Mark McCauley est soutenu par une NIH mentor-bourse de formation 5T32HL066991-07 Xander Wehrens est soutenu par les NIH / NHLBI subventions 1R01HL091947-01A209 et 3R01HL089598-03S109

1. Préparation du télémètre pour l&#39;implantation chirurgicale <ol><li> Avant d&#39;insérer un télémètre ECG dans la souris, il est important de s&#39;assurer du télémètre ECG est stérile et en bon état. Dispositifs de télémétrie Nouvelle sont généralement fournis dans un état stérile par le fabricant. Télémètres ECG peuvent être réutilisés à condition que le dispositif est nettoyé avec une solution Tergazyme 1% pour au moins 4 heures. Vous pouvez laver le télémètre avec de l&#39;eau stérile après nettoyage avec Tergazyme. De plus, l&#39;utilisation de désinfectant Wavicide-01 durant la nuit pour stériliser le télémètre ECG. Être sûr de laver à l&#39;eau désinfectante stérile 48 heures avant l&#39;implantation dans des souris. Conserver dans un contenant stérile. </li><li> Vérifiez le télémètre conduit à l&#39;intégrité des deux fils conducteurs et la gaine isolante. Allumez l&#39;émetteur de télémétrie à l&#39;aide d&#39;un aimant agité à 5 cm du télémètre, et de tester le signal avec une fréquence de radio AM 530,. Le signal doit être fort et clair et devrait varier en intensité et en tangage à partir de la manipulation des fils. Notez le numéro de modèle, le nombre de télémètre de série, et la valeur d&#39;étalonnage ECG. Les fabricants recommandent souvent que le télémètre doit être mis sur les 24 heures avant l&#39;implantation, consultez le manuel d&#39;instructions de votre télémètre spécifiques pour plus de détails. Dans cet exemple, nous allons utiliser un Data Sciences International (DSI) pour l&#39;implantation de télémètre. </li><li> Préparation de conduire Telemeter peut être réalisé en réduisant le négatif (blanc) conduisent à environ 3,5 cm et le positif (rouge) à 2,5 cm. Ce sont les longueurs optimales pour l&#39;implantation de la borne négative dans la poitrine à droite, et de fil positif dans l&#39;abdomen gauche (voir figure 2). Ensuite, retirez la gaine isolante pour exposer 7 mm de fil. Peindre l&#39;extrémité du câble métallique avec superglue stériles, tels que Vet-Bond, puis attacher bouchons conduire à la pointe en métal. Ces plafonds seront d&#39;éviter l&#39;érosion de peau dues au plomb de placement. Environ 2-3 mm de fil métallique doit être exposée pour la détection électrique de rythme cardiaque d&#39;origine. </li></ol> 2. L&#39;implantation chirurgicale du télémètre <ol><li> Afin d&#39;utiliser une technique stérile en chirurgie murin, vous aurez besoin des gants stériles, un champ stérile, et 6-0 sutures Prolène. Vous aurez aussi besoin de deux paires de pinces stérilisées, 1 paire de ciseaux à bouts ronds, d&#39;un scalpel, et un chauffeur de l&#39;aiguille. Les instruments chirurgicaux peuvent être stérilisés dans un stérilisateur à billes de verre chauffé à 250 degrés Celsius. Soyez sûr de stériliser et laver le télémètre, comme décrit précédemment avant de l&#39;utiliser. </li><li> Préparer la souris pour la chirurgie d&#39;abord anesthésier la souris dans une boîte à induction en utilisant 3% d&#39;isoflurane de 0,5 L / min O2 à 100%. Utilisez un coussin chauffant, comme un T-pompe, qui circule de l&#39;eau chaude, pour maintenir la température de la souris anesthésiée est. La température peut être contrôlée par une sonde rectale, si désiré. Lorsque la souris est correctement mis sous sédation, complètement rasé l&#39;abdomen et la poitrine de la souris avec une tondeuse électrique. Re-anesthésier la souris avec l&#39;isoflurane avant de transférer la souris dans un tube à débit constant, en décubitus dorsal, la tête et la queue à l&#39;opposé vers vous. Ruban bas les pattes de la souris à la table chauffée chirurgicale. Essuyez l&#39;abdomen avec une compresse imbibée d&#39;alcool pour enlever les poils rasés et de nettoyer le champ opératoire. Appliquer trois couches distinctes de la bétadine avec des tampons pour désinfecter l&#39;abdomen et du thorax. Vérifier le niveau correct de l&#39;anesthésie en appliquant une pression sur le lit de l&#39;ongle de la souris. Après la souris a été préparé pour la chirurgie, l&#39;utilisation des gants stériles et d&#39;appliquer le champ stérile pour le domaine chirurgical. </li><li> L&#39;implantation de télémètre intrapéritonéale offre l&#39;avantage de l&#39;expérimentation physiologie de l&#39;exercice. Pour l&#39;insertion intrapéritonéale, commencer la chirurgie en utilisant un scalpel afin de créer une incision verticale médiane de la peau recouvrant l&#39;abdomen environ 2,5 cm de longueur. Soigneusement séparer la peau de tissus conjonctifs sous-jacents