JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Дуодено-подвздошное шунтирование с одним анастомозом (SADI-S) - это новая бариатрическая процедура с важными метаболическими эффектами. В этой статье мы представляем надежную и воспроизводимую модель SADI-S у мышей.

Аннотация

Ожирение является серьезной проблемой здравоохранения во всем мире. В ответ на это появились бариатрические операции для лечения ожирения и связанных с ним сопутствующих заболеваний (например, сахарного диабета, дислипидемии, неалкогольного стеатогепатита, сердечно-сосудистых событий и рака) с помощью рестриктивных и мальабсорбционных механизмов. Понимание механизмов, с помощью которых эти процедуры позволяют такие улучшения, часто требует их переноса на животных, особенно на мышей, из-за простоты создания генетически модифицированных животных. В последнее время дуодено-подвздошное шунтирование с одним анастомозом и рукавной гастрэктомией (SADI-S) появилось как процедура, использующая как рестриктивные, так и мальабсорбционные эффекты, которая используется в качестве альтернативы шунтированию желудка при большом ожирении. До сих пор эта процедура ассоциировалась с сильными метаболическими улучшениями, что привело к заметному увеличению ее использования в повседневной клинической практике. Однако механизмы, лежащие в основе этих метаболических эффектов, были плохо изучены из-за отсутствия животных моделей. В этой статье мы представляем надежную и воспроизводимую модель SADI-S у мышей, уделяя особое внимание периоперационному ведению. Описание и использование этой новой модели грызунов будет полезно для научного сообщества, чтобы лучше понять молекулярные, метаболические и структурные изменения, вызванные SADI-S, и лучше определить хирургические показания для клинической практики.

Введение

Ожирение является новой эндемической ситуацией с растущей распространенностью, затрагивающей примерно 1 из 20взрослых во всем мире1. В последние годы бариатрическая хирургия стала наиболее эффективным вариантом лечения пострадавших взрослых, улучшая как потерю веса, так и нарушения обмена веществ2,3, с различными результатами в зависимости от типа используемой хирургической процедуры.

Существует два основных механизма, которые участвуют в эффектах бариатрических процедур: ограничение, направленное на увеличение сытости (например, при рукавной гастрэктомии (SG), при которой удаляется 80% желудка), и мальабсорбция. Среди процедур, которые подразумевают как рестрикцию, так и мальабсорбцию, дуодено-подвздошное шунтирование с одним анастомозом с рукавной гастрэктомией (SADI-S) было предложено в качестве альтернативы желудочному шунтированию по Ру (RYGB), при котором набор веса наблюдается примерно у 20% пациентов 4,5. В этой технике рукавная гастрэктомия связана с перестройкой тонкой кишки, разделяя ее на желчевыводящую и короткую общую конечность (одну треть от общей длины тонкой кишки) (рис. 1А). Технически SADI-S имеет преимущество перед RYGB, заключающееся в том, что для него требуется только один анастомоз, что сокращает время операции примерно на 30%. Кроме того, этот метод сохраняет привратник, что помогает снизить риск язвенной болезни и ограничивает подтекание анастомоза. SADI-S также связан с высокой скоростью метаболического улучшения, что сильно благоприятствует его использованию в течение последних нескольких лет 6,7.

Поскольку метаболические эффекты становятся все более основополагающими для бариатрических процедур, выяснение их механизмов представляется критически важным. Таким образом, использование животных моделей для бариатрических процедур имеет первостепенное значение для лучшего понимания их метаболических эффектов и вовлеченных клеточных и молекулярных путей8. Эти модели способствовали, например, лучшему пониманию изменения в потреблении пищи после SG или RYGB в контролируемой среде9 и изучению потоков глюкозы или холестерина через кишечный барьер10,11; Эта информация редко доступна в клинических исследованиях. Эти знания могут помочь определить их оптимальные хирургические показания. Ранее мы описывали модели мышей SG и RYGB12. Однако, несмотря на многообещающие результаты в клинической практике, SADI-S был разработан и описан только на крысах13,14,15. Однако, учитывая ее генетическую пластичность, мышиная модель была полезна в прошлом для изучения различных метаболических эффектов таких процедур16,17,18, а модель мыши SADI-S может быть полезна для оценки эффектов SADI-S, несмотря на технические трудности.

В этой статье мы описываем адаптацию процедуры SADI-S у мышей (рис. 1B) воспроизводимым образом. Особое внимание уделяется описанию периоперационного ухода.

протокол

Этот протокол был одобрен местным французским этическим комитетом по экспериментам на животных (Comité d'éthique en expérimentation animale; ссылка CEEA-PdL n 06).

