iatrogene Schädigung rekapituliert: Elektroexzisionstechnik zur Modellierung der Harnröhrenstriktur bei Ratten

Zusammenfassung

In dieser Studie präsentieren wir ein neuartiges, effizientes und stabiles Rattenmodell der Harnröhrenstriktur, das durch Elektroexzision der Harnröhre der Ratte erzeugt wurde und die in klinischen Umgebungen beobachtete iatrogene Schädigung effektiv simuliert.

Zusammenfassung

Die Harnröhrenstriktur (US) ist eine häufige klinische Erkrankung in der Urologie, die durch eine hohe Prävalenz und Morbidität in allen Altersgruppen gekennzeichnet ist. Die derzeitigen Behandlungen für US, wie z. B. Harnröhrenerweiterung und innere Urethrotomie, können die Erkrankung nicht vollständig beheben und sind mit hohen Rezidiv- und Komplikationsraten verbunden.

Darüber hinaus ist die Pathogenese der US nicht gut verstanden. Um die Pathogenese der US zu erforschen und neue therapeutische Strategien zu entwickeln, ist es entscheidend, ein standardisiertes Rattenmodell zu etablieren, das die klinischen Manifestationen genau widerspiegelt. Diese Studie skizziert eine einfache und wiederholbare Methode zur Induktion von US bei Ratten mit einem elektrischen Hochfrequenzmesser. Bei der Methode wird mit dem elektrischen Messer ein Längsschnitt vorgenommen, der auf einen unipolaren Mischschnittmodus bei 4 W eingestellt ist, der eine erhebliche Schädigung der Harnröhre verursacht. Die histopathologische Analyse zeigt eine Verdickung des Urothels, eine entzündliche Infiltration und unorganisierte Kollagenfasern. Dieses Modell repliziert effektiv iatrogene Schädigungen durch Elektroexzision in der Harnröhre der Ratte. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass diese Studie erfolgreich ein neues, effizientes und stabiles Rattenmodell für US etabliert, das das klinische Szenario genau nachahmt und ein wertvolles Werkzeug für die weitere Erforschung der Mechanismen und neuartigen Behandlungen für US darstellt.

Einleitung

Die Harnröhrenstriktur (USA) gehört zu den ältesten urologischen Erkrankungen und ist nach wie vor weit verbreitet. Jüngste Daten deuten darauf hin, dass es zwischen 229 und 627 Fälle von US pro 100.000 Männer^{gibt 1}. Diejenigen, die an US leiden, leiden unter einer Reihe von Symptomen, darunter Symptome der unteren Harnwege², Schmerzen³ und sexuelle Dysfunktion⁴. Es stehen verschiedene medizinische Behandlungen zur Verfügung, wie z. B. Urethrotomie, Urethroplastik und Dilatation⁵. Diese Behandlungen werden jedoch oft durch Probleme wie Blutungen, Infektionen und Inkontinenz erschwert, die zur Krankheitslast beitragen und unterschiedliche Rezidivraten aufweisen ^6,7. Folglich bleibt die Identifizierung der effektivsten Therapieansätze eine entscheidende Herausforderung, an der Forscher und Kliniker beteiligt sind.

US ist im Allgemeinen gekennzeichnet als eine Verengung der vorderen Harnröhre, die durch Fibrose und Vernarbung der Harnröhrenschleimhaut und des umgebenden Spongiosumgewebes verursacht^{wird 8}. Trotz seiner Prävalenz sind die Ursachen und Mechanismen, die der US zugrunde liegen, nur unzureichend verstanden, und es fehlt an geeigneten Tiermodellen für eine eingehende Studie. Iatrogene Verletzungen, hauptsächlich durch transurethrale Operationen, sind derzeit mit 41 % der Fälle die Hauptursache für US-amerikanische^{Verletzungen 9}. Daher sollte ein ideales Tiermodell für die US-Forschung häufige klinische Verletzungen genau replizieren, große genomische und proteomische Ähnlichkeiten mit dem Menschen aufweisen und sowohl Effizienz als auch Stabilität aufweisen. Ein solches Modell würde eine tiefere Untersuchung der Pathogenese der USA und die Entwicklung wirksamerer Behandlungen erheblich erleichtern.

