Dérivation duodéno-iléale à anastomose unique avec modèle de gastrectomie à manchon chez la souris

Résumé

Le pontage duodéno-iléal par anastomose unique (ISAD-S) est une procédure bariatrique émergente ayant des effets métaboliques importants. Dans cet article, nous présentons un modèle fiable et reproductible de l’ISAD-S chez la souris.

Résumé

L’obésité est un problème de santé majeur dans le monde entier. En réponse, des chirurgies bariatriques sont apparues pour traiter l’obésité et ses comorbidités connexes (par exemple, le diabète sucré, la dyslipidémie, la stéatohépatite non alcoolique, les événements cardiovasculaires et les cancers) par des mécanismes restrictifs et malabsorbants. Comprendre les mécanismes par lesquels ces procédures permettent de telles améliorations nécessite souvent leur transposition chez les animaux, en particulier chez la souris, en raison de la facilité de génération d’animaux génétiquement modifiés. Récemment, le pontage duodéno-iléal à anastomose unique avec gastrectomie à la manche (ISAD-S) est apparu comme une procédure qui utilise à la fois des effets restrictifs et malabsorptifs, qui est utilisée comme alternative au pontage gastrique en cas d’obésité majeure. Jusqu’à présent, cette procédure a été associée à de fortes améliorations métaboliques, ce qui a conduit à une augmentation marquée de son utilisation dans la pratique clinique quotidienne. Cependant, les mécanismes sous-jacents à ces effets métaboliques ont été peu étudiés en raison d’un manque de modèles animaux. Dans cet article, nous présentons un modèle fiable et reproductible de l’ISAD-S chez la souris, avec un accent particulier sur la gestion périopératoire. La description et l’utilisation de ce nouveau modèle de rongeurs aideront la communauté scientifique à mieux comprendre les changements moléculaires, métaboliques et structurels induits par l’ISAD-S et à mieux définir les indications chirurgicales pour la pratique clinique.

Introduction

L’obésité est une situation émergente et endémique avec une prévalence croissante, affectant environ 1 adulte sur 20 dans le monde¹. La chirurgie bariatrique est devenue l’option de traitement la plus efficace pour les adultes affectés ces dernières années, améliorant à la fois la perte de poids et les troubles métaboliques^2,3, avec des résultats variables selon le type d’intervention chirurgicale utilisée.

Il existe deux mécanismes principaux qui sont impliqués dans les effets des procédures bariatriques: la restriction qui vise à augmenter la satiété (comme dans la gastrectomie à la manche (SG) où 80% de l’estomac est enlevé), et la malabsorption. Parmi les procédures qui impliquent à la fois restriction et malabsorption, le pontage duodéno-iléal unique anastomose avec gastrectomie à la manche (SADI-S) a été proposé comme alternative au pontage gastrique de Roux-en-Y (RYGB), dans lequel une reprise de poids est observée chez environ 20% des patients ^4,5. Dans cette technique, une gastrectomie à la manche est associée à un réarrangement de l’intestin grêle, le divisant en un membre biliaire et un membre commun court (un tiers de la longueur totale de l’intestin grêle) (Figure 1A). Techniquement, l’ISAD-S présente l’avantage par rapport au RYGB de ne nécessiter qu’une seule anastomose, ce qui réduit le temps de fonctionnement d’environ 30 %. De plus, cette méthode préserve le pylore, ce qui contribue à réduire le risque d’ulcère gastroduodénal et limite les fuites anastomotiques. L’ISAD-S est également associée à un taux élevé d’amélioration métabolique, favorisant fortement son utilisation au cours des dernières années ^6,7.

Étant donné que les effets métaboliques sont devenus de plus en plus fondamentaux pour les procédures bariatriques, l’élucidation de leurs mécanismes semble cruciale. Par conséquent, l’utilisation de modèles animaux pour les procédures bariatriques est de la plus haute importance pour mieux comprendre leurs effets métaboliques et les voies cellulaires et moléculaires impliquées⁸. Ces modèles ont contribué, par exemple, à une meilleure compréhension de l’évolution de l’apport alimentaire après SG ou RYGB en milieu contrôlé⁹ et à l’étude des flux de glucose ou de cholestérol à travers la barrière intestinale^10,11 ; Ces informations sont rarement disponibles dans les études cliniques. Ces connaissances pourraient aider à définir leurs indications chirurgicales optimales. Nous avons précédemment décrit des modèles murins de SG et RYGB¹². Cependant, malgré ses résultats prometteurs dans la pratique clinique, l’ISAD-S n’a été développée et décrite que chez les rats^13,14,15. Cependant, compte tenu de sa malléabilité génétique, le modèle murin a été utile dans le passé pour étudier les divers effets métaboliques de telles procédures^16,17,18, et un modèle murin ISAD-S pourrait être utile pour évaluer les effets de l’ISAD-S malgré la difficulté technique.

