Mark McCauley wird durch ein NIH Mentor-Ausbildung zu gewähren 5T32HL066991-07 unterstützt Xander Wehrens wird durch NIH / NHLBI gewährt 1R01HL091947-01A209 und 3R01HL089598-03S109 unterstützt

1. Vorbereitung der Telemeter für Chirurgische Implantation <ol><li> Vor dem Einsetzen einer EKG-Entfernungsmesser in der Maus, ist es wichtig, sicherzustellen, dass die EKG-Entfernungsmesser ist steril und in einwandfreiem Zustand sind. New Telemetrie-Geräte sind in der Regel in einem sterilen Zustand vom Hersteller zur Verfügung gestellt. EKG-Entfernungsmesser bereitgestellt wiederverwendet werden das Gerät gereinigt wird mit Tergazyme 1% ige Lösung für mindestens 4 Stunden. Sie können den Entfernungsmesser mit sterilem Wasser abspülen nach der Reinigung mit Tergazyme. Darüber hinaus verwenden Wavicide-01 Desinfektionsmittel über Nacht auf die EKG-Entfernungsmesser zu sterilisieren. Achten Sie darauf, Desinfektionsmittel abwaschen mit sterilem Wasser 48 Stunden vor der Implantation in Mäuse. Shop in einem sterilen Behälter. </li><li> Überprüfen Sie die Entfernungsmesser führt für die Integrität sowohl der leitenden Drähten und die isolierende Hülle. Schalten Sie den Telemetrie-Sender mit Hilfe eines Magneten winkte innerhalb von 5 cm der Entfernungsmesser und testen Sie das Signal mit einem AM-Radio, Frequenz 530. Das Signal sollte stark und klar und sollte in der Intensität und Tonhöhe Manipulation der Drähte variieren. Notieren Sie die Modellnummer, die Entfernungsmesser Seriennummer und die EKG-Kalibrierwert. Hersteller empfehlen oft, dass der Entfernungsmesser sollte auf 24 Stunden vor der Implantation werden, siehe die Bedienungsanleitung für Ihren spezifischen Entfernungsmesser für weitere Einzelheiten. In diesem Beispiel werden wir ein Data Sciences International (DSI) Entfernungsmesser für die Implantation zu verwenden. </li><li> Telemeter führen Präparat kann, indem man die negative (weiß) führen zu ca. 3,5 cm und die positive (rot) bis 2,5 cm erreicht werden. Dies sind die optimalen Längen für die Implantation der negativen Blei in der rechten Brust, und positive Führung in der linken Unterbauch (siehe Abbildung 2). Als nächstes entfernen Sie die isolierende Hülle um 7 mm Draht freizulegen. Malen Sie das Ende des Metall-Führung mit sterilen Sekundenkleber, wie Vet-Bond, und fügen Sie führen Kappen, um das Metall Spitzen. Diese Kappen werden mit der Haut vermeiden Erosion durch Platzierung führen. Etwa 2-3 mm Metalldraht sollte für die elektrische Abfragung der einheimischen Herzrhythmus ausgesetzt werden. </li></ol> 2. Chirurgische Implantation des Telemeter <ol><li> Um sterile Technik in murine Operation verwenden, müssen Sie sterile Handschuhe, ein steriles Abdecktuch, und 6-0 Prolene Fäden. Sie werden auch 2 Paar sterilisierte Pinzette benötigt, 1 Paar blunt-ended Schere, ein Skalpell und Nadel-Treiber. Chirurgische Instrumente können in einer Glasperle Sterilisator erhitzt, um 250 Grad Celsius sterilisiert werden. Achten Sie darauf, sterilisieren und waschen Sie den Entfernungsmesser wie bisher vor dem Einsatz beschrieben. </li><li> Bereiten Sie die Maus für die Operation, indem Sie zuerst betäuben die Maus in eine Induktion Box mit 3% Isofluran in 0,5 l / min 100% O2. Verwenden Sie ein Heizkissen, wie ein T-Pumpe, die warmes Wasser zirkuliert, um die narkotisierten Maus Temperatur zu halten. Die Temperatur kann durch die rektale Sonde überwacht werden, falls gewünscht. Wenn die Maus ausreichend sediert, komplett rasiert den Bauch und die Brust der Maus mit elektrischen Haarschneider. Re-betäuben die Maus mit Isofluran vor der Übertragung die Maus, um eine konstante-Strömungsrohr, Rücken, Kopf und Schwanz abgewandten Richtung zu Ihnen. Band nach unten mit der Maus den Pfoten, um den beheizten OP-Tisch. Wischen Sie den Bauch mit einem Alkoholtupfer rasiert Haar zu entfernen und das Operationsfeld zu reinigen. Wenden Sie drei separate Schichten betadine mit Abstrichen auf den Bauch und Brust zu desinfizieren. Überprüfen Sie die korrekte Höhe der Anästhesie durch Druck auf die Maus Nagelbett. Nach der Maus wurde für Chirurgie vorbereitet worden, verwenden Sie sterile Handschuhe und Anwendung der sterilen Tuch auf das OP-Feld. </li><li> Intraperitoneal Entfernungsmesser Implantation bietet den Vorteil, Sportphysiologie Experimentieren. Für intraperitoneal Einfügung beginnen Operation mit einem Skalpell, um eine vertikale Mittellinie Schnitt in der Haut über dem Bauch etwa 2,5 cm in der Länge zu erstellen. Sie vorsichtig die Haut vor zugrunde liegende Bindegewebe mit blunt-ended Schere. Dann erstellen Sie eine vertikale Mittellinie Schnitt in der Linea alba, die über dem Bauchfell, etwa 1,5 cm in der Länge. Darüber hinaus erstellen Sie ein kleines Loch in das Bauchfell oberhalb (kranial), die peritoneale Inzision, die als Ventil für die subkutane führt dienen wird. Während der Durchführung der Operation, halten Sie die Operationsstelle feucht von gelegentlich tropfenden steriler Kochsalzlösung auf das OP-Feld. </li><li> Legen Sie die Entfernungsmesser in die rechte Bauchhöhle. Setzen Sie Zange in das Loch über dem Entfernungsmesser und ziehen Sie beide führt durch die Führung Loch, so dass sie aus dem Peritoneum hervorstehenden sind. Verwenden kontinuierliche 6-0 Prolene Fäden, um die 1,5 cm Peritonealdialyse vertikale Mittellinienschnitt schließen. </li></ol> 3. Lead-Implantation und Bauchdeckenverschluss <ol><li> Die EKG-Ableitungen sind in der Ableitung II-Konfiguration platziert. Das Blei mit dem weiß / transparenter Mantel negativ ist, und befindet sich im linken Oberbauch platziert. Erstellen Sie