1. Предоперационная подготовка

  1. Добавьте гелевое диетическое питание к обычному рациону за 3 дня до операции. Голодайте мышей за 6 ч до операции.
  2. Индуцировать анестезию 5% изофлураном (1 л/мин) в специальной камере с кислородом (1 л/мин). Вводите мышам подкожно бупренорфин (0,1 мг/кг), амоксициллин (15 мг/кг), метоклопрамид (1 мг/кг), мелоксикам (1 мг/кг) и железо (0,5 мг/кг).
  3. Сбрейте первые 2/3 части живота мыши, начиная с мечевидного отростка, с помощью электрической бритвы. Продезинфицируйте брюшную полость мыши в два этапа, используя раствор поливидона йода.
  4. Положите мышь на спину на специальную грелку, покрытую чистой подкладкой. Поддерживайте анестезию с помощью носового конуса с 2%-2,5% изофлураном (0,4 л / мин) с кислородом (0,4 л / мин). Используйте тест на защемление пальцев ног, чтобы подтвердить глубину анестезии.
  5. Накройте мышь стерилизованной полиэтиленовой пленкой. Чтобы применить гиперэкстензию на животе мыши, зафиксируйте нижнюю лапу и используйте шприц объемом 1 мл или эквивалент, расположенный за спиной мыши. Вырежьте отверстие в стерильном компрессе размером с будущий разрез, и используйте его в качестве операционного поля для прикрытия мыши. Общая установка показана на рисунке 2A.
  6. Перед операцией наденьте маску для лица, шапочку для скраба и стерилизованные перчатки. Используйте стерилизованные инструменты для операции.

2. Протокол SADI-S

  1. Срединная лапаротомия
    1. Под бинокулярным микроскопом (8-кратное увеличение) выполните срединную лапаротомию ножницами или скальпелем, открыв кожу живота от мечевидного отростка до середины живота. Убедитесь, что мечевидный отросток и мышечно-апоневротический слой видны (рис. 2B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Вводите бупивакаин (3 мг / кг) подкожно в область хирургического вмешательства за 5 минут до разреза кожи.
    2. Раскройте брюшную стенку по белой линии ножницами между мышцами живота. Будьте осторожны, чтобы не попасть в грудную полость (рис. 2C).
  2. Исключение двенадцатиперстной кишки
    1. Аккуратно мобилизуйте двенадцатиперстную кишку из брюшной полости с помощью увлажненного ватного тампона, чтобы увидеть ее переднюю и заднюю стороны. Локализуют главный желчный проток, который сразу виден под бинокулярным микроскопом на задней стороне малого сальника и двенадцатиперстной кишки (рис. 3А, черные стрелки).
    2. Проксимально от главного желчного протока визуализируйте область между дуоденальными артериями под бинокулярным микроскопом (рис. 3A, B, синие пунктирные круги). Проникните в эту область с помощью изогнутых микрощипцов с одной стороны двенадцатиперстной кишки на другую и выполните перевязку двенадцатиперстной кишки между артериями с помощью нерассасывающегося шва 6-0 (рис. 3C-E). Будьте осторожны, чтобы не перевязать ветви дуоденальных артерий.
  3. Рукавная гастрэктомия
    1. Мобилизуют желудок из брюшной полости с помощью увлажненного ватного тампона и нетравматического зажима. Отделите желудок от окружающих органов с помощью микроножниц: отделите большой сальник, перережьте короткие желудочные артерии (ветвь селезеночной артерии) между желудком и селезенкой и липому, соединяющую желудок с нижней частью пищевода (рис. 4А, Б).
    2. С помощью микроножниц выполните гастротомию диаметром 5 мм, открыв глазное дно, и удалите остатки пищи с помощью ватного тампона (рис. 4C, стрелка). Промойте место гастротомии стерильным физиологическим раствором (37 °C), чтобы избежать загрязнения удаленным желудочным содержимым.
    3. Наложите хирургические зажимы (среднего размера, 5,6 мм) вдоль большей кривизны желудка, чтобы исключить примерно 80% желудка. Достаточно двух зажимов. Удалите исключенный желудок, разрезав его микроножницами (рис. 4D-G).
    4. Закрепите хирургические зажимы, чтобы убедиться в непроницаемости, выполнив текущий шов (8-0) от начала до конца резекции желудка (рис. 4H).
  4. Дуодено-подвздошный анастомоз
    1. Под бинокулярным микроскопом визуализируйте последнюю петлю подвздошной кишки, которая расположена непосредственно перед слепой кишкой (рис. 5А). Аккуратно мобилизуйте тонкую кишку за пределы брюшной полости от последней подвздошной петли. Выложите тонкую кишку, как показано на рисунке 5B, так, чтобы последняя петля подвздошной кишки располагалась с левой стороны. Используя шов предыдущего размера, отмерьте 10 см (примерно 1/3 от общей длины тонкой кишки) от последней петли подвздошной кишки; Это будет место будущего анастомоза.
    2. Для того чтобы будущая билиарная конечность подходила к месту анастомоза с левой стороны, делают большую петлю тонкой кишки вокруг места будущего анастомоза. Используя микроножницы, выполните энтеротомию диаметром 4 мм, открыв в этой точке тонкую кишку (рис. 5C-E). Промойте место энтеротомии стерильным физиологическим раствором (37 °C), чтобы избежать загрязнения.
    3. Выполните 4-миллиметровую энтеротомию на исключенной части двенадцатиперстной кишки, сразу после привратника, между желудком и перевязкой, выполненной на этапе 2.2.2 (рис. 5F). Поместите рассасывающийся гемостатический коллагеновый компресс размером 5 мм x 5 мм, чтобы способствовать гомеостазу.
    4. Использование нерассасывающегося 8-0 Наложить швы, выполнить дуодено-подвздошный анастомоз из стороны в сторону. Начните с заднего бокового анастомоза, а затем переднего бокового анастомоза (рис. 5G-I).
  5. Закрытие брюшной полости
    1. Выводят тонкую кишку в брюшную полость так, чтобы желчевыводящая конечность подходила к анастомозу с верхней левой стороны живота, а общая конечность опускалась на нижнюю часть живота.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Трижды промыть брюшную полость примерно 5 мл стерильного 0,9% физиологического раствора (37 ° C). Затем отсасывают жидкость из брюшной полости, чтобы удалить остаточную желудочно-кишечную жидкость и переваренную пищу, чтобы избежать бактериальной инфекции и последующего воспаления брюшной полости.
    2. Регидратируйте мышь 500 мкл физиологического раствора с температурой 37 °C, введя его непосредственно в брюшную полость с помощью шприца объемом 1 мл.
    3. Закройте мышечно-апоневротический слой с помощью одного нерассасывающегося бегового шва 6-0. Закройте кожу живота нерассасывающимися разделенными швами 6-0 (рис. 5J, K).