Dans cet article, nous décrivons l’adaptation de la procédure ISAD-S chez la souris (Figure 1B) de manière reproductible. Une attention particulière est accordée à la description des soins périopératoires.

Protocole

Ce protocole a été approuvé par le Comité d’éthique en expérimentation animale (référence CEEA-PdL n 06).

1. Préparation préopératoire

1. Ajouter des aliments diététiques en gel au régime normal 3 jours avant la chirurgie. Jeûnez les souris 6 h avant la chirurgie.
2. Induire une anesthésie avec 5% d’isoflurane (1 L/min) dans une chambre dédiée avec de l’oxygène (1 L/min). Injectez aux souris par voie sous-cutanée de la buprénorphine (0,1 mg/kg), de l’amoxicilline (15 mg/kg), du métoclopramide (1 mg/kg), du méloxicam (1 mg/kg) et du fer (0,5 mg/kg).
3. Rasez les 2/3 premières parties de l’abdomen de la souris en commençant par le processus xiphoïde à l’aide d’un rasoir électrique. Désinfectez l’abdomen de la souris en deux étapes à l’aide d’une solution de polyvidone iodée.
4. Placez la souris couchée sur le dos sur un coussin chauffant dédié recouvert d’un sous-coussin propre. Maintenir l’anesthésie à l’aide d’un cône nasal contenant de l’isoflurane à 2,5 % (0,4 L/min) avec de l’oxygène (0,4 L/min). Utilisez un test de pincement des orteils pour confirmer la profondeur de l’anesthésie.
5. Couvrez la souris dans une pellicule de plastique stérilisée. Afin d’appliquer une hyperextension sur l’abdomen de la souris, fixez la patte inférieure et utilisez une seringue de 1 ml ou l’équivalent placée derrière le dos de la souris. Coupez une ouverture dans une compresse stérile de la taille de la future incision et utilisez-la comme champ opératoire pour couvrir la souris. L’installation générale est illustrée à la figure 2A.
6. Avant la chirurgie, utilisez un masque facial, un capuchon de gommage et des gants stérilisés. Utilisez des instruments stérilisés pour la chirurgie.

