Duodeno-ilealer Bypass mit Sleeve-Gastrektomie-Modell bei Mäusen

Zusammenfassung

Der Duodeno-ileale Bypass mit einfacher Anastomose (SADI-S) ist ein aufstrebendes bariatrisches Verfahren mit wichtigen metabolischen Auswirkungen. In diesem Artikel stellen wir ein zuverlässiges und reproduzierbares Modell von SADI-S in Mäusen vor.

Zusammenfassung

Fettleibigkeit ist weltweit ein großes Gesundheitsproblem. Als Reaktion darauf sind bariatrische Operationen entstanden, um Adipositas und die damit verbundenen Komorbiditäten (z. B. Diabetes mellitus, Fettstoffwechselstörungen, nichtalkoholische Steatohepatitis, kardiovaskuläre Ereignisse und Krebs) durch restriktive und malabsorptive Mechanismen zu behandeln. Um die Mechanismen zu verstehen, durch die diese Verfahren solche Verbesserungen ermöglichen, ist es oft erforderlich, sie auf Tiere, insbesondere bei Mäusen, zu übertragen, da es so einfach ist, genetisch veränderte Tiere zu erzeugen. In jüngster Zeit hat sich der Duodeno-ileale Bypass mit Sleeve-Gastrektomie (SADI-S) als Verfahren herauskristallisiert, das sowohl restriktive als auch malabsorptive Effekte nutzt und als Alternative zum Magenbypass bei schwerer Adipositas eingesetzt wird. Bisher wurde dieses Verfahren mit starken metabolischen Verbesserungen in Verbindung gebracht, was zu einer deutlichen Zunahme des Einsatzes in der täglichen klinischen Praxis geführt hat. Die Mechanismen, die diesen Stoffwechseleffekten zugrunde liegen, sind jedoch mangels Tiermodellen nur unzureichend untersucht. In diesem Artikel stellen wir ein zuverlässiges und reproduzierbares Modell von SADI-S in Mäusen vor, mit besonderem Fokus auf das perioperative Management. Die Beschreibung und Verwendung dieses neuen Nagetiermodells wird für die wissenschaftliche Gemeinschaft hilfreich sein, um die durch SADI-S induzierten molekularen, metabolischen und strukturellen Veränderungen besser zu verstehen und die chirurgischen Indikationen für die klinische Praxis besser zu definieren.

Einleitung

Adipositas ist eine neu auftretende und endemische Situation mit zunehmender Prävalenz, von der weltweit etwa 1 von 20 Erwachsenen betroffen^{ist 1}. Die bariatrische Chirurgie hat sich in den letzten Jahren zur effektivsten Behandlungsoption für die betroffenen Erwachsenen entwickelt und sowohl die Gewichtsabnahme als auch die Stoffwechselstörungen^{verbessert 2,3,} wobei die Ergebnisse je nach Art des verwendeten chirurgischen Eingriffs variieren.

Es gibt zwei Hauptmechanismen, die an den Auswirkungen der bariatrischen Verfahren beteiligt sind: Restriktion, die darauf abzielt, das Sättigungsgefühl zu erhöhen (wie bei der Schlauchmagenentfernung (SG), bei der 80 % des Magens entfernt werden), und Malabsorption. Unter den Verfahren, die sowohl eine Restriktion als auch eine Malabsorption beinhalten, wurde der Duodeno-ileale Bypass mit Sleeve-Gastrektomie (SADI-S) als Alternative zum Roux-en-Y-Magenbypass (RYGB) vorgeschlagen, bei dem bei etwa 20 % der Patienten eine Gewichtszunahme beobachtet wird ^4,5. Bei dieser Technik ist eine Sleeve-Gastrektomie mit einer Dünndarmumlagerung verbunden, die in eine Gallentiefe und ein kurzes gemeinsames Glied (ein Drittel der gesamten Dünndarmlänge) unterteilt wird (Abbildung 1A). Technisch hat der SADI-S gegenüber dem RYGB den Vorteil, dass er nur eine einzige Anastomose benötigt, wodurch die Operationszeit um ca. 30% reduziert wird. Darüber hinaus wird bei dieser Methode der Pylorus geschont, was dazu beiträgt, das Risiko einer Magengeschwürerkrankung zu verringern und das Auslaufen von Anastomosen zu begrenzen. Der SADI-S wird auch mit einer hohen Stoffwechselverbesserungsrate in Verbindung gebracht, was seine Verwendung in den letzten Jahren stark begünstigt^{hat 6,7}.