zunächst ein 0,5 cm Hautschnitt in der Maus oberen rechten Brust.Als Nächstes verwenden Sie das stumpfe Schere, einen Tunnel zurück zu schaffen, um den Bauchschnitt. Ziehen Sie die Führung durch den Tunnel und die Nutzung einem 6-0 Prolene Naht an der Spitze der Brustmuskel zu verankern. Achten Sie darauf, die Naht ist auf der exponierten Teil des Bleis, und schafft einen guten Kontakt zwischen Blei und darunter liegende Muskulatur. Verwenden Sie eine zweite Naht proximal zu den genannten ein, um die Führung an die Muskeln zu immobilisieren. Schließen Sie den Hautschnitt mit 6-0 Prolene Naht. </li><li> Der Pluspol (rot Mantel) ist in der linken Bauch unter dem linken Zwerchfell und unterhalb des Herzens gelegt. Das Blei wird auf die zugrunde liegende Peritonealgewebe von 6-0 Prolene Naht verankert und sollte guten Kontakt mit der Peritonealgewebe haben. Ein weiterer Einschnitt wird in diesem Schritt nicht notwendig, da die Website von Blei-Implantation ist in der Nähe der vertikalen Inzision in der Mittellinie, so kann leicht mit den vorhandenen OP-Feld zugegriffen werden. Beachten Sie, dass die peritoneale Gewebe angehoben müssen, um eine Perforation der zugrunde liegenden Darm zu vermeiden. </li><li> Schließen Sie die Bauchfaszie und die Haut nacheinander mit 6-0 Prolene in Schichten. </li></ol> 4. Post-operative Betreuung <ol><li> Geben Sie mit der Maus 0,1 ml [1 mg / mL] Buprenorphin zur Analgesie unmittelbar nach der Operation. Lassen Sie die Maus, um sich von der Operation auf einem Heizkissen erholen. Wenn die Maus längere Chirurgie&gt; 30 min, oder wenn mit der Maus erscheint trocken, können Sie 0,2-0,3 ml sterile Kochsalzlösung in das Bauchfell zur Rehydration spritzen musste. Für die weitere postoperative Analgesie ist es üblich, Mäuse mit Buprenorphin zweimal täglich für drei Tage, und dann als alle acht Stunden benötigt. </li><li> Reinigen Sie betadine mit einem Alkoholtupfer, um postoperative Irritationen zu vermeiden. Denken Sie daran, die post-operative Gewicht für die anschließende Bestimmung der post-chirurgischen Gesundheitsakte. </li><li> 8-24 Stunden nach der Operation, verhält sich die Maus zusätzliche Analgesie mit Buprenorphin, wenn nötig, da dies Schmerzen verringern und führen Platzierung Ausfall von Maus krallte sich in der post-OP-Gebiet. </li></ol> 5. Repräsentative Ergebnisse Wenn richtig ausgeführt, sollte die Maus Baucheinstiche geschlossen haben bei subkutaner führt unter der Haut. Normalerweise dauert der Maus 10-30 Minuten, um aus der Narkose zu erholen. Es dauert ca. 7-10 Tage, bevor die Mäuse vollständig von der Operation erholt haben, als durch Wiederherstellung der postoperativen Gewichtsabnahme und eine Normalisierung der Mobilität bewiesen. Die häufigste Komplikation nach der Operation ist die Erosion des Körpers führt durch die Haut in den ersten 10 Tagen nach der Operation. Diese häufige Komplikation kann durch fest haftende subkutane führt zu subkutanen Gewebe-oder Bauchfell vermieden werden. Diese Technik vermeidet slack führt, die Druck und Reibung auf der Haut zu schaffen, wenn die Maus ambulates. Obwohl weniger häufig, Infektionen und Sepsis können von Fehlern in einer sterilen Technik oder unvollständige Reinigung verwendet Entfernungsmesser auftreten. EKG-Ausgabe können von einem Empfänger-Matrix mit Datenerfassungs-Software, wie zB Data Sciences International (DSI) gekoppelt aufgezeichnet werden. Waveform Ergebnisse sollten einen klar definierten P-Welle, bezeichnet atriale Depolarisation, und auch eine QRS-Welle, die ventrikuläre Depolarisation bedeutet, wie in Abbildung 3 dargestellt. Eine gute Qualität EKG-Kurve sollte einen klar definierten P-Welle vor einer klar definierten QRS-Welle in einem Verhältnis von 1:1. Es sollte geringe Hintergrundsignal und RR-Intervalle sollten in Wildtyp-Mäusen regelmäßig. Eine schlechte Qualität EKG-Kurve kann undeutliche P oder QRS-Wellen, oder Hintergrund-Signal, das zu machen nachfolgenden Computer-Analyse schwierig sein kann. Eine schlechte EKG-Kurve kann durch Re-Implantation Entfernungsmesser führt, in der Regel ein zu einer Zeit fixiert werden. Zum erneuten Implantat ein Entfernungsmesser führen, statt mit der Maus in Narkose und mit OP-Technik, einen Einschnitt in die Haut direkt über dem Blei in Frage. Wenn die Führung zugegriffen wird, schneiden Sie die Naht Verankerung der Führung, und verschieben Sie die Führung an die gewünschte Position vor Anker wieder die Führung. Schließlich, in der Nähe der Operationsstelle mit 6-0 Prolene. <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1: Ein Beispiel für ein kleines Tier Entfernungsmesser mit positiven und negativen führt. Im Allgemeinen ist das rote Kabel der Pluspol und der Bleiweiß ist der negative führen. Jede Leitung sollte eine isolierende Hülle, 5-7 mm blanker Draht und einem Kunststoff verschlossen Spitze, die Erosion der Führung verhindert, dass durch die Haut. <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2: Cartoon zeigt richtige Entfernungsmesser Nidationsstellen auf einer Maus. Der weiße (negative) führen in der Maus im rechten oberen Brustbereich implantiert und die rote (positive) führen in der linken Bauch, so dass der Entfernungsmesser Sinne des &quot;führen zwei&quot;-Konfiguration platziert. &lt;p class = &quot;jove_content&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3: Repräsentative Wellenform einer Maus in einen normalen Sinusrhythmus. P-Welle stellt atriale Depolarisation und QRS-Komplex stellt ventrikulären Depolarisation. Ein qualitativ hochwertiges Signal sollte eine deutliche P-Welle vor jedem QRS-Komplex im Verhältnis 1:1.