Um den pathogenen Prozess und Mechanismus gängiger klinischer Typen zu untersuchen, wurden verschiedene Tiermodelle mit Großtieren wie Kaninchen^10,11, Hunden¹² und Schweinen^13,14 entwickelt, wobei Techniken wie Elektrokoagulation, Elektroresektion¹⁵ und Bleomycin-Injektionen¹⁶ angewendet wurden. Diese Modelle stehen jedoch aufgrund von Beschränkungen der Stichprobengröße und genetischen Unterschieden zum Menschen oft vor Herausforderungen. Darüber hinaus muss die Wirtschaftlichkeit des Einsatzes von Großtieren berücksichtigt werden; Trotz der hohen Kosten, die mit der täglichen Pflege verbunden sind, bergen Großtiere auch erhebliche Infektionsrisiken, die eine umfangreiche postoperative Betreuung und erhebliche Kosten erforderlich machen. Es ist gut dokumentiert, dass Nagetiere in vielen Organsystemen physiologische und pathologische Eigenschaften mit dem Menschen teilen. Eine kürzlich durchgeführte Studie hat eine Homologie zwischen den Harnwegszellen von Nagetieren und Menschen gezeigt¹⁷. Darüber hinaus sind die Kosten für Anschaffung, Unterbringung und postoperative Versorgung von Ratten deutlich niedriger als die von Großtieren¹⁸. Folglich wird ein Rattenmodell der USA als geeignet erachtet; Die Entwicklung solcher Modelle bei Ratten ist jedoch nur unzureichend beschrieben.

Frühere Studien haben chirurgische Instrumente wie Klingen oder Nadeln verwendet, um US in Rattenmodellen zu induzieren¹⁹. Dieser Ansatz wurde mit Risiken wie der Schädigung der periurethralen Blutgefäße in Verbindung gebracht, die zu erheblichen Blutungen führen. Die subjektive Natur dieser chirurgischen Eingriffe kann auch zu einer Variabilität im Ausmaß der mechanischen Verletzung führen, da es an quantitativen Kriterien für die Modellierung mangelt, was sich auf die Beurteilung der Ergebnisse der Harnröhrenreparatur in nachfolgenden therapeutischen Studien auswirken kann.

Vor diesem Hintergrund besteht ein klarer Bedarf, ein zusätzliches US-Rattenmodell zu entwickeln. Um ein effizientes, kostengünstiges und stabiles US-Modell bei Ratten zu etablieren, haben wir in unserer Forschung eine elektrische Hochfrequenz-Messermaschine eingesetzt. Dieses Modell wird weitere Untersuchungen der Mechanismen von US und die Bewertung neuer Therapieansätze erleichtern, bevor es zu klinischen Studien kommt.

Protokoll

In dieser Untersuchung wurden zwanzig 6 Monate alte männliche Sprague-Dawley-Ratten mit einem Gewicht von jeweils 400-500 g eingesetzt. Alle Tierbehandlungen wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Institutional Animal Care and Use Committee am Fifth Affiliated Hospital der Sun Yat-Sen University (Zulassungsnummer: 00349) durchgeführt. Die Tiere wurden in einer Anlage mit kontrollierten Temperatur- und Lichtverhältnissen untergebracht. Ein grundlegendes Merkmal der Harnröhrenstriktur ist die Entstehung von Narbenbildung innerhalb der Harnröhre. Basierend auf der etablierten Zeitachse für die Narbenbildung, die typischerweise innerhalb von 4 Wochen nach der Verletzung auftritt, haben wir das Vorhandensein von erkennbarem Narbengewebe in der Harnröhre zur 4-wöchigen postoperativen Markierung als experimentellen Endpunkt bestimmt.