Da metabolische Effekte zunehmend grundlegend für bariatrische Verfahren geworden sind, scheint die Aufklärung ihrer Mechanismen von entscheidender Bedeutung zu sein. Daher ist die Verwendung von Tiermodellen für bariatrische Eingriffe von größter Bedeutung, um deren metabolische Auswirkungen und die beteiligten zellulären und molekularen Signalwege besser zu verstehen⁸. Diese Modelle trugen beispielsweise zu einem besseren Verständnis der Veränderung der Nahrungsaufnahme nach SG oder RYGB in einer kontrollierten Umgebung bei⁹ und zur Untersuchung von Glukose- oder Cholesterinflüssen durch die Darmbarriere^10,11; Diese Informationen sind in klinischen Studien nur selten verfügbar. Dieses Wissen könnte helfen, ihre optimalen chirurgischen Indikationen zu definieren. Wir haben bereits Mausmodelle von SG und RYGB¹² beschrieben. Trotz seiner vielversprechenden Ergebnisse in der klinischen Praxis wurde der SADI-S jedoch nur an Ratten entwickelt und beschrieben^13,14,15. Aufgrund seiner genetischen Formbarkeit hat sich das Mausmodell jedoch in der Vergangenheit als nützlich erwiesen, um die verschiedenen metabolischen Effekte solcher Verfahren zu untersuchen^16,17,18, und ein SADI-S-Mausmodell könnte nützlich sein, um die Auswirkungen von SADI-S trotz der technischen Schwierigkeiten zu bewerten.

In diesem Artikel beschreiben wir die Adaption des SADI-S-Verfahrens bei Mäusen (Abbildung 1B) auf reproduzierbare Weise. Besonderes Augenmerk wird auf die Beschreibung der perioperativen Versorgung gelegt.

Protokoll

Dieses Protokoll wurde von der lokalen französischen Ethikkommission für Tierversuche (Comité d'éthique en expérimentation animale; Aktenzeichen CEEA-PdL Nr. 06) genehmigt.

1. Präoperative Vorbereitung

1. Fügen Sie der normalen Diät 3 Tage vor der Operation Gel-Diätnahrung hinzu. Fasten Sie die Mäuse 6 Stunden vor der Operation.
2. Die Anästhesie wird mit 5 % Isofluran (1 l/min) in einer speziellen Kammer mit Sauerstoff (1 l/min) eingeleitet. Injizieren Sie den Mäusen subkutan Buprenorphin (0,1 mg/kg), Amoxicillin (15 mg/kg), Metoclopramid (1 mg/kg), Meloxicam (1 mg/kg) und Eisen (0,5 mg/kg).
3. Rasieren Sie die ersten 2/3 Teile des Bauches der Maus, beginnend mit dem Xipoidfortsatz, mit einem elektrischen Rasierer. Desinfizieren Sie den Bauch der Maus in zwei Schritten mit einer Jod-Polyvidon-Lösung.
4. Legen Sie die Maus in Rückenlage auf ein spezielles Wärmekissen, das mit einer sauberen Unterlage bedeckt ist. Halten Sie die Anästhesie mit einem Nasenkonus mit 2%-2,5% Isofluran (0,4 l/min) mit Sauerstoff (0,4 l/min) aufrecht. Verwenden Sie einen Zehenquetschtest, um die Tiefe der Anästhesie zu bestätigen.
5. Decken Sie die Maus mit einer sterilisierten Plastikfolie ab. Um den Bauch der Maus zu überstrecken, fixieren Sie die untere Pfote und verwenden Sie eine 1-ml-Spritze oder eine gleichwertige Spritze, die hinter dem Rücken der Maus platziert wird. Schneiden Sie eine Öffnung in eine sterile Kompresse mit der Größe des zukünftigen Schnitts und verwenden Sie sie als Operationsfeld, um die Maus abzudecken. Die allgemeine Installation ist in Abbildung 2A dargestellt.
6. Verwenden Sie vor der Operation eine Gesichtsmaske, eine Scheuerkappe und sterilisierte Handschuhe. Verwenden Sie sterilisierte Instrumente für die Operation.

