Trapianto di fegato suino senza bypass veno-venoso come modello di donatore a criteri estesi

Riepilogo

In questo protocollo viene descritto un modello di trapianto di fegato ortotopico suino dopo conservazione statica a freddo di organi donatori per 20 ore senza l'uso di un bypass veno-venoso durante l'attecchimento. L'approccio utilizza una tecnica chirurgica semplificata con minimizzazione della fase anepatica e sofisticata gestione del volume e del vasopressore.

Abstract

Il trapianto di fegato è considerato il gold standard per il trattamento di una varietà di malattie epatiche fatali. Tuttavia, i problemi irrisolti del fallimento cronico del trapianto, la carenza di donatori di organi in corso e l'aumento dell'uso di innesti marginali richiedono il miglioramento dei concetti attuali, come l'implementazione della perfusione tra organi e macchine. Al fine di valutare nuovi metodi di ricondizionamento e modulazione dell'innesto, sono necessari modelli traslazionali. Per quanto riguarda le somiglianze anatomiche e fisiologiche con l'uomo e i recenti progressi nel campo dello xenotrapianto, i suini sono diventati le principali specie animali di grandi dimensioni utilizzate nei modelli di trapianto. Dopo l'introduzione iniziale di un modello di trapianto di fegato ortotopico suino da parte di Garnier et al. nel 1965, diverse modifiche sono state pubblicate negli ultimi 60 anni.

A causa di tratti anatomici specifici specifici, un bypass veno-venoso durante la fase anepatica è considerato una necessità per ridurre la congestione intestinale e l'ischemia con conseguente instabilità emodinamica e mortalità perioperatoria. Tuttavia, l'implementazione di un bypass aumenta la complessità tecnica e logistica della procedura. Inoltre, in precedenza sono state riportate complicanze associate come embolia aerea, emorragia e la necessità di una splenectomia simultanea.

In questo protocollo, descriviamo un modello di trapianto di fegato ortotopico suino senza l'uso di un bypass veno-venoso. L'attecchimento di fegati donati dopo una conservazione statica a freddo di 20 ore - simulando condizioni donatrici a criteri estesi - dimostra che questo approccio semplificato può essere eseguito senza alterazioni emodinamiche significative o mortalità intraoperatoria e con un regolare assorbimento della funzionalità epatica (come definito dalla produzione di bile e dal metabolismo del CYP1A2 specifico del fegato). Il successo di questo approccio è assicurato da una tecnica chirurgica ottimizzata e da una sofisticata gestione anestesiologica del volume e del vasopressore.

Questo modello dovrebbe essere di particolare interesse per i gruppi di lavoro incentrati sul decorso postoperatorio immediato, sul danno da ischemia-riperfusione, sui meccanismi immunologici associati e sul ricondizionamento degli organi donatori con criteri estesi.

Introduzione

Il trapianto di fegato rimane l'unica possibilità di sopravvivenza in una varietà di malattie diverse che portano a insufficienza epatica acuta o cronica. Dalla sua prima applicazione di successo nell'umanità nel 1963 da parte di Thomas E. Starzl, il concetto di trapianto di fegato si è evoluto in un'opzione di trattamento affidabile applicata in tutto il mondo, principalmente come risultato dei progressi nella comprensione del sistema immunitario, dello sviluppo della moderna immunosoppressione e dell'ottimizzazione delle cure perioperatorie e delle tecniche chirurgiche ^1,2 . Tuttavia, l'invecchiamento della popolazione e una maggiore domanda di organi hanno portato a carenze di donatori, con un maggiore uso di innesti marginali da donatori con criteri estesi e l'emergere di nuove sfide negli ultimi decenni. Si ritiene che l'introduzione e l'implementazione diffusa della perfusione organo-macchina apra una serie di possibilità per quanto riguarda il ricondizionamento e la modulazione del trapianto e contribuisca a mitigare le carenze di organi e a ridurre la mortalità in lista d'attesa 3,4,5,6.