<ol>
	<li>Cerrone, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bidirectional+ventricular+tachycardia+and+fibrillation+elicited+in+a+knock-in+mouse+model+carrier+of+a+mutation+in+the+cardiac+ryanodine+receptor.">Bidirectional ventricular tachycardia and fibrillation elicited in a knock-in mouse model carrier of a mutation in the cardiac ryanodine receptor.</a> Circ Res. 96 (10), e77-e77 (2005).</li><li>Chelu, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calmodulin+kinase+II-mediated+sarcoplasmic+reticulum+Ca2++leak+promotes+atrial+fibrillation+in+mice.">Calmodulin kinase II-mediated sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak promotes atrial fibrillation in mice.</a> J Clin Invest. 119 (7), 1940-1940 (1940).</li><li>Sood, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+calcium+leak+due+to+FKBP12.6+deficiency+in+mice+facilitates+the+inducibility+of+atrial+fibrillation.">Intracellular calcium leak due to FKBP12.6 deficiency in mice facilitates the inducibility of atrial fibrillation.</a> Heart Rhythm. 5 (7), 1047-1047 (2008).</li><li>Swoap, S. J., Gutilla, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+changes+during+daily+torpor+in+the+laboratory+mouse.">Cardiovascular changes during daily torpor in the laboratory mouse.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 297 (3), R769-R769 (2009).</li><li>Costa-Goncalves, d. a., C, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+multidomain+protein+spinophilin+in+blood+pressure+and+cardiac+function+regulation.">Role of the multidomain protein spinophilin in blood pressure and cardiac function regulation.</a> Hypertension. 52 (4), 702-702 (2008).</li><li>Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+electrocardiography:+an+interval+of+thirty+years.">Mouse electrocardiography: an interval of thirty years.</a> Cardiovasc Res. 45 (1), 231-231 (2000).</li></ol>