2. Das SADI-S-Protokoll

1. Mediane Laparotomie
   1. Führen Sie unter einem binokularen Mikroskop (8-fache Vergrößerung) eine mediane Laparotomie mit einer Schere oder einem Skalpell durch, indem Sie die Bauchhaut vom Processus xiphoideus bis zur Mitte des Bauches öffnen. Stellen Sie sicher, dass der Processus xiphoideus und die muskuloaponeurotische Schicht sichtbar sind (Abbildung 2B).
      HINWEIS: Verabreichen Sie Bupivacain (3 mg/kg) 5 Minuten vor dem Hautschnitt subkutan an der Operationsstelle.
   2. Öffnen Sie die Bauchdecke entlang der Linea alba mit einer Schere zwischen den Bauchmuskeln. Achten Sie darauf, die Brusthöhle nicht zu betreten (Abbildung 2C).
2. Duodenaler Ausschluss
   1. Mobilisieren Sie den Zwölffingerdarm vorsichtig aus der Bauchhöhle mit einem angefeuchteten Wattestäbchen, um die vordere und hintere Seite zu sehen. Lokalisieren Sie den Hauptgallengang, der unter dem binokularen Mikroskop sofort sichtbar ist, auf der hinteren Seite des Omentums minor und des Zwölffingerdarms (Abbildung 3A, schwarze Pfeile).
   2. Visualisieren Sie proximal vom Hauptgallengang aus einen Bereich zwischen den Zwölffingerdarmarterien unter dem binokularen Mikroskop (Abbildung 3A,B, blau gepunktete Kreise). Dringen Sie mit einer gekrümmten Mikrozange von einer Seite des Zwölffingerdarms zur anderen in diesen Bereich ein und führen Sie eine Duodenalligatur zwischen den Arterien mit einer nicht resorbierbaren 6-0-Naht durch (Abbildung 3C-E). Achten Sie darauf, die Äste der Zwölffingerdarmarterien nicht zu ligieren.
3. Sleeve-Gastrektomie
   1. Mobilisieren Sie den Magen aus der Bauchhöhle mit einem angefeuchteten Wattestäbchen und einer nicht-traumatischen Klemme. Trennen Sie den Magen mit einer Mikroschere von den umgebenden Organen: Trennen Sie das Omentum major, durchtrennen Sie die kurzen Magenarterien (Zweig der Milzarterie) zwischen Magen und Milz und das Lipom, das den Magen mit dem unteren Teil der Speiseröhre verbindet (Abbildung 4A,B).
   2. Führen Sie mit einer Mikroschere eine 5-mm-Gastrotomie durch, indem Sie den Fundus öffnen und die Speisereste mit einem Wattestäbchen entfernen (Abbildung 4C, Pfeil). Spülen Sie die Gastrotomiestelle mit steriler Kochsalzlösung (37 °C), um eine Kontamination durch den entfernten Mageninhalt zu vermeiden.
   3. Bringen Sie chirurgische Clips (mittlere Größe, 5,6 mm) entlang der größeren Krümmung des Magens an, um etwa 80 % des Magens auszuschließen. Zwei Clips sind ausreichend. Entfernen Sie den ausgeschlossenen Magen, indem Sie ihn mit einer Mikroschere abschneiden (Abbildung 4D-G).
   4. Verankern Sie die chirurgischen Clips, um die Undurchlässigkeit festzustellen, indem Sie eine laufende Naht (8-0) vom Anfang bis zum Ende der Magenresektion durchführen (Abbildung 4H).
4. Duodeno-ileale Anastomose
   1. Stellen Sie sich unter dem binokularen Mikroskop die letzte ileale Schlinge vor, die sich kurz vor dem Blinddarm befindet (Abbildung 5A). Mobilisieren Sie den Dünndarm sanft außerhalb der Bauchhöhle von der letzten Ileumschlaufe. Legen Sie den Dünndarm wie in Abbildung 5B dargestellt so aus, dass sich die letzte ileale Schlinge auf der linken Seite befindet. Messen Sie mit einem zuvor dimensionierten Nahtstrang 10 cm (ca. 1/3 der Gesamtlänge des Dünndarms) von der letzten Ileumschlaufe; Dies wird der Ort der zukünftigen Anastomose sein.
   2. Um sicherzustellen, dass die zukünftige Gallengliedmaße von der linken Seite zur Anastomosenstelle kommt, machen Sie eine große Schleife des Dünndarms um die Stelle der zukünftigen Anastomose. Führen Sie mit einer Mikroschere eine 4-mm-Enterotomie durch, indem Sie den Dünndarm an dieser Stelle öffnen (Abbildung 5C-E). Spülen Sie die Enterotomiestelle mit steriler Kochsalzlösung (37 °C), um eine Kontamination zu vermeiden.
   3. Eine 4-mm-Enterotomie am ausgeschlossenen Teil des Zwölffingerdarms, unmittelbar nach dem Pylorus, zwischen dem Magen und der in Schritt 2.2.2 durchgeführten Ligatur durchführen (Abbildung 5F). Platzieren Sie eine resorbierbare 5 mm x 5 mm große hämostatische Kollagenkompresse, um die Homöostase zu fördern.
   4. Verwendung eines nicht resorbierbaren 8-0 Naht, führen Sie eine Side-to-Side-Duodeno-Ileala-Anastomose durch. Beginnen Sie mit der posterioren Anastomose, gefolgt von der anterioren Anastomose (Abbildung 5G-I).
5. Verschluss des Bauches
   1. Zeigen Sie den Dünndarm in der Bauchhöhle so an, dass die Gallengliedmaße von der oberen linken Seite des Bauches zur Anastomose kommt und die gemeinsame Extremität in den unteren Teil des Bauches fällt.
      Anmerkungen: Spülen Sie den Bauch dreimal mit ca. 5 ml steriler 0,9%iger Kochsalzlösung (37 °C) ab. Saugen Sie dann die Flüssigkeit aus dem Bauch ab, um die restliche Magen-Darm-Flüssigkeit und die verdaute Nahrung zu entfernen, um eine bakterielle Infektion und eine anschließende Bauchentzündung zu vermeiden.
   2. Rehydrieren Sie die Maus mit 500 μl 37 °C Kochsalzlösung, indem Sie sie mit einer 1-ml-Spritze direkt in die Bauchhöhle auftragen.
   3. Schließen Sie die muskuloaponeurotische Schicht mit einer einzigen 6-0 nicht resorbierbaren Laufnaht. Verschließen Sie die Bauchhaut mit 6-0 nicht resorbierbaren getrennten Nähten (Abbildung 5J,K).