1. Aufbereitung von chirurgischen Instrumenten

1. Bereiten Sie die folgenden chirurgischen Materialien vor: teflonbeschichteter Katheter (0,6 x 1 mm), resorbierbare Nähte (6-0), Nahtschere, Gewebezange, Nadelhaltezange, glatte Pinzette, elektrochirurgisches Hochfrequenzgerät (Abbildung 1), einschließlich der Blende des elektrischen Hochfrequenzmessers, des Hochfrequenz-Elektroschockmessers für chirurgische Elektroden und des anleitenden Stabs (siehe Materialtabelle).
2. Reinigen Sie den Operationsbereich mit Alkoholtupfern mit 75 % Ethanol.
3. Vorbereitung für die Verwendung eines elektrischen Hochfrequenzmessers im unipolaren elektrischen Schneidmodus.
   1. Schließen Sie das Hochfrequenz-Elektromesser über ein Netzkabel an das geerdete 220-V-Stromnetz an.
   2. Führen Sie den sterilisierten, handgesteuerten Messergriff und den leitfähigen Stab in die entsprechenden Sockel ein (Abbildung 1C).
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass alle Stromkabel fest angeschlossen sind, um die Sicherheit der Operation zu gewährleisten.

2. Vorbereitung des Tieres

1. Das Natrium-Pentobarbital (60 mg/kg) wird in eine Spritze aufgezogen.
2. Sichern Sie die Ratte, indem Sie mit der dominanten Hand ihren Schwanz fassen und mit der nicht dominanten Hand die Haut ihrer Ohren und ihres Halses festhalten, um sicherzustellen, dass sie fest fixiert ist.
3. Legen Sie den Unterbauch der Ratte frei und desinfizieren Sie den Bereich mit Wattebällchen, die in 75% Ethanol getränkt sind.
4. Führen Sie die Spritzennadel ca. 1-2 mm neben der Bauchmittellinie im Unterbauch ein und richten Sie sie in einem Winkel von 45° in die Bauchhöhle.
   HINWEIS: Sie werden einen Widerstandsverlust spüren, wenn die Nadel in das Peritoneum eindringt.
5. Ziehen Sie den Spritzenkolben vorsichtig zurück, um sicherzustellen, dass sich kein Blut oder Flüssigkeit in der Spritze befindet.
6. Injizieren Sie langsam das Natrium-Pentobarbital. Ziehen Sie die Nadel zurück, schließen Sie die Injektion ab und desinfizieren Sie die Stelle erneut mit Wattebällchen, die in 75% Ethanol getränkt sind.
7. Überwachen Sie den Atemrhythmus der Ratte und kneifen Sie ihre Hinterpfote, um nach Reflexen zu suchen.
   HINWEIS: Vergewissern Sie sich, dass die Atmung der Ratte gleichmäßig ist und dass sie keine Reflexe zeigt, bevor Sie mit der Operation fortfahren.
8. Drücken Sie die Erythromycin-Salbe aus und tauchen Sie ein Wattestäbchen in die Salbe. Tragen Sie die Salbe mit dem Wattestäbchen auf die Hornhaut beider Augen auf, um ein Austrocknen der Hornhaut während des Eingriffs zu verhindern.
9. Verwenden Sie einen Elektrorasierer, um den Unterbauch und den Damm zu rasieren, nachdem die Anästhesie bestätigt wurde.
10. Wischen Sie lose Haare mit einem mit Kochsalzlösung angefeuchteten Tuch von der rasierten Stelle ab.
11. Desinfizieren Sie den Bereich, indem Sie ihn zweimal mit einem in Jodophor getränkten Mullschwamm abwischen, um Hautreizungen zu minimieren.
12. Legen Sie die tiefnarkotisierte Ratte in Rückenlage auf ein auf 37°C eingestelltes Heizkissen. Stellen Sie die Sterilität während der chirurgischen Eingriffe sicher, indem Sie medizinische Handschuhe tragen.