Per valutare questi concetti e i loro effetti in vivo, sono necessari modelli di trapianto traslazionale⁷. Nel 1983, Kamada et al. hanno introdotto un efficiente modello di trapianto di fegato ortotopico nei ratti che da allora è stato ampiamente modificato e applicato da gruppi di lavoro in tutto il mondo 8,9,10,11. Il modello di trapianto di fegato ortotopico nei topi è tecnicamente più impegnativo, ma anche più prezioso in termini di trasferibilità immunologica, ed è stato riportato per la prima volta nel 1991 da Qian et ^al.12. Nonostante i vantaggi in termini di disponibilità, benessere degli animali e costi, i modelli di roditori sono limitati nella loro applicabilità in ambito clinico⁷. Quindi, sono necessari modelli animali di grandi dimensioni.

Negli ultimi anni, i maiali sono diventati le principali specie animali utilizzate per la ricerca traslazionale a causa delle loro somiglianze anatomiche e fisiologiche con gli esseri umani. Inoltre, gli attuali progressi nel campo degli xenotrapianti potrebbero aumentare ulteriormente l'importanza dei suini come oggetto di ricerca^13,14.

Garnier et al. hanno descritto un modello di trapianto di fegato nei suini già nel 1965¹⁵. Diversi autori, tra cui Calne et al. nel 1967 e Chalstrey et al. nel 1971, successivamente riportarono modifiche, portando infine a un concetto sicuro e fattibile di trapianto sperimentale di fegato suino nei decenni successivi 16,17,18,19,20,21.

Più recentemente, diversi gruppi di lavoro hanno fornito dati relativi alle attuali problematiche del trapianto di fegato utilizzando una tecnica di trapianto di fegato ortotopico suino, che include quasi invariabilmente un bypass venovenoso attivo o passivo, cioè porto-caval,^19,22. La ragione di ciò è un'intolleranza specie-specifica al bloccaggio della vena cava inferiore e della vena porta durante la fase anepatica a causa di un intestino relativamente più grande e di un minor numero di shunt porto-cavali o cavo-cavali (ad esempio, mancanza di una vena azygos), con conseguente aumento della morbilità perioperatoria e della mortalitಳ. Le tecniche di trapianto di vena cava inferiore applicate in riceventi umani come alternativa non sono fattibili in quanto la vena cava suina inferiore è racchiusa da tessuto epatico²³.

Tuttavia, l'utilizzo di un bypass veno-venoso aumenta ulteriormente la complessità tecnica e logistica in una procedura chirurgica già impegnativa, impedendo quindi ai gruppi di lavoro di tentare del tutto l'implementazione del modello. Oltre agli effetti fisiologici e immunologici diretti di un bypass, alcuni autori hanno sottolineato la significativa morbilità come la perdita di sangue o l'embolia aerea durante il posizionamento dello shunt e la necessità di una splenectomia simultanea, che potenzialmente influisce sui risultati a breve e lungo termine dopo l'attecchimento^24,25.

Il seguente protocollo descrive una semplice tecnica di trapianto di fegato ortotopico suino dopo conservazione statica a freddo di organi donatori per 20 ore, che rappresenta criteri estesi condizioni del donatore senza l'uso di un bypass veno-venoso durante l'attecchimento, incluso l'approvvigionamento di fegato del donatore, la preparazione del back-table, l'epatectomia ricevente e la gestione anestesiologica pre e intraoperatoria.

Questo modello dovrebbe essere di particolare interesse per i gruppi di lavoro chirurgici incentrati sul decorso postoperatorio immediato, sul danno da ischemia-riperfusione, sul ricondizionamento degli organi donatori a criteri estesi e sui meccanismi immunologici associati.

Protocollo

Questo studio è stato condotto presso il Laboratorio di Scienze Animali della Scuola di Medicina di Hannover dopo l'approvazione da parte dell'Autorità regionale della Bassa Sassonia per la protezione dei consumatori e la sicurezza alimentare (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]; 19/3146)

1. Approvvigionamento di fegato da donatore

NOTA: Le donatrici di fegato erano suini domestici femmina (Sus scrofa domesticus), di età compresa tra 4-5 mesi e con un peso corporeo medio di circa 50 kg, che erano già stati in quarantena presso la struttura di ricerca animale per un minimo di 10 giorni prima dell'intervento.