Die entscheidenden Schritte dieses Verfahrens sind ordnungsgemäße Reinigung und Vorbereitung der Maus vor dem Überleben der Operation. Wenn ein Entfernungsmesser und die Maus operative Seite ordnungsgemäß gereinigt, es gibt eine viel bessere postoperative Ergebnisse. Darüber hinaus reduziert die Aufmerksamkeit der Platzierung führen postoperativen Haut Erosion. Mögliche Änderungen an der Technik sind alternative Konfigurationen seitlichen Wand LV-Funktion (Lead I-Konfiguration), oder die Nutzung des Entfernungs...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Steri 250 Bead Sterilizer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Inotech</td>
<td>IS-250</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Blunt-Ended Scissors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roboz</td>
<td>RS-5980</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Blunt-Ended Forceps (x2)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roboz</td>
<td>RS-5138</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Veterinary Anesthesia Vaporizer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Surgivet</td>
<td>Isotec 4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>T/Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gaymar</td>
<td>P/N11184-000</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Propylene Blue Monofilament Suture</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ethicon</td>
<td>8718</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Povodone Iodine, 10%</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Equate</td>
<td>N/A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Alcohol Swabs</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PDI</td>
<td>B339</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tergazyme</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Alconox</td>
<td>21837-118</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Wavidicde-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Medical Chemical Corporation</td>
<td>Wavicide-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>ECG Telemeter</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>DataSciences International</td>
<td>EA-F20</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