3. Harnröhrenkatheterisierung und Verletzungsverfahren

1. Führen Sie den leitfähigen Stab in den Anus der Ratte ein, um einen effektiven geschlossenen Kreislauf für die elektrische Hochfrequenz-Messermaschine herzustellen (Abbildung 2A).
2. Katheterisieren Sie die Harnröhre der Ratte, um die Positionierung zu erleichtern und die Nachbearbeitungsschritte der Operation zu unterstützen.
   1. Schmieren Sie den Harnkatheter mit Paraffinöl.
   2. Lege den Penis frei, indem du die Haut um ihn herum zusammendrückst, um sie aus dem Bauch herauszuragen.
   3. Desinfizieren Sie den Penis der Ratte mit einem in Jodophor getränkten Mullschwamm.
   4. Öffnen Sie vorsichtig die Harnröhrenöffnung mit einer glatten Pinzette und führen Sie den geschmierten Katheter in die Harnröhre ein.
   5. Führen Sie den teflonbeschichteten Katheter vorsichtig im Rhythmus der Harnröhrenkontraktion in die Harnröhre ein. Vermeiden Sie ein gewaltsames Einführen (Abbildung 2B).
   6. Wenn Sie auf Widerstand stoßen, ziehen Sie den Penis vorsichtig zur ventralen Seite, um den Biegewinkel des Penis einzustellen, und schieben Sie den Katheter weiter in die Blase, bis der Urin abfließt (Abbildung 2C).
   7. Bestätigen Sie die erfolgreiche Katheterisierung, indem Sie sicherstellen, dass der Penis einen ungefähren 45°-Winkel mit dem Bauch bildet (Abbildung 2D).
3. Schalten Sie die elektrische Hochfrequenzmessermaschine ein, klicken Sie auf die Schaltflächen des Hochfrequenzmesserfelds, um den unipolaren Mischschnittmodus auszuwählen, und stellen Sie die Leistung auf 4 W ein, um die folgenden Schritte der Elektroexzidierung des Penis Schicht für Schicht durchzuführen.
4. Richten Sie den Schnitt mit dem Katheter aus. Drücken Sie den gelben Knopf am Griff des elektrochirurgischen Messers und machen Sie mit dem elektrischen Messer einen Schnitt entlang der Kathetermarkierungslinie von der Penishaut zur äußeren Schicht der Harnröhre, bis die Harnröhre freigelegt ist (Abbildung 3A,B).
   HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Sie die gelbe Taste für die Elektroexzision drücken, nicht die blaue Taste für die Elektrokoagulation.
5. Fahren Sie mit dem elektrischen Messer fort, indem Sie mit dem elektrischen Messer einen Längsschnitt von 0,5 cm in die Harnröhre vornehmen und dabei auf einen Querdurchmesser von 0,1 cm achten, bis der Katheter sichtbar ist (Abbildung 3C).
6. Vernähen Sie die Wunde und die oberflächliche Haut Schicht für Schicht mit resorbierbaren Nähten (6-0) mit durchgehenden oder unterbrochenen Nähten (Abbildung 3D, E).
7. Entfernen Sie den Harnröhrenkatheter und positionieren Sie den Penis neu (Abbildung 3F).
8. Schalten Sie das elektrische Hochfrequenzmesser aus und entfernen Sie den leitfähigen Stab aus dem Anus der Ratte.
9. Reinigen Sie das OP-Material mit alkoholischen Tüchern (75 % Ethanol).

4. Nachsorge

1. Legen Sie die Ratte auf ein erwärmtes Pad (37 °C) und überwachen Sie die Genesung von der Narkose genau. Achten Sie sorgfältig auf den körperlichen Zustand der Ratte, einschließlich Atemrhythmus, Körpertemperatur und Bewusstseinszustand.
   HINWEIS: Setzen Sie die Ratte nicht in ihren Käfig zurück, bis eine vollständige Genesung beobachtet wurde.
2. Halten Sie die Ratten in einem sauberen Käfig und füllen Sie die Wasserflasche mit morphinhaltigem Wasser (0,4 mg/kg) für die tägliche Schmerzbehandlung nach der Genesung.
3. Verabreichen Sie nichtsteroidale entzündungshemmende Arzneimittel (wie Carprofen, 0,5 mg/kg, subkutane Injektion) für die vollständige Genesung der Ratten von postoperativen Schmerzen.

