
S-Monovette 7.5 mL Z-Gel	Sarstedt	11602
Sartinski clamp	Aesculap	No Catalog Number available
Scalpel  No.11	Feather Safety Razor Co.LTD	02.001.40.011
Scissors	INOX	BC 746
Seldinger Arterial catheter	Arrow	SAC-00520
Sodium bicarbonate (8.4%)	B.Braun	212768082
Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC")	B.Braun	4899719
Sterofundin ISO solution	B.Braun	No Catalog Number available
Suction	Dahlhausen	07.068.25.301
Suction Aesculap Securat 80	Aesculap	No Catalog Number available
Suction catheter	ConvaTec	5365049
Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam)	Pfizer	DL253102
Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm	ConvaTec	UK  1F02772
Suprasorb ("Toptex lite RK")	Lohmann & Rauscher	31654
Suture Vicryl 3-0	Ethicon	VCP 1218 H
Suture Vicryl 4-0	Ethicon	V392H
Suture, Prolene 4-0	Ethicon	7588 H
Suture, Prolene 5-0, double armed	Ethicon	8890 H
Suture, Prolene 5-0, single armed	Ethicon	8720 H
Suture, Prolene 6-0, double armed	Ethicon	7230 H
Suture, Prolene 6-0, single armed	Ethicon	EH 7406 H
Suture, Prolene: blau 3-0	Ethicon	EH 7499H
Suture, Safil 2/0	Aesculap	C 1038446
Suture, Terylene 0	Serag Wiessner	353784
Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL	B.Braun	4606027V
TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm	Fresenius Kabi AG	2877101
Ultrasound Butterfly IQ+	Butterfly Network Inc.	850-20014
Ventilator "Oxylog Dräger Fl"	Dräger Medical AG	No Catalog Number available
Yankauer Suction	Medline	RA19GMD
Zoletil 100 mg/mL  (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin)	Virbac	794-861794861