à l&#39;aide ciseaux à bouts ronds. Ensuite, créez une incision verticale médiane dans la ligne blanche recouvrant le péritoine, soit environ 1,5 cm de longueur. De plus, créer un petit trou dans le péritoine juste au-dessus (crânienne) à l&#39;incision péritonéale, qui servira comme un débouché pour sous-cutanée conduit. Tout en exécutant la chirurgie, conserver l&#39;humidité du site opératoire par des gouttes de temps en temps une solution saline stérile sur le champ opératoire. </li><li> Insérez le télémètre dans la cavité péritonéale droite. Insérer une pince dans le trou supérieur au télémètre et tirez les deux conduit à travers le trou plomb si elles sont en saillie du péritoine. Utilisez continue 6-0 sutures pour fermer la Prolène 1,5 cm incision péritonéale ligne médiane verticale. </li></ol> 3. Plomb implantation et la fermeture abdominale <ol><li> Les dérivations sont placés dans la configuration de dérivation II. Le plomb avec la gaine blanche / transparente est négatif, et il est placé dans l&#39;abdomen supérieur gauche. D&#39;abord, créez une incision de 0,5 cm de peau en haut de la souris droite de la poitrine.Ensuite, utilisez les ciseaux émoussés pour créer un tunnel de retour à l&#39;incision abdominale. Tirez sur le cordon à travers le tunnel et l&#39;utilisation d&#39;une suture 6-0 Prolène à ancrer le conduire à le muscle pectoral. Assurez-vous que la suture est sur le dessus de la partie exposée de la tête, et crée un bon contact entre le plomb et les muscles sous-jacents. Utilisez un deuxième suture proximale à celle ci-dessus, pour immobiliser la tête vers le muscle. Fermer l&#39;incision cutanée à l&#39;aide d&#39;une suture 6-0 Prolène. </li><li> Le fil positif (gaine rouge) est placé dans l&#39;abdomen gauche en dessous du diaphragme gauche et en dessous du cœur. Le plomb est ancré dans le tissu sous-jacentes péritonéale par 6-0 suture Prolène et devrait avoir un bon contact avec le tissu péritonéal. Une incision supplémentaire n&#39;est pas nécessaire dans cette étape, car le site d&#39;implantation plomb est proche de l&#39;incision verticale médiane, ce qui peut être facilement accessible avec le champ existant chirurgicale. Notez que le tissu péritonéal doit être levé pour éviter la perforation de l&#39;intestin sous-jacent. </li><li> Fermer l&#39;aponévrose abdominale et la peau séquentiellement avec 6-0 Prolène en couches. </li></ol> 4. Soins postopératoires <ol><li> Donner la souris 0,1 mL [1 mg / ml] buprénorphine pour l&#39;analgésie post-opératoire immédiat. Laissez la souris pour récupérer de la chirurgie sur un coussin chauffant. Si la souris a subi une chirurgie prolongée&gt; 30 min, ou si la souris semble sec, vous pouvez injecter de 0,2 à 0,3 ml de solution saline stérile dans le péritoine pour la réhydratation. Pour poursuivi l&#39;analgésie postopératoire, il est pratique courante d&#39;offrir des souris avec la buprénorphine deux fois par jour pendant trois jours, puis au besoin toutes les huit heures. </li><li> Nettoyez la bétadine avec un tampon d&#39;alcool pour éviter les irritations post-chirurgicale. N&#39;oubliez pas d&#39;enregistrer le poids post-opératoire pour la détermination ultérieure de post-chirurgicale de la santé. </li><li> 8-24 heures après la chirurgie, la souris donnent une analgésie supplémentaire avec la buprénorphine en cas de besoin, car cela permettra de réduire la douleur et réduire l&#39;échec le placement le plomb de la souris se griffant le site post-chirurgicale. </li></ol> 5. Les résultats représentatifs Quand elle est réalisée correctement, la souris doit avoir fermée avec des incisions abdominales sous-cutanées conduit sous la peau. Habituellement, la souris prend 10-30 minutes pour se remettre de l&#39;anesthésie. Il faut environ 7-10 jours avant les souris ont complètement récupéré de la chirurgie, comme en témoigne la récupération de la perte de poids post-opératoire et la normalisation de la mobilité. La complication la plus fréquente de la chirurgie est l&#39;érosion des membres conduit à travers la peau dans les 10 premiers jours après la chirurgie. Cette complication courante peuvent être évités en adhérant solidement sous-cutanée conduit à sous-cutanée des tissus ou du péritoine. Cette technique évite conduit mou, qui créent des pressions et des frottements sur la peau lorsque la souris ambulates. Bien que moins fréquente, l&#39;infection et la septicémie peut survenir à des erreurs de technique stérile, ou du nettoyage incomplet des télémètres utilisés. Sortie ECG peut être enregistré par une matrice de récepteur couplé avec un logiciel d&#39;acquisition de données, telles que Data Sciences International (DSI). Waveform résultats