5. Histologische Beurteilung

1. Vier Wochen nach der Operation den Miktionsreflex auslösen, indem Sie die Schwänze der Ratten anheben. Setzen Sie die Ratte in eine Euthanasiebox, öffnen Sie das CO_{2 -} Übertragungsventil und euthanasieren Sie die Ratten auf humane Weise mit einer Überdosis CO₂.
2. Schalten Sie das Ventil aus, nachdem Sie bestätigt haben, dass die Ratte bewegungslos ist und nicht atmet, und beobachten Sie, dass die Pupille erweitert ist. Beobachten Sie den körperlichen Zustand der Ratte 2 Minuten lang, um zu bestätigen, dass die Euthanasie erfolgreich war.
3. Nimm die Ratte aus der Euthanasiebox.
4. Reinigen Sie den Operationsbereich und die chirurgischen Materialien mit Tüchern, die in 75%igem Ethanol getränkt sind.
5. Präparieren Sie den Bauch, um den Status der Blasenfüllung zu beobachten und die gesamte Harnröhre zu entnehmen.
6. Nach der Ernte der Harnröhre die Ratte in einen Siegelbeutel geben und in einem 4 °C kühlen Kühlschrank für die Verarbeitung durch Labortechniker aufbewahren.
7. Bewerten Sie die US morphologisch auf grobe Pathologie, wobei Sie sich auf die Farbe und Glätte des Gewebes konzentrieren.
8. Färben Sie das Harnröhrengewebe mit Hämatoxylin und Eosin (H&E), um die Wundstruktur und die Urothelzellschicht sichtbar zu machen.
   1. Tauchen Sie die Objektträger zur Entparaffinisierung in Xylol (2 x 5 min).
   2. Rehydrieren Sie die Objektträger der Reihe nach in Ethanol (100% 1 x 3 min, 95% 1 x 3 min, 85% 1 x 3 min, 75% 1 x 3 min).
   3. Waschen Sie die Objektträger in entionisiertem Wasser (2 min).
   4. Färben Sie die Objektträger mit Hämatoxylin (10 min).
   5. Waschen Sie die Objektträger in entionisiertem Wasser (5 min).
   6. Differenzieren Sie die Proben mit einer Differenzierungslösung (40 s).
   7. Waschen Sie die Objektträger in entionisiertem Wasser (2 x 3 min).
   8. Färben Sie die Objektträger mit Eosin (2 min).
   9. Rehydrieren Sie die Objektträger in einer beliebigen Reihenfolge in Ethanol (100 % 1 x 3 s, 95 % 1 x 3 s, 85 % 1 x 3 s, 75 % 1 x 3 s)
   10. Tauchen Sie die Objektträger in 100% Ethanol (1 min) und transparentisieren Sie die Objektträger mit Xylol (2 x 1 min).
   11. Neutralen Balsam hinzufügen und mit dem Deckglas verschließen.
9. Tragen Sie Massons Trichrom-Färbung auf das Harnröhrengewebe auf, um die Kollagenfaserstruktur hervorzuheben.
   1. Tauchen Sie die Objektträger zur Entparaffinisierung in Xylol (2 x 5 min).
   2. Rehydrieren Sie die Objektträger der Reihe nach in Ethanol (100% 1 x 3 min, 95% 1 x 3 min, 85% 1 x 3 min, 75% 1 x 3 min).
   3. Waschen Sie die Objektträger in entionisiertem Wasser (2 min).
   4. Färben Sie die Objektträger in Weigert's Eisen-Hämatoxylin-Lösung (5 min).
   5. Waschen Sie die Objektträger in entionisiertem Wasser (5 min).
   6. Die Dias mit Biebrich Scarlet-Acid Fucshin einfärben (5 min).
   7. Waschen Sie die Objektträger in entionisiertem Wasser (2 x 3 min).
   8. Färben Sie die Objektträger mit Phosphomolybdsäurelösung (5 min).
   9. Legen Sie die Objektträger in Anilinblau-Lösung (5 min). Lösung verwerfen.
   10. Spülen Sie die Objektträger aus, dehydrieren Sie sie durch Alkohol und klären Sie sie in Xylol.
   11. Neutralen Balsam hinzufügen und mit dem Deckglas verschließen.
10. Führen Sie eine Immunfluoreszenzfärbung mit einem TGF-β-Antikörper durch, um die Urothelzellschicht zu beurteilen.
    1. Geben Sie den entsprechenden Antigen-Retrieval-Puffer in den Schnellkochtopf. Stellen Sie den Schnellkochtopf auf die Kochplatte und schalten Sie ihn auf volle Leistung ein.
    2. Sobald sie kochen, geben Sie die Objektträger aus dem Leitungswasser in den Schnellkochtopf. Lassen Sie den Herd mit kaltem Wasser überlaufen und erhitzen Sie die Objektträger 10 Minuten lang.
    3. Schalten Sie den Schnellkochtopf aus und entfernen Sie die Objektträger. Kühlen Sie die Objektträger auf Raumtemperatur ab.
    4. Waschen Sie die Objektträger mit PBS-Lösung.
    5. Markieren Sie die Ränder der Proben mit dem Flüssigblocker.
    6. Tauchen Sie die Dias 30 Minuten lang in PBS plus 0,3% Triton X-100.
    7. Waschen Sie die Objektträger in PBS unter leichtem Rühren (2 x 5 min).
    8. 10% Ziegenserum in PBS bei Raumtemperatur (60 min) einbinden.
    9. Aspirat-Blockierungspuffer und Inkubation mit dem Primärantikörper bei 4 °C über Nacht.
    10. Waschen Sie die Objektträger mit 1x PBS (3 x 5 min).
    11. Inkubieren Sie mit Fluorochrom-markierten Sekundärantikörpern, die in Antikörperverdünnungspuffer verdünnt sind.
    12. Waschen Sie die Objektträger mit 1x PBS (3 x 3 min).
    13. Montieren und versiegeln Sie die Objektträger.
11. Scannen Sie die gefärbten Objektträger digital mit einem 40-fach-Objektiv in einem Objektträgerscanner.
12. Analysieren Sie die Bilder und messen Sie die Dicke des Urothels mit der referenzierten Software (Table of Materials).
    1. Öffnen Sie die Software.
    2. Klicken Sie auf Lokaler Computer , um die gefärbten Diabilder auszuwählen.
    3. Klicken Sie auf Abstand messen , um die Dicke des Urothels zu messen.
    4. Notieren Sie die Daten über die Dicke des Urothels.