2. Le protocole ISAD-S

1. Laparotomie médiane
   1. Sous un microscope binoculaire (grossissement 8x), effectuer une laparotomie médiane avec des ciseaux ou un scalpel en ouvrant la peau abdominale du processus xiphoïde au milieu de l’abdomen. S’assurer que le processus xiphoïde et la couche musculoaponévrotique sont visibles (Figure 2B).
      REMARQUE: Administrer la bupivacaïne (3 mg / kg) par voie sous-cutanée au site chirurgical 5 minutes avant de faire l’incision cutanée.
   2. Ouvrez la paroi abdominale le long de la linea alba avec des ciseaux entre les muscles abdominaux. Veillez à ne pas pénétrer dans la cavité thoracique (figure 2C).
2. Exclusion duodénale
   1. Mobiliser doucement le duodénum de la cavité abdominale à l’aide d’un coton-tige humidifié pour voir ses côtés antérieur et postérieur. Localiser le canal biliaire principal, qui est immédiatement visible sous le microscope binoculaire sur la face postérieure du petit épiploon et du duodénum (Figure 3A, flèches noires).
   2. Proximale à partir du canal biliaire principal, visualisez une zone entre les artères duodénales au microscope binoculaire (Figure 3A, B, cercles pointillés bleus). Pénétrer dans cette zone à l’aide de micro-pinces incurvées d’un côté à l’autre du duodénum et effectuer une ligature duodénale entre les artères à l’aide d’une suture non résorbable 6-0 (Figure 3C-E). Veillez à ne pas ligaturer les branches des artères duodénales.
3. Gastrectomie à la manche
   1. Mobiliser l’estomac de la cavité abdominale à l’aide d’un coton-tige humidifié et d’une pince non traumatique. Séparer l’estomac des organes environnants à l’aide de micro-ciseaux : séparer le grand épiploon, couper les artères gastriques courtes (branche de l’artère splénique) entre l’estomac et la rate, et le lipome reliant l’estomac à la partie inférieure de l’œsophage (Figure 4A,B).
   2. À l’aide de micro-ciseaux, effectuer une gastrotomie de 5 mm en ouvrant le fond d’œil et retirer l’aliment résiduel à l’aide d’un coton-tige (figure 4C, flèche). Rincer le site de gastrotomie avec une solution saline stérile (37 °C) pour éviter la contamination par le contenu gastrique enlevé.
   3. Appliquez des clips chirurgicaux (taille moyenne, 5,6 mm) le long de la plus grande courbure de l’estomac pour exclure environ 80% de l’estomac. Deux clips suffisent. Retirer l’estomac exclu en le coupant avec des micro-ciseaux (Figure 4D-G).
   4. Ancrer les clips chirurgicaux pour vérifier l’imperméabilité en effectuant une suture en cours d’exécution (8-0) du début à la fin de la résection de l’estomac (Figure 4H).
4. Anastomose duodéno-iléale
   1. Au microscope binoculaire, visualisez la dernière boucle iléale, située juste avant le cæcum (Figure 5A). Mobiliser doucement l’intestin grêle à l’extérieur de la cavité abdominale à partir de la dernière anse iléale. Disposez l’intestin grêle, comme le montre la figure 5B, de manière à ce que la dernière boucle iléale soit située du côté gauche. À l’aide d’un cordon de suture de taille antérieure, mesurer 10 cm (environ 1/3 de la longueur totale de l’intestin grêle) à partir de la dernière anse iléale; Ce sera le site de la future anastomose.
   2. Afin de s’assurer que le futur membre biliaire arrive sur le site de l’anastomose par son côté gauche, faites une grande boucle de l’intestin grêle autour du site de la future anastomose. À l’aide de micro-ciseaux, effectuer une entérotomie de 4 mm en ouvrant l’intestin grêle à cet endroit (figure 5C-E). Rincer le site d’entérotomie avec une solution saline stérile (37 °C) pour éviter toute contamination.
   3. Réaliser une entérotomie de 4 mm sur la partie exclue du duodénum, immédiatement après le pylore, entre l’estomac et la ligature réalisée à l’étape 2.2.2 (Figure 5F). Placez une compresse de collagène hémostatique résorbable de 5 mm x 5 mm pour favoriser l’homéostasie.
   4. Utilisation d’un 8-0 non résorbable suture, effectuer une anastomose duodéno-iléale côte à côte. Commençons par l’anastomose de la face postérieure, suivie de l’anastomose de la face antérieure (Figure 5G-I).
5. Fermeture abdominale
   1. Affichez l’intestin grêle dans la cavité abdominale de sorte que le membre biliaire arrive à l’anastomose du côté supérieur gauche de l’abdomen et que le membre commun tombe dans la partie inférieure de l’abdomen.
      REMARQUE : Lavez l’abdomen trois fois avec environ 5 mL de solution saline stérile à 0,9 % (37 °C). Ensuite, aspirez le liquide de l’abdomen pour éliminer le liquide gastro-intestinal résiduel et les aliments digérés pour éviter l’infection bactérienne et l’inflammation abdominale subséquente.
   2. Réhydrater la souris avec 500 μL de solution saline à 37 °C en l’appliquant directement dans la cavité abdominale à l’aide d’une seringue de 1 mL.
   3. Fermez la couche musculoaponévrotique à l’aide d’une seule suture de course non résorbable 6-0. Fermer la peau abdominale à l’aide de 6-0 sutures séparées non résorbables (Figure 5J,K).

3. Soins postopératoires généraux

1. Après avoir arrêté l’isoflurane, laisser la souris se réveiller sur le coussin chauffant sous 0,4 L/min_O2 insufflé avec le masque nasal. Lorsqu’elle est complètement réveillée, ce qui peut être assuré par une récupération motrice complète, placez la souris seule dans une cage dans un incubateur à 30 °C. Laissez la souris dans l’incubateur à 30 °C pendant 5 jours (pas de condition spécifique pour le gaz ou l’humidité).
   REMARQUE: La cage doit être chauffée au préalable.
2. Permettre un accès gratuit à l’eau immédiatement après la chirurgie. Ajouter des suppléments vitaminiques, y compris les vitamines B1, B9, B12 et les vitamines liposolubles (A, D, E, K), à l’eau (800 mg/180 ml d’eau) jusqu’à la fin du protocole.
3. Maintenir l’analgésie par injections sous-cutanées de buprénorphine (0,1 mg / kg) deux fois par jour du jour 1 au jour 3, une fois par jour après jusqu’au jour 5. Poursuivre les injections sous-cutanées d’amoxicilline (15 mg/kg), de méloxicam (1 mg/kg) et de métoclopramide (1 mg/kg) une fois par jour jusqu’au jour 3. Fournir des injections sous-cutanées de fer (0,5 mg / kg) une fois par jour jusqu’à la fin du protocole.