ambulatory ecg recording in mice

Telemetric EKG-Aufzeichnung in Mäusen ist von wesentlicher Bedeutung für das Verständnis der Mechanismen, die hinter Arrhythmien, Reizleitungsstörungen und plötzlichen Herztod. Obwohl die Oberflächen-EKG für kurzfristige Messungen der Wellenform Abständen verwendet wird, ist es nicht für Langzeitstudien der Herzfrequenzvariabilität oder der Erfassung von seltenen Episoden von Herzrhythmusstörungen praktisch. Implantierbarer EKG Entfernungsmesser bieten die Vorteile der einfachen chirurgischen Implantation, Langzeit-Aufzeichnung von Elektrogramme in der ambulanten Mäusen und Skalierbarkeit bei gleichzeitiger Aufnahme von mehreren Tieren. Hier präsentieren wir eine Schritt-für-Schritt-Anleitung für die Implantation von Entfernungsmesser für ambulante EKG-Aufzeichnung bei Mäusen. Eine sorgfältige Einhaltung aseptische Technik ist für günstige Überlebensdaten mit der Möglichkeit der Implantation und der Aufnahme von Wochen bis Monaten erforderlich. So ist implantierbaren EKG-Telemetrie zu einem wertvollen Werkzeug für den Nachweis von kritischen Informationen auf die kardiale Elektrophysiologie in der ambulanten Tiermodellen, wie die Maus.

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Ambulatory ECG Recording in Mice

Telemetric EKG wurde als ein wesentliches Instrument bei der Beurteilung von Tiermodellen für Herzrhythmusstörungen und den plötzlichen Herztod entwickelt. Hier präsentieren wir eine schrittweise Anleitung zur telemetrischen EKG-Aufzeichnungen für den Einsatz in langfristige ambulante EKG-Überwachung in Mäusen.

Ambulante EKG-Aufzeichnung in Mäuse

Telemetric ECG recording in mice is essential to understanding the mechanisms behind arrhythmias, conduction disorders, and sudden cardiac death. Although ...

Research

JoVE Journal

Biology

23.5K Aufrufe.  Baylor College of Medicine (BCM). Telemetric EKG wurde als ein wesentliches Instrument bei der Beurteilung von Tiermodellen für Herzrhythmusstörungen und den plötzlichen Herztod entwickelt. Hier präsentieren wir eine schrittweise Anleitung zur telemetrischen EKG-Aufzeichnungen für den Einsatz in langfristige ambulante EKG-Überwachung in Mäusen.

Serie: Ambulatory ECG Recording in Mice

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Forschung

Biologie

Patch Clamp Recording of Ion Channels Expressed in  Xenopus Oocytes

Since its development by Sakmann and Neher 1, 2, the patch clamp has become established as an extremely useful technique for electrophysiological measurement of single or multiple ion channels in cells. This technique can be applied to ion channels in both their native environment and expressed in heterologous cells, such as oocytes harvested from the African clawed frog, Xenopus laevis. Here, we describe the well-established technique of patch clamp recording from Xenopus oocytes. This technique is used to measure the properties of expressed ion channels either in populations (macropatch) or individually (single-channel recording). We focus on techniques to maximize the quality of oocyte preparation and seal generation. With all factors optimized, this technique gives a probability of successful seal generation over 90 percent. The process may be optimized differently by every researcher based on the factors he or she finds most important, and we present the approach that have lead to the greatest success in our hands.

This is intended as an introduction to patch clamp recording from Xenopus laevis oocytes. It covers vitelline membrane removal, formation of a gigaohm seal (gigaseal), and the optional conversion of the patch to the outside-out topology.

Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

Since its development by Sakmann and Neher 1, 2, the patch clamp has become established as an extremely useful technique for electrophysiological ...