1. Eseguire la premedicazione mediante iniezione intramuscolare di atropina (0,04-0,08 mg/kg di peso corporeo), zolazepam (5 mg/kg di peso corporeo) e tiletamina (5 mg/kg di peso corporeo). Dopo aver stabilito un accesso endovenoso (ad esempio, vena dell'orecchio) indurre l'anestesia con un'iniezione di propofol (1,5 - 2,5 mg / kg di peso corporeo).
2. Eseguire l'intubazione con un tubo endotracheale da 8,0-8,5 mm, a seconda delle dimensioni e dell'anatomia dell'animale. Stabilire il monitoraggio dell'elettrocardiografia, la misurazione dei gas respiratori e della saturazione di ossigeno periferico e la misurazione non invasiva della pressione sanguigna.
3. Mantenere l'anestesia nei suini durante l'approvvigionamento di fegato del donatore tramite inalazione di isoflurano (0,8-1,5 vol%) e applicazione endovenosa di fentanil (0,003-0,007 mg/kg di peso corporeo). Eseguire la ventilazione a volume controllato durante tutta la procedura.
4. Dopo il posizionamento del maiale donatore in posizione supina e la fissazione degli arti alla base del tavolo operatorio con elastici, strofinare la pelle con agente antisettico, ad esempio povidone-iodio o alcool isopropilico, e coprire l'animale con teli sterili.
5. Confermare un'adeguata profondità dell'anestesia mediante perdita della risposta di ritiro al pizzico del piede. Eseguire una laparotomia della linea mediana a partire dal processo xifoideo utilizzando cauterizzazione monopolare. Posizionare un divaricatore addominale e mobilitare l'intestino alla destra del donatore.
6. Eseguire una splenectomia mediante dissezione del legamento splenocolico, del legamento gastrosplenico e del legamento frenicosplenico. Morseggiare la vena splenica e l'arteria splenica vicino all'ilo splenico con un morsetto Overholt e posizionare le legature (sutura in polifilamento 3-0) dopo aver reciso i vasi. Recidere ulteriori vasi (più piccoli) con una pinza bipolare o con la legatura.
   NOTA: Una splenectomia durante il prelievo di fegato da donatore non è obbligatoria, ma riduce l'efflusso di sangue durante e dopo la perfusione.
7. Mobilitare l'intestino sul lato sinistro del donatore e recidere il legamento falciforme e i legamenti triangolari usando forbici e cauterizzazione bipolare.
8. Dopo una sufficiente dissezione del fegato, incidere la porzione sinistra del diaframma su una distanza di 5-10 cm usando le forbici per localizzare il segmento toracico dell'aorta discendente. Circondare e posizionare una legatura (sutura di polifilamento 3-0) senza stringere.
9. Incidere la porzione destra del diaframma su una distanza di 5-10 cm usando le forbici e identificare la vena cava sopraepatica inferiore.
10. Riposizionare l'intestino in alto a sinistra del donatore ed entrare nello spazio retroperitoneale mediante incisione trasversale del peritoneo su una distanza di 5-10 cm usando le forbici.
11. Localizzare l'aorta addominale e la vena cava inferiore appena sopra la biforcazione iliaca e separare entrambi i vasi su una lunghezza di circa 6 cm. Posizionare due legature polifilamenti 3-0 attorno all'aorta addominale: una craniale della biforcazione iliaca e una cranica di circa 3 cm, senza stringere. Posizionare un'altra legatura attorno alla vena cava intraepatica inferiore senza stringere.
12. Iniettare eparina per via endovenosa (25.000 I.E.). Scegliere una cannula appropriata e disaerare la linea di gocciolamento con soluzione di conservazione raffreddata.
13. Stringere la prima legatura caudale situata intorno all'aorta addominale. Dopo aver occluso l'aorta addominale cranicamente della seconda legatura (manualmente o posizionando un morsetto vascolare atraumatico), effettuare un'incisione trasversale tra entrambe le legature usando le forbici.
14. Inserire la cannula nell'incisione e fissarla con la legatura rimanente. Recidere la vena cava inferiore sopraepatica lontano cranialmente (vicino all'atrio destro) usando le forbici.
15. Dopo una perdita di sangue di circa 1.500-2.000 ml, bloccare il segmento toracico dell'aorta discendente legando la legatura e iniziare la perfusione anterograda.
    NOTA: Per l'eventuale necessità di sangue (trasfusioni) durante l'attecchimento o per la perfusione normotermica della macchina, il sangue intero (circa 1.500 ml) può essere raccolto utilizzando un contenitore contenente anticoagulante a base di citrato.
16. Stringere la legatura posta intorno alla vena cava infraepatica inferiore, incidere il vaso cranicamente della legatura e inserire un aspiratore chirurgico. Iniettare una dose letale di pentobarbital sodico (5.000 mg). Posizionare ghiaccio sterile frantumato nella cavità toracica e addominale senza compromettere il tessuto epatico.
17. Dopo perfusione con 3.500 mL di soluzione di conservazione per un corso di circa 10-15 minuti, recidere la vena cava sopraepatica incisa inferiore. Recidere la vena cava infraepatica inferiore a livello della vena renale sinistra.
18. Recidere il dotto biliare cranico del tessuto pancreatico tra due legature (polifilamento 3-0) per evitare la fuoriuscita di bile. Recidere la vena porta cranica del pancreas.
19. Individuare l'arteria celiaca dopo la preparazione smussata e seguire dorsalmente l'aorta addominale. Eliminare il rispettivo segmento aortico per creare un cerotto per un successivo attecchimento.
20. Eliminare il diaframma attorno alla vena cava sopraepatica inferiore e recidere le aderenze rimanenti usando le forbici. Estrarre il fegato.
21. Eseguire una colecistectomia o stringere una legatura attorno al dotto cistico e lavare il dotto biliare comune con almeno 20 ml di soluzione di conservazione. Posizionare la cannula di perfusione nella vena porta e lavare l'innesto con ulteriori 500 ml di soluzione di conservazione. Posizionare l'innesto in una ciotola sterile posta sul ghiaccio.
    NOTA: A seconda dell'obiettivo scientifico, l'organo può essere immediatamente preparato per l'attecchimento o tenuto sul ghiaccio per un periodo di tempo indefinito (20 ore in questo protocollo) prima di iniziare la preparazione e l'attecchimento della tavola posteriore.