4. Mesures générales et euthanasie

1. Pesez les souris tous les jours jusqu’au jour 5 postopératoire. Ensuite, pesez le jour 7, puis chaque semaine.
2. Pour mesurer l’apport alimentaire quotidien, placez une souris par cage. Placez un poids connu d’un régime solide et mesurez le poids du régime solide restant après 24 h. Mesurez l’apport alimentaire le jour 3, 4, 5, 7, puis chaque semaine.
3. Euthanasier les souris par luxation cervicale sous anesthésie générale (isoflurane à 5 % (1 L/min) avec oxygène (1 L/min)) avec injection sous-cutanée de buprénorphine (0,1 mg/kg) après incision cardiaque dans l’oreillette gauche pour prélèvement sanguin (500 à 600 μL de sang).
4. Mesurer la concentration d’hémoglobine dans le sang à l’aide d’un analyseur d’hématologie automatique nécessitant 20 μL de sang.

Résultats

Courbe d’apprentissage
La courbe d’apprentissage de ce modèle est illustrée à la figure 6. Une diminution progressive de la durée opératoire est observée, atteignant environ 60 min de chirurgie après 4 semaines d’entraînement intensif (Figure 6A). La survie postopératoire de 5 jours s’est également améliorée avec le temps, atteignant 77% pendant la pratique régulière (Figure 6B). Les causes ...

Discussion

Les chirurgies bariatriques, dont les techniques évoluent constamment, semblent être actuellement le traitement le plus efficace contre l’obésité et les comorbidités métaboliques associées ^3,19,20. La procédure SADI-S, décrite pour la première fois en 2007⁴, est une procédure prometteuse associée à des effets métaboliques plus importants que d’autres chirurgies malabsorbantes. Les modèl...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Agagani needle 26 G	Terumo	050101B	26 G needle
Betadine dermique	Pharma-gdd	3300931499787	Povidone solution
Betadine scrub	Pharma-gdd	3400931499787	Povidone solution
Binocular microscope	Optika Microscopes Italy	SZN-9	Binocular stereomicroscope
Buprecare	Animalcare	3760087151244	Buprenorphin
Castroviejo, straight 9 cm	F.S.T	12060-02	Micro scissors
Castroviejo, straight 9 cm	F.S.T	12060-02	Needle holder
Chlorure de sodium Fresenius 0.9%	Fresenius Kabi	BE182743	NaCl 0.9%
Clamoxyl	Med'vet	5414736007496	Amoxicilline
Cotton buds	Comed	2510805	Cotton swabs
Element HT5	Scilvet	Element HT5	Automated hematology analyzer
Emeprid	CEVA	3411111914365	Metoclopramid
Extra Fine Graefe Forceps, curved (tip width: 0.5 mm)	F.S.T	11152-10	Surgical forceps
Extra Fine Graefe Forceps, straight (tip width: 0.5 mm)	F.S.T	11150-10	Surgical forceps
Fercobsang	Vetoprice	QB03AE04	Iron, multivitamins and minerals
Forane	Baxter	1001936060	Isoflurane
Graefe forceps, straight (tip width: 0.8 mm)	F.S.T	11050-10	Forceps
Graphpad Prism version 8.0	GraphPad Software, Inc.	Version 8.0	Software for statistical analysis
Heat pad	Intellibio innovation	A-2101-00300	Heat pad
Incubator	Bioconcept Technologies	Manufactured on demand	Incubator
Lighting	Optika Microscopes Italy	CL-30	Lighting for microscopy
Ocrygel	Med'vet	3700454505621	Carboptol 980 NF
Pangen 2.5 cm x 3.5 cm	Urgovet	A02978	Haemostatic collagen compress
Prolene 6/0	B.Braun	3097915	Optilene 6/0 (0.7 metric) 75 cm 2XDR13 CV2 RCP, suture cord
Prolene 8/0	Ethicon	8732	2 x BV175-6 MP, 3/8 Circle, 8 mm,  suture cord
Scissors	F.S.T	146168-09	Surgical scissors
Sterile compresses	Laboartoire Sylamed	211S05-50	Non-woven sterile compressed
Terumo Syringe	Terumo	50828	1 mL syringe
Titanium hemostatic clip	Péters Surgical	B2180-1	Surgical clip
Vannas Wolff	F.S.T	15009-08	Micro scissors
Vita Rongeur	Virbac	3597133087611	Vitamin supplementation
Vitaltec stainless	Péters Surgical	PB 220-EB Medium	Surgical clip applier