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

Chronic recording of large populations of neurons is a valuable technique for studying the function of neuronal circuits in awake behaving rats. Lightweight recording devices carrying a high density array of tetrodes allow for the simultaneous monitoring of the activity of tens to hundreds of individual neurons. Here we describe a protocol for the fabrication of a micro-drive array with twenty one independently movable micro-drives. This device has been used successfully to record from hippocampal and cortical neurons in our lab. We show how to prepare a custom designed, 3-D printed plastic base that will hold the micro-drives. We demonstrate how to construct the individual micro-drives and how to assemble the complete micro-drive array. Further preparation of the drive array for surgical implantation, such as the fabrication of tetrodes, loading of tetrodes into the drive array and gold-plating, is covered in a subsequent video article.

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

In this protocol we demonstrate how to fabricate a micro-drive array for chronic electrophysiological recordings in rats.

Micro-Drive-Array für chronische In vivo Recording: Drive Fabrication

Chronic recording of large populations of neurons is a valuable technique for studying the function of neuronal circuits in awake behaving rats. ...

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential amplitude of action potential signatures over the channels of a tetrode allows for the isolation of single-unit activity from multi-unit signals.  The ability to precisely control the stereotaxic location and depth of the tetrode is critical for studying coordinated neural activity across brain regions.  In combination with a micro-drive array, it is possible to achieve precise placement and stable control of many tetrodes over the course of days to weeks.  In this protocol, we demonstrate how to fabricate and condition tetrodes using basic tools and materials, install the tetrodes into a multi-drive tetrode array for chronic in-vivo recording in the rat, make ground wire connections to the micro-drive array, and attach a protective cone onto the micro-drive array in order to protect the tetrodes from physical contact with the environment.



Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

In this protocol we demonstrate how to fabricate and condition tetrodes for use with a micro-drive array, which was designed for chronic electrophysiological recordings in rats. In addition, we illustrate the final stages of micro-drive array construction, which includes installing ground wires and a protective cone.

Micro-Drive-Array für chronische In vivo Recording: Tetrode Assembly

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential ...

Measuring Blood Pressure in Mice using Volume Pressure Recording, a Tail-cuff Method

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume. A specially designed differential pressure transducer and an occlusion tail-cuff measure the total blood volume in the tail without the need to obtain the individual pulse signal. Special attention is afforded to the length of the occlusion cuff in order to derive the most accurate blood pressure readings. VPR can easily obtain readings on dark-skinned rodents, such as C57BL6 mice and is MRI compatible. The CODA system provides you with measurements of six (6) different blood pressure parameters; systolic and diastolic blood pressure, heart rate, mean blood pressure, tail blood flow, and tail blood volume. Measurements can be made on either awake or anesthetized mice or rats. The CODA system includes a controller, laptop computer, software, cuffs, animal holders, infrared warming pads, and an infrared thermometer. There are seven different holder sizes for mice as small as 8 grams to rats as large as 900 grams.

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. This tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume.

Blutdruckmessung in Mäuse mit Volume Druck Recording, ein Tail-Manschette Methode

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

Elektrophysiologische Aufzeichnung in der Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Transverse Aortic Constriction in Mice

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model for pressure overload-induced cardiac hypertrophy and heart failure.1 TAC initially leads to compensated hypertrophy of the heart, which often is associated with a temporary enhancement of cardiac contractility. Over time, however, the response to the chronic hemodynamic overload becomes maladaptive, resulting in cardiac dilatation and heart failure.2 The murine TAC model was first validated by Rockman et al.1, and has since been extensively used as a valuable tool to mimic human cardiovascular diseases and elucidate fundamental signaling processes involved in the cardiac hypertrophic response and heart failure development. When compared to other experimental models of heart failure, such as complete occlusion of the left anterior descending (LAD) coronary artery, TAC provides a more reproducible model of cardiac hypertrophy and a more gradual time course in the development of heart failure. Here, we describe a step-by-step procedure to perform surgical TAC in mice. To determine the level of pressure overload produced by the aortic ligation, a high frequency Doppler probe is used to measure the ratio between blood flow velocities in the right and left carotid arteries.3, 4 With surgical survival rates of 80-90%, transverse aortic banding is an effective technique of inducing left ventricular hypertrophy and heart failure in mice.

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model to study mechanisms underlying cardiac hypertrophy and heart failure development. Here, we describe procedures to constrict the aorta to create a reproducible degree of cardiac hypertrophy in mice.