3. Общий послеоперационный уход

  1. После прекращения приема изофлурана дайте мыши проснуться на грелке при температуре O0,4 л/мин, насыщенной маской для носа. После полного пробуждения, которое может быть обеспечено полной рекуперацией двигателя, поместите мышь одну в клетку в инкубаторе с температурой 30 °C. Оставьте мышь в инкубаторе при температуре 30 °C на 5 дней (без особых условий для газа или влажности).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Клетку следует предварительно прогреть.
  2. Обеспечьте свободный доступ к воде сразу после операции. Добавляйте витаминные добавки, включая витамины В1, В9, В12 и жирорастворимые витамины (A, D, E, K), в воду (800 мг/180 мл воды) до конца протокола.
  3. Поддерживайте анальгезию с помощью подкожных инъекций бупренорфина (0,1 мг / кг) два раза в день с 1-го по 3-й день, затем один раз в день до 5-го дня. Продолжайте подкожные инъекции амоксициллина (15 мг/кг), мелоксикама (1 мг/кг) и метоклопрамида (1 мг/кг) один раз в день до 3-го дня. Обеспечьте подкожные инъекции железа (0,5 мг/кг) один раз в сутки до окончания протокола.

4. Общие измерения и эвтаназия

  1. Взвешивайте мышей каждый день до 5-го послеоперационного дня. Затем взвешивайте на 7 день, а затем еженедельно.
  2. Чтобы измерить ежедневное потребление пищи, поместите одну мышь на клетку. Поместите известный вес твердой диеты и измерьте вес твердой диеты, оставшийся через 24 часа. Измеряйте потребление пищи на 3, 4, 5, 7 день, а затем еженедельно.
  3. Усыпляют мышей при вывихе шейки матки под общим наркозом (5% изофлуран (1 л / мин) с кислородом (1 л / мин)) с подкожной инъекцией бупренорфина (0,1 мг / кг) после разреза левого предсердия сердца для забора крови (от 500 до 600 мкл крови).
  4. Измерьте концентрацию гемоглобина в крови с помощью автоматического гематологического анализатора, требующего 20 мкл крови.