Ergebnisse

Das in dieser Studie skizzierte Protokoll etablierte erfolgreich eine stabile Harnröhrenstriktur bei Ratten und zeigte eine hohe Reproduzierbarkeit. Die durchschnittliche Dauer der Operationen betrug 20 Minuten, und während der Eingriffe traten keine technischen Probleme auf. Die Harnröhrenproben wurden 4 Wochen nach dem Eingriff erfolgreich entnommen.

In der Versuchsgruppe zeigten die Blasen der Ratten Anzeichen einer Überdehnung, im Gegensatz zur Kontrol...

Diskussion

Die USA stellen eine erhebliche Belastung für das Gesundheitswesen mit erheblichen wirtschaftlichen Auswirkungen dar, die sich sowohl auf das psychische als auch auf das physische Wohlbefinden negativ auswirken²⁰. Es besteht immer noch ein Bedarf an einer Behandlung, die uns nicht nur vollständig heilt, sondern auch wirksam ein Wiederauftreten verhindert.

In dieser Studie verwendeten wir ein Rattenmodell, um eine einfache und reproduz...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
absorbable sutures (6-0)	KERONG COMPANY	KR2230814
Animal operating pad	Provided by Guangdong Provincial Key Laboratory of Biomedical Imaging	NA
CaseViewer 2.4	3DHISTECH Ltd.
Carprofen	Sigma-Aldrich	MFCD00079028
CoraLite488-conjugated Goat Anti-Rabbit IgG(H+L)	Proteintech	SA00013-2
H&E Stain Kit	Abcam	ab150669
high-frequency electrosurgical unit	Beijing Taktvoll Technology Company	ES-100v
Masson staining kit	Merck	HT15
needle-holding pliers	RWD Life Science	S15001-11
Paraffin oil	NA	NA
smooth forceps	RWD Life Science	F13019-12
Sodium pentobarbital	Guangdong Provincial Key Laboratory of Biomedical Imaging	NA
Sprague–Dawley rat	Guangdong Medical Laboratory Animal Center	GDMLAC-035
suture scissors	RWD Life Science	S15001-11
Teflon coated catheter (0.6 mm x 1 mm)	DGZF new materials company	NA
TGF Beta 1 Polyclonal antibody	Proteintech	21898-1-AP
Tissue scissors	RWD Life Science	S13029-14