Quer Aorten-Verengung in Mäuse

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model for pressure overload-induced cardiac hypertrophy and heart ...

Recording Multicellular Behavior in Myxococcus xanthus Biofilms using Time-lapse Microcinematography

A swarm of the &delta;-proteobacterium Myxococcus xanthus contains millions of cells that act as a collective, coordinating movement through a series of signals to create complex, dynamic patterns as a response to environmental cues. These patterns are self-organizing and emergent; they cannot be predicted by observing the behavior of the individual cells. Using a time-lapse microcinematography tracking assay, we identified a distinct emergent pattern in M. xanthus called chemotaxis, defined as the directed movement of a swarm up a nutrient gradient toward its source 1.
In order to efficiently characterize chemotaxis via time-lapse microcinematography, we developed a highly modifiable plate complex (Figure 1) and constructed a cluster of 8 microscopes (Figure 2), each capable of capturing time-lapse videos. The assay is rigorous enough to allow consistent replication of quantifiable data, and the resulting videos allow us to observe and track subtle changes in swarm behavior. Once captured, the videos are transferred to an analysis/storage computer with enough memory to process and store thousands of videos. The flexibility of this setup has proven useful to several members of the M. xanthus community.

Recording Multicellular Behavior in Myxococcus xanthus Biofilms using Time-lapse Microcinematography

To study Myxococcus xanthus swarm behavior, we have designed a time-lapse microcinematography protocol that can be modified for different assays. It employs standard growth conditions adapted for microscopy, and yields reproducible results by the use of inexpensive, reusable silicone gaskets. We have used this method to quantify multicellular chemotaxis.

Recording Multizelluläre Behavior in Myxococcus xanthus Biofilme mit Zeitraffer-Microcinematography

A swarm of the &delta;-proteobacterium Myxococcus xanthus contains millions of cells that act as a collective, coordinating movement through a series of ...

One-channel Cell-attached Patch-clamp Recording

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate depends on properties intrinsic to each channel protein as well as the mechanism by which it is generated and controlled and represents an important area of current research. Information about the operational dynamics of ion channel proteins can be obtained by observing long stretches of current produced by a single molecule. Described here is a protocol for obtaining one-channel cell-attached patch-clamp current recordings for a ligand gated ion channel, the NMDA receptor, expressed heterologously in HEK293 cells or natively in cortical neurons. Also provided are instructions on how to adapt the method to other ion channels of interest by presenting the example of the mechano-sensitive channel PIEZO1. This method can provide data regarding the channel&#8217;s conductance properties and the temporal sequence of open-closed conformations that make up the channel&#8217;s activation mechanism, thus helping to understand their functions in health and disease.

Described here is a procedure for obtaining long stretches of current recording from one ion channel with the cell-attached patch-clamp technique. This method allows for observing, in real time, the pattern of open-close channel conformations that underlie the biological signal. These data inform about channel properties in undisturbed biological membranes.

Ein-Kanal-Cell-Attached-Patch-Clamp-Aufnahme

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate ...

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. Rodents are employed by many studies to research the physiology/pathology of erectile function. Erectile function in rodents can be evaluated by measuring the intracavernosal pressure (ICP). In practice, ICP can be monitored following electrical stimulation of the cavernous nerves (CNs). The arterial pressure of the carotid artery (the mean arterial pressure) is used as the reference for ICP. Using ICP recording protocols, many key parameters of erectile function can be measured from the ICP response curve. The ICP measurement provides more information than the apomorphine-induced penile erection test, and is cheaper than telemetric monitoring of the corpus spongiosum penis, making this method the most popular one to evaluate erectile function. However, compared to the easily-performed APO-induced erectile function test, successful ICP recordings require attention to detail, practice, and adherence to the operation method. In this work, an introduction to ICP recording in rats is provided to complement the procedure efficiently.

Intracavernosal pressure recording (ICP) is an important method to evaluate the erectile function of experimental animals. Here, a detailed protocol is demonstrated for the recording procedure of ICP by catheterizing the crura penis and then electrically stimulating the cavernous nerves in rats.

Intracavernosal Druck Aufnahme, erektile Funktion bei Nagetieren zu bewerten

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...