Результаты

Кривая обучения
Кривая обучения для этой модели показана на рисунке 6. Наблюдается прогрессирующее уменьшение времени операции, достигающее примерно 60 минут операции после 4 недель интенсивных тренировок (рис. 6А). 5-дневная послеоперационная ?...

Обсуждение

Бариатрические операции, методы которых постоянно развиваются, в настоящее время являются наиболее эффективным методом лечения ожирения и сопутствующих метаболических заболеваний 3,19,20. Процедура SADI-S, впервые описанная в 2007 4 году, яв?...

Раскрытие информации

Компания Medtronic заплатила Клэр Бланшар за проведение курсов клинических погружений.

Благодарности

Мы благодарим компанию Ethicon (хирургические технологии Johnson and Johnson) за любезное предоставление шовного канатика и хирургических зажимов. Эта работа была поддержана грантами NExT Talent Project, Université de Nantes, CHU de Nantes.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Agagani needle 26 GTerumo050101B26 G needle
Betadine dermique Pharma-gdd3300931499787Povidone solution
Betadine scrubPharma-gdd 3400931499787Povidone solution
Binocular microscopeOptika Microscopes ItalySZN-9Binocular stereomicroscope
BuprecareAnimalcare3760087151244Buprenorphin
Castroviejo, straight 9 cmF.S.T12060-02Micro scissors
Castroviejo, straight 9 cmF.S.T12060-02Needle holder
Chlorure de sodium Fresenius 0.9%Fresenius Kabi BE182743NaCl 0.9%
ClamoxylMed'vet5414736007496Amoxicilline
Cotton budsComed2510805Cotton swabs
Element HT5ScilvetElement HT5Automated hematology analyzer
EmepridCEVA3411111914365Metoclopramid
Extra Fine Graefe Forceps, curved (tip width: 0.5 mm)F.S.T11152-10Surgical forceps
Extra Fine Graefe Forceps, straight (tip width: 0.5 mm)F.S.T11150-10Surgical forceps
FercobsangVetopriceQB03AE04Iron, multivitamins and minerals 
ForaneBaxter1001936060Isoflurane
Graefe forceps, straight (tip width: 0.8 mm)F.S.T11050-10Forceps
Graphpad Prism version 8.0GraphPad Software, Inc.Version 8.0Software for statistical analysis
Heat padIntellibio innovationA-2101-00300Heat pad
IncubatorBioconcept TechnologiesManufactured on demandIncubator 
LightingOptika Microscopes ItalyCL-30Lighting for microscopy
OcrygelMed'vet3700454505621Carboptol 980 NF
Pangen 2.5 cm x 3.5 cmUrgovetA02978Haemostatic collagen compress
Prolene 6/0B.Braun3097915Optilene 6/0 (0.7 metric) 75 cm 2XDR13 CV2 RCP, suture cord
Prolene 8/0Ethicon87322 x BV175-6 MP, 3/8 Circle, 8 mm,  suture cord
ScissorsF.S.T146168-09Surgical scissors
Sterile compresses Laboartoire Sylamed211S05-50Non-woven sterile compressed
Terumo SyringeTerumo508281 mL syringe
Titanium hemostatic clipPéters SurgicalB2180-1Surgical clip
Vannas WolffF.S.T15009-08Micro scissors
Vita RongeurVirbac3597133087611Vitamin supplementation
Vitaltec stainlessPéters SurgicalPB 220-EB MediumSurgical clip applier