3. Allgemeine postoperative Versorgung

1. Lassen Sie die Maus nach dem Absetzen des Isoflurans auf dem mit der Nasenmaske insulflatierten Heizkissen unter 0,4 l/min_O2 aufwachen. Wenn die Maus vollständig erwacht ist, was durch eine vollständige motorische Rekuperation sichergestellt werden kann, setzen Sie die Maus allein in einen Käfig in einem 30 °C heißen Inkubator. Lassen Sie die Maus 5 Tage lang im 30 °C heißen Inkubator (keine besonderen Bedingungen für Gas oder Feuchtigkeit).
   Anmerkungen: Der Käfig sollte vorher erwärmt werden.
2. Gewähren Sie unmittelbar nach der Operation freien Zugang zu Wasser. Fügen Sie Vitaminpräparate, einschließlich der Vitamine B1, B9, B12 und fettlöslicher Vitamine (A, D, E, K), dem Wasser (800 mg/180 ml Wasser) bis zum Ende des Protokolls hinzu.
3. Aufrechterhaltung der Analgesie durch subkutane Buprenorphin-Injektionen (0,1 mg/kg) zweimal täglich von Tag 1 bis Tag 3, danach einmal täglich bis Tag 5. Setzen Sie die subkutanen Injektionen von Amoxicillin (15 mg/kg), Meloxicam (1 mg/kg) und Metoclopramid (1 mg/kg) einmal täglich bis zum 3. Tag fort. Subkutane Injektionen von Eisen (0,5 mg/kg) einmal täglich bis zum Ende des Protokolls.