2. Preparazione back-table del fegato

1. Rimuovere il tessuto linfatico a partire dal segmento aortico e quindi identificare e occludere i rami laterali arteriosi e i vasi linfatici con clip, legature (polifilamento 4-0) o suture (monofilamento 5-0; Figura 1A). Allo stesso modo, rimuovere il tessuto linfatico attorno alla vena porta e occludere i rami laterali con punti di sutura (monofilamento 5-0).
2. Identificare la vena cava sopraepatica inferiore e posizionare le suture attorno a entrambe le vene diaframmatiche (5-0 monofilamento) dopo aver rimosso il tessuto diaframmatico circostante. Lavare tutti i recipienti con soluzione salina fredda o di conservazione per identificare eventuali perdite residue. Eseguire l'accorciamento dei vasi e la preparazione del cerotto aortico solo dopo l'attecchimento per tenere conto delle circostanze anatomiche individuali.

3. Epatectomia ricevente, attecchimento del fegato del donatore e gestione perioperatoria

NOTA: Come riceventi di fegato, sono stati utilizzati suini domestici femmina (Sus scrofa domesticus) di età compresa tra 4-5 mesi e con un peso corporeo medio di circa 50 kg. Analogamente ai donatori di fegato, i riceventi erano stati in quarantena presso la struttura di ricerca animale per un minimo di 10 giorni prima del trapianto.

1. Anestesia e gestione perioperatoria
   1. Eseguire la premedicazione mediante iniezione intramuscolare di atropina (0,04-0,08 mg/kg di peso corporeo), zolazepam (5 mg/kg di peso corporeo) e tiletamina (5 mg/kg di peso corporeo). Dopo aver stabilito un accesso endovenoso (ad es. vena dell'orecchio), indurre l'anestesia con un'iniezione di propofol (1,5-2,5 mg/kg di peso corporeo).
   2. Eseguire l'intubazione con un tubo endotracheale da 8,0-8,5 mm, a seconda delle dimensioni e dell'anatomia dell'animale. Stabilire il monitoraggio dell'elettrocardiografia, la misurazione dei gas respiratori e della saturazione di ossigeno periferico e la misurazione non invasiva della pressione sanguigna. Nel caso di un modello cronico, applicare un unguento oculare per evitare secchezza dopo l'intervento chirurgico.
   3. Posizionare l'animale ricevente su una base riscaldante in posizione supina e fissare gli arti sulla base del tavolo operatorio con elastici.
   4. Per un monitoraggio prolungato, sotto guida ecografica, posizionare un catetere venoso centrale a tre lumen e un catetere venoso di grandi dimensioni (7 Fr.) nella vena giugulare interna e un catetere venoso di grandi dimensioni (7 Fr.) per la terapia volumetrica. Inoltre, inserire un catetere arterioso nell'arteria carotidea / cervicale interna sotto controllo ecografico per la misurazione invasiva della pressione sanguigna (Figura 1B).
   5. Mantenere l'anestesia durante il prelievo d'organo tramite inalazione di isoflurano (0,8-1,5 vol%) e applicazione endovenosa di fentanil (0,003-0,007 mg/kg di peso corporeo). Eseguire la ventilazione a volume controllato durante tutta la procedura. Applicare 2.000 mg di sultamicillina per l'antibiosi perioperatoria e 250 mg di metilprednisolone per via endovenosa.
   6. Somministrare un vasopressore come la noradrenalina per via endovenosa per raggiungere una pressione arteriosa media target di 60 mmHg. Inoltre, applicare soluzioni cristalloidi come la soluzione di lattato di Ringer o soluzioni colloidali come gelatine fluide, se necessario.
   7. Applicare gluconato di calcio (10%) e bicarbonato di sodio (8,4%), glucosio (40%) o cloruro di potassio (7,45%) per via endovenosa rispetto alle analisi dei gas del sangue ottenute ogni 30 minuti.
2. Epatectomia ricevente
   1. Strofinare la pelle con agente antisettico, ad esempio iodio povidone o alcool isopropilico, e coprire l'animale con teli sterili.
   2. Confermare un'adeguata profondità dell'anestesia mediante perdita della risposta di ritiro al pizzico del piede. Eseguire una laparotomia della linea mediana a partire dal processo xifoideo utilizzando cauterizzazione monopolare. Posizionare un divaricatore addominale e mobilizzare l'intestino a sinistra del donatore. Coprire l'intestino con un panno inumidito.
   3. Posizionare un catetere urinario sovrapubico per l'ottimizzazione della gestione del volume intraoperatorio.
   4. Recidere il legamento falciforme e i legamenti triangolari usando forbici e cauterizzazione bipolare. Dopo una sufficiente dissezione del fegato, circondare sia la vena cava sopraepatica che infraepatica inferiore vicino al parenchima epatico.
   5. Sezionare e recidere il dotto biliare comune sotto la giunzione del dotto cistico tra due legature (polifilamento 3-0).
   6. Incidere lo strato peritoneale superficiale che copre il legamento epatoduodenale e identificare le arterie epatiche poco prima di entrare nel parenchima epatico. Sezionare usando il cauterizzazione bipolare o il posizionamento di clip, legature o punti di sutura.
   7. Sezionare l'aorta addominale mediante incisione nella linea mediana (strato avascolare) dei muscoli diaframmatici destro e sinistro. Preparare l'aorta per l'anastomosi aortica rimuovendo il tessuto circostante.
      NOTA: questo passaggio è necessario solo se viene eseguita un'anastomosi aortica. Altrimenti, sezionare ulteriormente l'arteria epatica / la regione ilare per prepararsi a un'anastomosi end-to-end convenzionale tra le arterie epatiche donatrice e ricevente.
   8. Eseguire l'epatectomia ricevente posizionando un morsetto vascolare atraumatico sulla vena porta, seguito da morsetti vascolari atraumatici sulla vena cava sopraepatica inferiore (compreso il diaframma circostante mentre si ritrae caudalmente il fegato) e la vena cava infraepatica inferiore.