Ссылки

  1. Flegal, K. M., Carroll, M. D., Kit, B. K., Ogden, C. L. Prevalence of obesity and trends in the distribution of body mass index among US adults, 1999-2010. JAMA. 307 (5), 491-497 (2012).
  2. Sjöström, L., et al. Association of bariatric surgery with long-term remission of type 2 diabetes and with microvascular and macrovascular complications. JAMA. 311 (22), 2297-2304 (2014).
  3. Dyson, J., et al. Hepatocellular cancer: the impact of obesity, type 2 diabetes and a multidisciplinary team. Journal of Hepatology. 60 (1), 110-117 (2014).
  4. Sánchez-Pernaute, A., et al. Proximal duodenal-ileal end-to-side bypass with sleeve gastrectomy: proposed technique. Obesity Surgery. 17 (12), 1614-1618 (2007).
  5. Himpens, J., Verbrugghe, A., Cadière, G. B., Everaerts, W., Greve, J. W. Long-term results of laparoscopic Roux-en-Y Gastric bypass: evaluation after 9 years. Obesity Surgery. 22 (10), 1586-1593 (2012).
  6. Sánchez-Pernaute, A., et al. Long-term results of single-anastomosis duodeno-ileal bypass with sleeve gastrectomy (SADI-S). Obesity Surgery. 32 (3), 682-689 (2022).
  7. Shoar, S., Poliakin, L., Rubenstein, R., Saber, A. A. Single anastomosis duodeno-ileal switch (SADIS): A systematic review of efficacy and safety. Obesity Surgery. 28 (1), 104-113 (2018).
  8. Rao, R. S., Rao, V., Kini, S. Animal models in bariatric surgery--a review of the surgical techniques and postsurgical physiology. Obesity Surgery. 20 (9), 1293-1305 (2010).
  9. Lutz, T. A., Bueter, M. The use of rat and mouse models in bariatric surgery experiments. Frontiers in Nutrition. 3, 25 (2016).
  10. Baud, G., et al. Bile diversion in Roux-en-Y Gastric Bypass modulates sodium-dependent glucose intestinal uptake. Cell Metabolism. 23 (3), 547-553 (2016).
  11. Blanchard, C., et al. Sleeve gastrectomy alters intestinal permeability in diet-induced obese mice. Obesity Surgery. 27 (10), 2590-2598 (2017).
  12. Ayer, A., et al. Techniques of sleeve gastrectomy and modified Roux-en-Y Gastric Bypass in mice. Journal of Visualized Experiments. (121), e54905 (2017).
  13. Wang, T., et al. Comparison of diabetes remission and micronutrient deficiency in a mildly obese diabetic rat model undergoing SADI-S versus RYGB. Obesity Surgery. 29 (4), 1174-1184 (2019).
  14. Wu, W., et al. Comparison of the outcomes of single anastomosis duodeno-ileostomy with sleeve gastrectomy (SADI-S), single anastomosis sleeve ileal (SASI) bypass with sleeve gastrectomy, and sleeve gastrectomy using a rodent model with diabetes. Obesity Surgery. 32 (4), 1209-1215 (2022).
  15. Laura, M., et al. Establishing a reproducible murine animal model of single anastomosis duodenoileal bypass with sleeve gastrectomy (SADl-S). Obesity Surgery. 28 (7), 2122-2125 (2018).
  16. Meoli, L., et al. Intestine-specific overexpression of LDLR enhances cholesterol excretion and induces metabolic changes in male mice. Endocrinology. 160 (4), 744-758 (2019).
  17. Abu El Haija, M., et al. Toll-like receptor 4 and myeloid differentiation factor 88 are required for gastric bypass-induced metabolic effects. Surgery for Obesity and Related Diseases. 17 (12), 1996-2006 (2021).
  18. Kumar, S., et al. Lipocalin-type prostaglandin D2 synthase (L-PGDS) modulates beneficial metabolic effects of vertical sleeve gastrectomy. Surgery for Obesity and Related Diseases. 12 (8), 1523-1531 (2016).
  19. Heffron, S. P., et al. Changes in lipid profile of obese patients following contemporary bariatric surgery: A meta-analysis. The American Journal of Medicine. 129 (9), 952-959 (2016).
  20. Carswell, K. A., Belgaumkar, A. P., Amiel, S. A., Patel, A. G. A systematic review and meta-analysis of the effect of gastric bypass surgery on plasma lipid levels. Obesity Surgery. 26 (4), 843-855 (2016).
  21. Surve, A., Zaveri, H., Cottam, D. Retrograde filling of the afferent limb as a cause of chronic nausea after single anastomosis loop duodenal switch. Surgery for Obesity and Related Diseases. 12 (4), 39-42 (2016).
  22. Uysal, M., et al. Caecum location in laboratory rats and mice: an anatomical and radiological study. Laboratory Animals. 51 (3), 245-255 (2017).
  23. Sánchez-Pernaute, A., et al. Single-anastomosis duodeno-ileal bypass with sleeve gastrectomy: metabolic improvement and weight loss in first 100 patients. Surgery for Obesity and Related Diseases. 9 (5), 731-735 (2013).
  24. Wei, J. H., Yeh, C. H., Lee, W. J., Lin, S. J., Huang, P. H. Sleeve gastrectomy in mice using surgical clips. Journal of Visualized Experiments. (165), e60719 (2020).
  25. Ying, L. D., et al. Technical feasibility of a murine model of sleeve gastrectomy with ileal transposition. Obesity Surgery. 29 (2), 593-600 (2019).
  26. Bruinsma, B. G., Uygun, K., Yarmush, M. L., Saeidi, N. Surgical models of Roux-en-Y gastric bypass surgery and sleeve gastrectomy in rats and mice. Nature Protocols. 10 (3), 495-507 (2015).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

192

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены