Nicht-invasive Ultraschalluntersuchung der Progression des Endometriumkarzinoms bei Pax8-gerichteter Deletion der Tumorsuppressoren Arid1a und Pten in Mäusen

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Beobachtung des Fortschreitens morphologischer Veränderungen im Laufe der Zeit im Uterus in einem induzierbaren Mausmodell des Endometriumkarzinoms mittels Ultraschallbildgebung mit Korrelation zu groben und histologischen Veränderungen.

Zusammenfassung

Gebärmutterkrebs kann aufgrund der einfachen Handhabung und genetischen Manipulation in diesen Modellen an Mäusen untersucht werden. Diese Studien beschränken sich jedoch oft auf die postmortale Beurteilung der Pathologie bei Tieren, die zu mehreren Zeitpunkten in verschiedenen Kohorten eingeschläfert wurden, was die Anzahl der für eine Studie benötigten Mäuse erhöht. Die Bildgebung von Mäusen in Längsschnittstudien kann das Fortschreiten der Krankheit bei einzelnen Tieren verfolgen und so die Anzahl der benötigten Mäuse reduzieren. Fortschritte in der Ultraschalltechnologie haben es ermöglicht, Veränderungen im Mikrometerbereich in Geweben zu erkennen. Ultraschall wurde verwendet, um die Follikelreifung in den Eierstöcken und das Wachstum von Xenotransplantaten zu untersuchen, aber nicht auf morphologische Veränderungen in der Gebärmutter der Maus. Dieses Protokoll untersucht die Gegenüberstellung von Pathologie und In-vivo-Bildgebungsvergleichen in einem Mausmodell für induziertes Endometriumkarzinom. Die im Ultraschall beobachteten Merkmale stimmten mit dem Grad der Veränderung überein, der in der groben Pathologie und Histologie beobachtet wurde. Es wurde festgestellt, dass Ultraschall die beobachtete Pathologie in hohem Maße prädiktiv darstellt und die Einbeziehung der Ultraschalluntersuchung in Längsschnittstudien von Gebärmuttererkrankungen wie Krebs bei Mäusen unterstützt.

Einleitung

Mäuse sind nach wie vor eines der wichtigsten Tiermodelle für Fortpflanzungsstörungen ^1,2,3. Es gibt mehrere genetisch veränderte oder induzierte Nagetiermodelle für Eierstock- und Gebärmutterkrebs. Diese Studien stützen sich in der Regel auf mehrere Kohorten, die zu unterschiedlichen Zeitpunkten euthanasiert wurden, um longitudinale Trends in morphologischen und pathologischen Veränderungen zu erfassen. Dadurch wird verhindert, dass kontinuierlich Daten über die Krebsentwicklung einer einzelnen Maus gewonnen werden können. Darüber hinaus basieren Interventionsstudien ohne Kenntnis des individuellen Krankheitsverlaufs der Maus auf vorgegebenen Zeitpunkten und gemittelten Ergebnissen früherer Kohorten und nicht auf individuellen Schwellenwerten für den Nachweis der Progression bei einem bestimmten Tier ^4,5. Daher sind bildgebende Ansätze erforderlich, die eine longitudinale Beurteilung in lebenden Tieren ermöglichen, um präklinische Modelle für die Erprobung neuer Medikamente oder Wirkstoffe zu erleichtern und das Verständnis der Pathobiologie zu beschleunigen und gleichzeitig die Genauigkeit und Reproduzierbarkeit zu erhöhen⁶.

Die Ultraschallbildgebung (US) ist eine attraktive Methode für die longitudinale Überwachung der Progression von Gebärmutterkrebs bei Mäusen, da sie im Vergleich zu anderen bildgebenden Verfahren relativ einfach und kostengünstig ist, einfach durchzuführen ist und eine bemerkenswerte Auflösung aufweisen kann ^6,7. Diese nicht-invasive Modalität kann Merkmale im Mikrometerbereich bei wachen Mäusen oder bei Mäusen unter kurzer Sedierung mit einer 5-10-minütigen Untersuchung erfassen. Die Ultraschallmikroskopie wurde als Methode zur Messung der Entwicklung der Ovarialfollikel ^{der Maus 8} und des Wachstums von implantierten oder induzierten Neoplasien^validiert 9,10,11. Hochfrequenz-US wurde auch für perkutane intrauterine Injektionen¹² und die Beobachtung der Uterusveränderung von Ratten während des Brunstzyklus¹³ verwendet. Hochfrequenz-US kann mit Mäusen verwendet werden, die auf speziellen stationären Plattformen gehalten werden, wobei ein Schienensystem verwendet wird, um den Wandler/die Sonde zu halten, um hochauflösende Bilder mit standardisierter Position und Druck aufzunehmen. Diese Geräte sind jedoch nicht an allen Einrichtungen verfügbar. Tragbare Schallkopf-Scanmethoden können mit weniger speziellen Geräten übernommen und sowohl für die klinische Diagnostik als auch für Forschungsanwendungen an Mäusen verwendet werden.

Es bleibt die Frage, ob die US-Bildgebung mit tragbaren Hochfrequenzsonden verwendet werden könnte, um die Entwicklung von Gebärmutterkrebs über mehrere Wochen zu überwachen. Ähnlich wie der Darm ist der Uterus von Nagetieren eine dünnwandige, schlanke Struktur, die innerhalb des Bauches sehr beweglich ist und durch mehrere Gewebetiefen angrenzt, was die Bildgebung schwieriger macht als bei relativ unbeweglichen Organen wie den Nieren. Ziel dieser Studie war es, die Korrelation zwischen dem mittels Ultraschall beobachteten Gewebe und der Histopathologie herzustellen, Orientierungspunkte für die Lokalisierung des Uterus der Maus zu definieren und die Durchführbarkeit der longitudinalen Beurteilung von Endometriumkarzinomen zu bestimmen. In dieser Studie werden Daten präsentiert, die eine qualitative Übereinstimmung zwischen dem Erscheinungsbild der Uteri in den USA und der Histopathologie sowie der seriellen Bildgebung von Mäusen über mehrere Wochen zeigen. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass tragbare US zur Überwachung der Entwicklung von Endometriumkrebs bei Mäusen verwendet werden kann, wodurch die Möglichkeit geschaffen wird, individuelle Längsschnittdaten von Mäusen zu sammeln, um Gebärmutterkrebs zu untersuchen, ohne dass spezielle Geräte erforderlich sind.

Protokoll

Alle Verfahren und Experimente mit Mäusen wurden nach Protokollen durchgeführt, die vom Johns Hopkins Animal Care and Use Committee genehmigt wurden. Für alle Eingriffe wurde geeignete PSA getragen, einschließlich Handschuhen und Einweg-Isolationskitteln. Beim Umgang mit scharfen und scharfen Gegenständen wurden Vorsichtsmaßnahmen getroffen, die sofort nach Gebrauch ordnungsgemäß in Behältern für scharfe Gegenstände entsorgt wurden. In der Materialtabelle finden Sie Details zu allen Materialien und Geräten, die in diesem Protokoll verwendet werden.

1. Induktion von Endometriumkarzinom bei iPAD-Mäusen (induzierbares Pten, Arid1a-Doppeldeletion ) mit Doxycyclin

1. 10 transgene Pax8-Cre-Arid1a-Pten-Mäuse mit doppelter Deletion (iPAD) (Abbildung 1) auf einem gemischten genetischen Hintergrund (129S, BALB/C, C57BL/6), wie zuvor beschrieben¹⁴.
2. Erfassen Sie vor der Behandlung mit Doxycyclin Basis-Ultraschallbilder (2D) der Eierstöcke, des Eileiters und der Gebärmutter jeder Maus.
3. Den weiblichen iPAD-Mäusen wird ab einem Alter von 7-8 Wochen für mindestens 2 Wochen ausschließlich Doxycyclin-haltiges Mäusefutter (Doxycyclin-Hyclat mit 625 mg/kg Futter) verabreicht, um eine Gendeletion zu induzieren.

2. Einrichten der Ausrüstung

1. Schalten Sie das Heizkissen ein und decken Sie es mit einem sauberen, saugfähigen Pad ab (Zieltemperatur: 38 °C).
2. Vergewissern Sie sich, dass der Isofluran-Verdampfer und der_O2-Tank ausreichend gefüllt sind. Nachfüllen und ersetzen, wenn der Inhalt niedrig ist.
3. Schließe die Induktionskammer, den Nasenkegel und das Spülsystem an den Vaporizer an.
4. Stellen Sie das Ultraschallgerät auf.
   1. Wählen Sie einen Schallkopf (Sonde) mit einem Bereich von 32-56 MHz bzw. bis zu 70 MHz für die Bildgebung der Gebärmutter bzw. des Eierstocks.
   2. Schließen Sie die Sonde an und schalten Sie die Maschine ein.
   3. Verwenden Sie nach dem Systemstart die Systemsteuerung, um sich mit den Benutzeranmeldeinformationen anzumelden und auf den Startbildschirm zuzugreifen.
   4. Gehen Sie auf dem Startbildschirm zur Registerkarte Anwendungen und wählen Sie Mausmodus (klein) Bauch.
   5. Klicken Sie auf Scannen , um zum Startbildschirm zurückzukehren, und warten Sie, bis ein Live-Bild angezeigt wird.
   6. Wählen Sie B-Modus aus den Optionen in der linken Symbolleiste.
   7. Klicken Sie auf Weitere Steuerelemente , um zusätzliche Werkzeuge zur Bildverfeinerung anzuzeigen, z. B. Bildverstärkung und -tiefe, oder um die Einstellungen für die Clip-Aufnahme anzupassen, z. B. die Anzahl der Bilder pro Sekunde.
   8. Sobald Sie die Bildeinstellungen ausgewählt haben, kehren Sie zum Startbildschirm zurück, indem Sie auf Scannen klicken.
5. Schalten Sie den O_2-Tank ein, leiten Sie den Durchfluss in die Induktionskammer und stellen Sie die Durchflussmenge auf 1 l/min ein.

3. Vorbereitung von Mäusen für das Ultraschall-Screening, einschließlich Haarentfernung

1. Legen Sie eine Maus in die Induktionskammer. Stellen Sie den Isofluran-Verdampfer für die Anästhesieeinleitung auf 2%-3% vol/vol ein.
2. Bestimmen Sie die angemessene Anästhesietiefe durch mangelnde Reaktion auf Zehenkneifen und eine Atemfrequenz von etwa 1-2 Atemzügen/s.
3. Tragen Sie steriles ophthalmologisches Gleitmittel auf jedes Auge auf. Entfernen Sie das Fell vom Rücken und Bauchmuskel zwischen der letzten Rippe und dem Becken mit einer Haarschneidemaschine in geeigneter Größe.
4. Tragen Sie eine dünne Schicht Enthaarungscreme auf die abzubildenden ventralen und dorsalen Regionen auf (falls erforderlich).
5. Legen Sie die Maus für ca. 3-5 Minuten wieder in die Induktionskammer, um die angemessene Anästhesietiefe aufrechtzuerhalten, während die Enthaarungscreme die Haare entfernt. Wischen Sie die Creme nach ≤4 Minuten vorsichtig mit einem sauberen, feuchten Papiertuch ab.
   Anmerkungen: Längerer Kontakt mit Enthaarungscreme ist reizend und kann Hautläsionen verursachen.

4. Intraperitoneale Injektion von Flüssigkeit zur Erhöhung des Kontrasts zwischen den Organen

1. Erwärmen Sie eine 3-10-ml-Spritze, die mit steriler isotonischer Flüssigkeitslösung (z. B. sterile 0,9%ige NaCl- oder Laktatringerlösung) gefüllt ist, auf 35-40 °C, indem Sie sie einige Minuten lang zwischen ein Heizkissen und ein saugfähiges Pad legen. Stellen Sie eine Flasche Ultraschallgel auf das Heizkissen, wenn das Gerät keinen Wärmer hat.
2. Bei einer 20-25 g schweren Maus werden 1-2 ml Lösung in die Bauchhöhle injiziert.
   1. Befestigen Sie die Maus am Genick in einer Hand und legen Sie das Ventrum frei.
   2. Halten Sie die Maus in einem Winkel von ~20°, wobei die Nase auf den Boden zeigt, um die Organe aufgrund der Schwerkraft kranial zu lenken.
   3. Mit einer kleinen Nadel (25 G, 5/8 Zoll lang, Tuberkulinspritze) durch die Haut und die Bauchdecke des kaudalen rechten Quadranten des Abdomens punktieren.
   4. Vor der Injektion von Flüssigkeiten mit minimalem Druck zurückziehen, um eine Injektion in die Gefäße oder den Magen-Darm-Trakt zu vermeiden. Wenn Blut oder anderes Material in die Spritze eindringt, entfernen Sie die Nadel. Verwenden Sie eine neue Nadel und Spritze und versuchen Sie es erneut an einer etwas anderen Position.
3. Wenn die Maus während der Injektionen aufwacht, legen Sie sie zur Narkose mit 2%-3% vol/vol Isofluran wieder in die kleine Induktionskammer.

5. Ultraschallbildgebung aus dorsalem Zugang

1. Positionieren Sie die Maus ventral liegend auf dem absorbierenden Pad über einem Heizkissen (Abbildung 2A-C).
2. Platzieren Sie einen Nagetiernasenkegel sicher über der Nase und der Schnauze der Maus. Halten Sie die Anästhesietiefe mit Isofluran aufrecht, das durch den Nasenkegel bei 1 % bis 2 Vol.-% in 100 %_O2 abgegeben wird. Tragen Sie bei Bedarf steriles ophthalmologisches Gleitmittel auf jedes Auge auf.
3. Überwachen Sie die Maus auf eine regelmäßige Atemfrequenz (1-2/s) und eine fehlende Zehenkneifreaktion, um anzuzeigen, ob die Anästhesie angepasst werden muss.
4. Geben Sie eine kleine Menge (~0,5-1 ml) des vorgewärmten Ultraschallgels abaxial (lateral) auf die Wirbelsäule auf beiden Seiten der anästhesierten Maus, zwischen der letzten Rippe und dem Becken.
5. Geben Sie eine kleine Menge Gel auf die Ultraschallsonde.
6. Platzieren Sie die Sonde parallel zu den Wirbeln mit der Vorderseite der Sonde auf der kranialen Seite. Auf dem Sondenkopf befindet sich eine Anzeigemarkierung, die die richtige Sondenausrichtung anzeigt. Notieren Sie den Tag, die Uhrzeit, die Tier-ID, die Sondenausrichtung und die Tierseite (rechts, links, dorsal, ventral) für jeden neuen Satz von Bildern, die erfasst werden.
7. Scannen Sie mit einer Maus in ventraler Lage (Rückenhaut, die die Sonde berührt) langsam den Bereich nach dem Nieren-Orientierungspunkt ab (Abbildung 2B und Abbildung 3). Mit Blick auf die Niere ziehen Sie die Sonde kaudal, um den Eierstock zu finden - eine leicht echoarme ovale bis runde Struktur (Abbildung 4A, B) innerhalb eines sehr echoarmen ovariellen Fettpolsters, das kranio-ventral von der Niere und dorso-lateral von der dorsalen Bauchwand begrenzt wird.
   Anmerkungen: Der Druck kaudal und seitlich des Eierstocks kann den Eierstock näher an die Bauchdecke und weg von den Darmschlingen lenken. Der Eierstock ist anatomisch an der dorsalen Bauchdecke positioniert, gerade ventral und lateral der epaxialen Muskeln und kaudal zur Niere.
8. Passen Sie die Signalverstärkung mit dem Schieberegler am unteren Rand des Steuerungsbildschirms an, um den Bildkontrast zu verbessern.
9. Um die Darstellung der Niere zu verbessern, üben Sie mit einem Finger Druck auf den kontralateralen Bauch aus. Variieren Sie den Druck und den Winkel von direkt parallel zur Wirbelsäule bis ~20° ventral.
10. Sobald das gewünschte Organ sichtbar ist, sammeln Sie ein Video, indem Sie auf "Clip speichern" oder "Aufnahme starten" und dann auf "Aufnahme stoppen" klicken, wenn Sie fertig sind, um die Bilder bei einer voreingestellten Anzahl von Bildern beizubehalten.
11. Speichern Sie einzelne Frames aus einem Livebild oder einer Aufnahme mit der Schaltfläche "Frame speichern ".
12. Um die Gebärmutter abzubilden, ziehen Sie die Sonde kaudal, bis sich der Eierstock im kranialsten Aspekt des Sichtfeldes befindet. Variieren Sie den Druck und den Winkel der Sonde, bis die Gebärmutter sichtbar ist.
13. Wiederholen Sie die Video- und Bildsammlung für jedes Organ von Interesse.
14. Der Uterus verläuft in Längsrichtung entlang der dorsalen Bauchdecke, wobei auch die seitliche Beinmuskulatur zu sehen ist (Abbildung 4B).
    HINWEIS: Die Größe der Gebärmutter und der Lumendurchmesser können je nach Brunstphase und Krankheitszustand variieren.
15. Überwachen Sie das Gewebe auf peristaltische Bewegungen, um die Darmschlingen von den stationären Hörnern der Gebärmutter zu unterscheiden.

6. Sammeln Sie Bilder von einem ventralen Zugang

1. Legen Sie die Maus in die Rückenlage und überprüfen Sie, ob die Augenbefeuchtung ausreichend ist und die Schnauze sicher im Nasenkegel sitzt (Abbildung 2A).
2. Tragen Sie eine kleine Menge (~0,5-1 ml) des vorgewärmten Ultraschallgels auf den ventralen Abdomen auf und setzen Sie die Sonde an der Mittellinie direkt am Schädel des Schambeins an, um die Blase als echoarmen Orientierungspunkt zu lokalisieren (Abbildung 5).
   HINWEIS: Wenn die Blase zu groß ist und die Bildgebung der Gebärmutter verdeckt, kann sanfter Druck auf den Unterbauch ausgeübt werden, um Urin abzupumpen.
3. Ziehen Sie die Sonde seitlich zur Blase, um die Gebärmutterhörner zu finden. Üben Sie leichten digitalen Druck von einer oder beiden Seiten der Maus aus, um die Hörner in das Sichtfeld zu bringen. Halten Sie die Sonde senkrecht zur Maus und scannen Sie beide Seiten des Bauches, um Queransichten (Querschnitte) beider Hörner zu erfassen. Drehen Sie die Sonde, um sagittale Ansichten aufzunehmen.
4. Wischen Sie die Maus nach dem Ultraschall mit einem Papiertuch vom Gel ab und legen Sie sie zur Erholung in ihren Käfig zurück. Mäuse sind in 2-5 Minuten vollständig wach. Sobald sie vollständig wach und gehfähig ist, bringen Sie die Maus in den Tierraum zurück.
   Anmerkungen: Ein Heizkissen bei schwacher Hitze kann unter den Käfig gelegt werden, um den Käfig für die Erholung zu erwärmen.
5. Am experimentellen oder humanen Endpunkt wird die Maus eingeschläfert. Idealerweise schläfern Sie die Maus im häuslichen Käfig ein, um Stress abzubauen. Alternativ können Sie die Maus auch in eine saubere Kammer legen. Fördern Sie unter Druck stehendes CO₂ mit einer Verdrängungsrate von 10 % bis 30 % des Kammervolumens pro Minute. Nach ca. 5 Minuten ohne sichtbare Atmung ist der Tod durch Zervixluxation zu bestätigen. Fahren Sie mit der abdominalen Nekropsie zur Tumorentnahme fort.

Ergebnisse

Pax8-Cre-Arid1a-Pten double deletion (iPAD) transgene Mäuse wurden auf einem gemischten genetischen Hintergrund (129S, BALB/C, C57BL/6) gehalten, wie zuvor beschrieben¹⁴. Die Mäuse wurden alle 2 Wochen lang mit einem Doxycyclin-Futter gefüttert, um die Cre-Rekombinase zu induzieren. In früheren Arbeiten unserer Gruppe wurde Doxycyclin durch Sonde¹⁴ dosiert; In dieser aktuellen Studie funktionierte die Doxycyclin-Futterinduktionsmethode jedoch effizient...