4. Allgemeine Messungen und Euthanasie

1. Wiegen Sie die Mäuse täglich bis zum 5. postoperativen Tag. Wiegen Sie dann am 7. Tag und dann wöchentlich.
2. Um die tägliche Nahrungsaufnahme zu messen, platzieren Sie eine Maus pro Käfig. Geben Sie ein bekanntes Gewicht einer festen Diät ein und messen Sie das Gewicht der festen Diät, die nach 24 Stunden verbleibt. Messen Sie die Nahrungsaufnahme an Tag 3, 4, 5, 7 und dann wöchentlich.
3. Euthanasieren der Mäuse durch Zervixluxation unter Vollnarkose (5 % Isofluran (1 l/min) mit Sauerstoff (1 l/min)) mit subkutaner Injektion von Buprenorphin (0,1 mg/kg) nach Herzschnitt im linken Vorhof zur Blutentnahme (500 bis 600 μl Blut).
4. Messen Sie die Hämoglobinkonzentration im Blut mit einem automatischen Hämatologie-Analysegerät, für das 20 μl Blut benötigt werden.

Ergebnisse

Lernkurve
Die Lernkurve für dieses Modell ist in Abbildung 6 dargestellt. Es wird eine fortschreitende Verkürzung der Operationszeit beobachtet, die nach 4 Wochen intensivem Training etwa 60 Minuten Operation erreicht (Abbildung 6A). Auch das postoperative 5-Tage-Überleben verbesserte sich mit der Zeit und erreichte bei regelmäßiger Praxis 77 % (Abbildung 6B). Die häufigsten Todesursachen waren Anastomosenl...

Diskussion

Bariatrische Operationen, deren Techniken sich ständig weiterentwickeln, scheinen derzeit die wirksamste Behandlung für Adipositas und damit verbundene metabolische Komorbiditäten zu sein ^3,19,20. Das SADI-S-Verfahren, das erstmals 2007 beschrieben wurde⁴, ist ein vielversprechendes Verfahren, das mit größeren metabolischen Effekten verbunden ist als andere malabsorptive Operationen. Tiermodelle, ins...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Agagani needle 26 G	Terumo	050101B	26 G needle
Betadine dermique	Pharma-gdd	3300931499787	Povidone solution
Betadine scrub	Pharma-gdd	3400931499787	Povidone solution
Binocular microscope	Optika Microscopes Italy	SZN-9	Binocular stereomicroscope
Buprecare	Animalcare	3760087151244	Buprenorphin
Castroviejo, straight 9 cm	F.S.T	12060-02	Micro scissors
Castroviejo, straight 9 cm	F.S.T	12060-02	Needle holder
Chlorure de sodium Fresenius 0.9%	Fresenius Kabi	BE182743	NaCl 0.9%
Clamoxyl	Med'vet	5414736007496	Amoxicilline
Cotton buds	Comed	2510805	Cotton swabs
Element HT5	Scilvet	Element HT5	Automated hematology analyzer
Emeprid	CEVA	3411111914365	Metoclopramid
Extra Fine Graefe Forceps, curved (tip width: 0.5 mm)	F.S.T	11152-10	Surgical forceps
Extra Fine Graefe Forceps, straight (tip width: 0.5 mm)	F.S.T	11150-10	Surgical forceps
Fercobsang	Vetoprice	QB03AE04	Iron, multivitamins and minerals
Forane	Baxter	1001936060	Isoflurane
Graefe forceps, straight (tip width: 0.8 mm)	F.S.T	11050-10	Forceps
Graphpad Prism version 8.0	GraphPad Software, Inc.	Version 8.0	Software for statistical analysis
Heat pad	Intellibio innovation	A-2101-00300	Heat pad
Incubator	Bioconcept Technologies	Manufactured on demand	Incubator
Lighting	Optika Microscopes Italy	CL-30	Lighting for microscopy
Ocrygel	Med'vet	3700454505621	Carboptol 980 NF
Pangen 2.5 cm x 3.5 cm	Urgovet	A02978	Haemostatic collagen compress
Prolene 6/0	B.Braun	3097915	Optilene 6/0 (0.7 metric) 75 cm 2XDR13 CV2 RCP, suture cord
Prolene 8/0	Ethicon	8732	2 x BV175-6 MP, 3/8 Circle, 8 mm,  suture cord
Scissors	F.S.T	146168-09	Surgical scissors
Sterile compresses	Laboartoire Sylamed	211S05-50	Non-woven sterile compressed
Terumo Syringe	Terumo	50828	1 mL syringe
Titanium hemostatic clip	Péters Surgical	B2180-1	Surgical clip
Vannas Wolff	F.S.T	15009-08	Micro scissors
Vita Rongeur	Virbac	3597133087611	Vitamin supplementation
Vitaltec stainless	Péters Surgical	PB 220-EB Medium	Surgical clip applier