   9. Recidere tutti e tre i vasi vicino al parenchima epatico. Rimuovere il fegato ricevente dalla cavità addominale.
      NOTA: Il serraggio dei vasi segna l'inizio della fase anepatica. Durante la fase anepatica, i suini sono emodinamicamente instabili e richiedono quantità rilevanti di vasopressori/catecolamine. L'anestesista deve essere pronto ad applicare noradrenalina ed epinefrina. Mantenere la fase fino alla riperfusione del fegato il più breve possibile. Comunicare bene con l'anestesista.
3. Attecchimento del fegato del donatore
   1. Posizionare il fegato del donatore nella cavità addominale. Accorciare la vena cava sovraepatica donatrice e/o ricevente inferiore ad una lunghezza adeguata evitando attorcigliamenti o troppe tensioni sull'anastomosi.
   2. Posizionare una singola sutura come filo di sostegno (5-0 monofilamento), adattando l'angolo destro della vena cava sovraepatica donatrice e ricevente inferiore. Iniziare il lato dorsale dell'anastomosi dall'angolo sinistro della/e nave/e con una sutura in esecuzione (monofilamento 5-0, a doppio braccio).
   3. Quando si raggiunge l'angolo destro, rimuovere il filo di supporto, fissare la sutura corrente con un morsetto e continuare con il lato ventrale dell'anastomosi, di nuovo iniziando dall'angolo sinistro della nave o delle navi. Stringere la sutura con più nodi senza restringere il diametro del vaso per evitare stenosi.
   4. Accorciare la vena porta del donatore e/o del ricevente ad una lunghezza adeguata evitando attorcigliamenti o troppa tensione sull'anastomosi.
   5. Eseguire un'anastomosi vascolare della vena porta del donatore e del ricevente analoga ai passaggi 3.3.2-3.3.3 utilizzando una sutura monofilamento, a doppia braccia 6-0.
   6. Eseguire la riperfusione porto-venosa rimuovendo il morsetto vascolare, occludendo la vena porta ricevente e occludere la vena cava infraepatica del donatore inferiore con un morsetto vascolare dopo aver drenato circa 200-400 ml di sangue. Rimuovere lentamente il morsetto vascolare che occlude la vena cava sopraepatica ricevente inferiore e cercare il sanguinamento attivo.
      NOTA: La rimozione di entrambi i morsetti segna la fine della fase anepatica. La quantità di catecolamine necessaria dovrebbe diminuire significativamente poco dopo.
   7. Accorciare la vena cava infraepatica inferiore del donatore e/o del ricevente. Eseguire un'anastomosi vascolare della vena cava infraepatica donatrice e ricevente inferiore analoga ai passaggi 3.3.2-3.3.3 utilizzando una sutura monofilamento 5-0, a doppia bracciata. Rimuovere i morsetti occludendo la vena cava infraepatica donatrice e ricevente inferiore.
   8. Preparare un cerotto aortale ellittico (cerotto Carrel) con un diametro di circa 1-1,5, cm a seconda delle circostanze anatomiche, usando le forbici. Bloccare l'aorta addominale con un morsetto vascolare di Cooley atraumatico e fare un'incisione usando un bisturi. Ingrandire l'incisione usando le forbici per adattarsi al cerotto.
   9. Iniziare l'anastomosi aortica con una sutura corrente (6-0 monofilamento, a doppio braccio) all'angolo cranico dell'incisione / cerotto. Quando si raggiunge l'angolo caudale, fissare la sutura in esecuzione con un morsetto e completare nuovamente l'anastomosi iniziando dall'angolo cranico. Stringere la sutura con più nodi e rimuovere lentamente il morsetto vascolare.
      NOTA: Il bloccaggio dell'aorta addominale influenzerà significativamente la pressione sanguigna del maiale. Comunicare bene con l'anestesista.
   10. Posizionare una garza emostatica attorno all'anastomosi arteriosa. Posizionare un catetere nel dotto biliare comune e fissarlo con una singola legatura. Assicurarsi di non occludere il diametro del catetere.
   11. Chiudere temporaneamente l'addome adattando la fascia muscolare e la pelle con una sutura corrente e coprire l'addome con pellicola trasparente e / o teli per evitare perdite termiche.
       NOTA: Se gli obiettivi scientifici richiedono un modello cronico, eseguire un'anastomosi end-to-end tra il dotto biliare donatore e ricevente, chiudere l'addome con suture separate per il peritoneo e la fascia muscolare e chiudere la pelle con suture singole.
   12. Alla fine del follow-up, iniettare una dose letale di 5.000 mg di pentobarbital sodico per l'eutanasia intraoperatoria.

Risultati

La tecnica presentata in questo protocollo ha fornito risultati affidabili e riproducibili in termini di stabilità emodinamica e sopravvivenza animale durante tutta la procedura, nonché funzione di innesto nel decorso postoperatorio.

Più recentemente, abbiamo applicato il modello per lo studio del danno da ischemia-riperfusione e degli interventi terapeutici che mitigano gli effetti dannosi nell'immediato decorso postoperatorio. Dopo il prelievo e 20 ore di conservazione statica a freddo, s...

Discussione

I recenti sviluppi tecnici come l'introduzione della perfusione meccanica hanno il potenziale per rivoluzionare il campo del trapianto di fegato. Al fine di tradurre i concetti di ricondizionamento o modifica dell'innesto in contesti clinici, sono inevitabili modelli di trapianto riproducibili in animali di grandi dimensioni.

Dopo l'introduzione iniziale del trapianto di fegato ortotopico suino, diversi autori hanno lavorato al miglioramento di queste tecniche negli ultimi cinquant'anni. Le di...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Abdominal retractor	No Company Name available	No Catalog Number available
Aortic clamp, straight	Firma Martin	No Catalog Number available
Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL	Radiometer Medical ApS	956-622
Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL)	B.Braun	648037
Backhaus clamp	Bernshausen	BF432
Bipolar forceps, 23 cm	SUTTER	780222 SG
Bowl 5 L, 6 L, 9 L	Chiru-Instrumente	35-114327
Braunol Braunoderm	B.Braun	3881059
Bulldog clamp	Aesculap	No Catalog Number available
Button canula	Krauth + Timmermann GmbH	1464LL1B
Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%))	B.Braun	2353745
Cell Saver (Autotransfusion Reservoir)	Fresenius Kabi AG	9108471
Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm	Arrow	AD-24703
Clamp	INOX	B-17845  /  BH110  / B-481
Clamp	Aesculap	AN909R
Clamp, 260 mm	Fehling Instruments GMbH &Co.KG	ZAU-2
Clip Forceps, medium	Ethicon	LC207
Clip forceps, small	Ethicon	LC107
CPDA-1 solution	Fresenius Kabi AG	41SD09AA00
Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution)	Dr.Franz Köhler Chemie GmbH	2125921
Dissecting scissors	LAWTON  05-0641	No Catalog Number available
Dissecting scissors, 180 mm	Metzenbaum	BC606R
Endotracheal tube 8.0 mm	Covetrus	800764
Epinephrine (Adrenalin 1:1000)	InfectoPharm	9508734
Falcon Tubes 50ml	Greiner	227 261 L
Femoralis clamp	Ulrich	No Catalog Number available
Fentanyl 0.1mg	PanPharma	00483
Forceps, anatomical	Martin	12-100-20
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD052R
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD032R
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD240R
Forceps, surgical	Bernshausen	BD 671
Forceps, surgical	INOX	B-1357
G40 solution	Serag Wiessner	10755AAF
Gelafundin ISO solution 40 mg/mL	B. Braun	210257641
Guidewire with marker	Arrow	14F21E0236
Haemostatic gauze ("Tabotamp"  5 x 7.5 cm)	Ethicon	474273
Heparin sodium 25,000IE	Ratiopharm	W08208A