Diskussion

Dieses Protokoll untersucht den Nutzen von Ultraschall zur Beurteilung der morphologischen Veränderungen der Gebärmutter bei der Progression eines Adenokarzinoms in der Gebärmutter bei Mäusen. In dieser Studie wurden durch die Verfolgung der Induktion von Endometriumkarzinomen bei Mäusen in Längsrichtung die durch Ultraschall erfassten anatomischen Details als Indikatoren für grobe und histologische Pathologie identifiziert. Dies öffnet die Tür für den Einsatz von Längsschnittstudien mit einer kleineren Anzahl...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Reagents and Equipment Used for Animal Care
Rodent Diet (2018, 625 Doxycycline)	Envigio	TD.01306	Mouse Feed
Reagents and Equipment Used for Ultrasound Imaging
10 mL injectable 0.9% NaCl	Hospira, Inc	RL-7302	Isotonic Fluid
Absorbent Pad with Plastic Backing	Daigger	EF8313	Absorbant Pads
Anesthesia Induction Chambers	Harvard Apparatus	75-2029	Induction Chamber
Anesthetic absorber kit with absorber canister, holder, tubing, & adapters	CWE, Inc	13-20000	Nose Cone and Tubing
Aquasonic Clear Ultrasound Gel (0.25 Liter)	Parker Laboratoies	08-03	Ultrasound Gel
BD Plastipak 3 mL Syringe	BD Biosciences	309657	Syringe
F/Air Scavenger Charcoal Canister	OMNICON	80120	Scavenging System for Anesthesia
Isoflurane, USP	Vet One	502017	Anesthesia Agent
M1050 Non-Rebreathing Mobile Anesthesia Machine	Scivena Scientific	M1050	Anestheic Vaporizer
MX550S, 25-55 MHz Transducer, 15mm, Linear	VisualSonics	MX550S	Ultrasound Transducer (Probe)
Nair Hair Aloe & Lanolin Hair Removal Lotion - 9.0 oz	Nair		Depilliating Cream
Philips Norelco Multigroomer All-in-One Trimmer Series 7000	Philips North America	MG7750	Clippers
PrecisionGlide 25 G 1" Needle	BD Biosciences	305125	Needle
Puralube Ophthalmic Ointment	Dechra	17033-211-38	Lubricating Eye Drops
Vevo 3100 Imaging System	VisualSonics	Vevo 3100	Ultrasound Machine
Vevo LAB 5.6.1	VisualSonics	Vevo LAB 5.6.1	Ultrasound Analysis Software
Vinyl Heating Pad with cover, 12 x 15"	Sunbeam	731-500-000R	Heating Pad
Wd Elements 2TB Basic Storage	Western Digital Elements	WDBU6Y0020BBK-WESN	Data Storage
Reagents and Equipment Used for Immunohistochemistry
10% w/v Formalin	Fischer Scientific	SF98-4	Tissue Fixation Buffer
Animal-Free Blocker and Diluent, R.T.U.	Vector Laboratories Inc.	SP5035	Antibody Blocker
Charged Super Frost Plus Glass Slides	VWR	4831-703	Tissue Mounting Slides
Citrate Buffer	MilliporeSigma	C9999-1000ML	Epitope Retrival Buffer (pTEN)
Cytoseal – 60	Thermo Scientific	8310-4	Resin for Slide Sealing
Gold Seal Cover Glass	Thermo Scientific	3322	Coverslide
Harris Modified Hematoxylin	MilliporeSigma	HHS32-1L	Counterstain Buffer
Hybridization Incubator (Dual Chamber)	Fischer Scientific	13-247-30Q	Oven to Melt Parraffin
ImmPACT DAB Substrate, Peroxidase (HRP)	Vector Laboratories Inc.	SK-4105	Signal Development Substrate
ImmPRESS HRP Goat Anti-Rabbit IgG Polymer Detection Kit, Peroxidase	Vector Laboratories Inc.	MP-7451	Secondary IHC Antibody
Oster 5712 Digital Food Steamer	Oster	5712	Vegetable Steamer for Epitope Retrival
rabbit mAB anti-ARID1a	abcam	ab182560	Primary IHC Antibody (1:1,000)
rabbit mAB anti-PTEN	Cell Signaling	9559	Primary IHC Antibody (1:100)
Scotts Tap Water Substitute	MilliporeSigma	S5134-100ML	"Blueing" Buffer
Tissue Path IV Cassette	Fischer Scientific	22272416	Tissue Fixation Cassette
Trilogy Buffer	Cell Marque	920P-10	Epitope Retrival Buffer (ARID1a)