Hico-Aquatherm 60	Hospitalwerk	No Catalog Number available
Infusion Set Intrafix	B.Braun	4062981 L
Intrafix SafeSet 180 cm	B.Braun	4063000
Introcan Safety, 18 G	B.Braun	4251679-01
Isofluran CP	CP-Pharma	No Catalog Number available
Large-bore venous catheter, 7Fr.	Edwards Lifesciences	I301F7
Ligaclip, medium	Ethicon	LT200
Ligaclip, small	Ethicon	LT100
Material scissors	Martin	11-285-23
Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg)	Sanofi	7823704
Monopolar ERBE ICC 300	Fa. Erbe	No Catalog Number available
NaCl solution (0.9%)	Baxter	1533
Needle holder	Aesculap	BM36
Needle holder	Aesculap	BM035R
Needle holder	Aesculap	BM 67
Neutral electrode	Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen	21191 - 060
Norepinephrine (Sinora)	Sintetica GmbH	04150124745717
Omniflush Sterile Filed 10 mL	B.Braun	3133335
Original Perfusorline 300 cm	B.Braun	21E26E8SM3
Overhold clamp	INOX	BH 959
Overhold clamp	Ulrich	CL 2911
Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL)	WDT, Garbsen	21217
Perfusers	B.Braun	49-020-031
Perfusor Syringe 50 mL	B.Braun	8728810F
Petri dishes  92 x 17 mm	Nunc	150350
Poole Suction Instrument Argyle flexibel	Covidien, Mansfield USA	20C150FHX
Potassium chloride (7.45%)	B.Braun	4030539078276
Pressure measurement set	Codan pvb Medical GmbH	957179
Propofol (1%)	CP-Pharma	No Catalog Number available
S-Monovette 2.6 mL K3E	Sarstedt	04.1901
S-Monovette 2.9 mL 9NC	Sarstedt	04.1902
S-Monovette 7.5 mL Z-Gel	Sarstedt	11602
Sartinski clamp	Aesculap	No Catalog Number available
Scalpel  No.11	Feather Safety Razor Co.LTD	02.001.40.011
Scissors	INOX	BC 746
Seldinger Arterial catheter	Arrow	SAC-00520
Sodium bicarbonate (8.4%)	B.Braun	212768082
Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC")	B.Braun	4899719
Sterofundin ISO solution	B.Braun	No Catalog Number available
Suction	Dahlhausen	07.068.25.301
Suction Aesculap Securat 80	Aesculap	No Catalog Number available
Suction catheter	ConvaTec	5365049
Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam)	Pfizer	DL253102
Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm	ConvaTec	UK  1F02772
Suprasorb ("Toptex lite RK")	Lohmann & Rauscher	31654
Suture Vicryl 3-0	Ethicon	VCP 1218 H
Suture Vicryl 4-0	Ethicon	V392H
Suture, Prolene 4-0	Ethicon	7588 H
Suture, Prolene 5-0, double armed	Ethicon	8890 H
Suture, Prolene 5-0, single armed	Ethicon	8720 H
Suture, Prolene 6-0, double armed	Ethicon	7230 H
Suture, Prolene 6-0, single armed	Ethicon	EH 7406 H
Suture, Prolene: blau 3-0	Ethicon	EH 7499H
Suture, Safil 2/0	Aesculap	C 1038446
Suture, Terylene 0	Serag Wiessner	353784
Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL	B.Braun	4606027V
TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm	Fresenius Kabi AG	2877101
Ultrasound Butterfly IQ+	Butterfly Network Inc.	850-20014
Ventilator "Oxylog Dräger Fl"	Dräger Medical AG	No Catalog Number available
Yankauer Suction	Medline	RA19GMD
Zoletil 100 mg/mL  (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin)	Virbac	794-861794861