devraient inclure une vague clairement défini P, dénotant une dépolarisation auriculaire, et aussi une vague de QRS qui signifie dépolarisation ventriculaire, comme le montre la figure 3 ci-dessous. Une bonne qualité de tracé ECG devrait avoir une vague clairement défini P précédant une vague de QRS clairement définies dans un rapport 1:1. Il devrait être faible signal de fond et les intervalles RR devrait être réguliers dans les souris de type sauvage. Une mauvaise qualité de tracé ECG peut avoir indistincte P ou ondes QRS, ou signal de fond, qui peut rendre l&#39;analyse informatique ultérieur difficile. Un pauvre tracé ECG peut être fixé par des fils de télémètre réimplanter, généralement un à la fois. Pour réimplanter une avance de télémètre, placer la souris sous anesthésie, et en utilisant la technique chirurgicale, faire une incision dans la peau reposant directement sur le fil en question. Lorsque le plomb est accessible, couper la suture d&#39;ancrage du plomb, et déplacer le conduire à l&#39;endroit désiré avant de mouiller la tête à nouveau. Enfin, près du site chirurgical avec 6-0 Prolène. <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1: Un exemple d&#39;un télémètre petit animal avec des fils positifs et négatifs. En général, le fil rouge est le fil positif, et le blanc de plomb est le fil négatif. Chaque responsable doit avoir une gaine isolante, de 5-7 mm de fil exposés, et un bout de plastique plafonné, ce qui empêche l&#39;érosion du plomb à travers la peau. <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2: Bande dessinée montrant appropriée des sites d&#39;implantation de télémètre sur une souris. Le blanc (négatif) le plomb est implanté dans le droit de la souris haut de la poitrine, et le rouge (positif) le plomb est placé dans l&#39;abdomen gauche, telles que le sens du télémètre &quot;avance de deux&quot; de configuration. &lt;p class = &quot;jove_content&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig3.jpg" alt="Figure 3" /> Figure 3: forme d&#39;onde représentant d&#39;une souris dans un rythme sinusal normal. Onde P représente la dépolarisation auriculaire et du complexe QRS représente la dépolarisation ventriculaire. Une forme d&#39;onde de haute qualité devrait avoir une onde P distincts qui précède chaque complexe QRS dans un rapport 1:1.

<ol>
	<li>Cerrone, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bidirectional+ventricular+tachycardia+and+fibrillation+elicited+in+a+knock-in+mouse+model+carrier+of+a+mutation+in+the+cardiac+ryanodine+receptor.">Bidirectional ventricular tachycardia and fibrillation elicited in a knock-in mouse model carrier of a mutation in the cardiac ryanodine receptor.</a> Circ Res. 96 (10), e77-e77 (2005).</li><li>Chelu, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calmodulin+kinase+II-mediated+sarcoplasmic+reticulum+Ca2++leak+promotes+atrial+fibrillation+in+mice.">Calmodulin kinase II-mediated sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak promotes atrial fibrillation in mice.</a> J Clin Invest. 119 (7), 1940-1940 (1940).</li><li>Sood, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+calcium+leak+due+to+FKBP12.6+deficiency+in+mice+facilitates+the+inducibility+of+atrial+fibrillation.">Intracellular calcium leak due to FKBP12.6 deficiency in mice facilitates the inducibility of atrial fibrillation.</a> Heart Rhythm. 5 (7), 1047-1047 (2008).</li><li>Swoap, S. J., Gutilla, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+changes+during+daily+torpor+in+the+laboratory+mouse.">Cardiovascular changes during daily torpor in the laboratory mouse.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 297 (3), R769-R769 (2009).</li><li>Costa-Goncalves, d. a., C, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+multidomain+protein+spinophilin+in+blood+pressure+and+cardiac+function+regulation.">Role of the multidomain protein spinophilin in blood pressure and cardiac function regulation.</a> Hypertension. 52 (4), 702-702 (2008).</li><li>Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+electrocardiography:+an+interval+of+thirty+years.">Mouse electrocardiography: an interval of thirty years.</a> Cardiovasc Res. 45 (1), 231-231 (2000).</li></ol>

Les étapes essentielles de cette procédure sont le nettoyage et la préparation de la souris avant la chirurgie survie. Quand un télémètre et le site opératoire de la souris sont bien nettoyés, il ya un bien meilleur résultat post-opératoire. De plus, une attention particulière à mener de placement réduit l&#39;érosion cutanée post-chirurgicale. D&#39;éventuelles modifications à la technique incluent des configurations alternatives pour évaluer latéraux LV mur de la fonction (plomb, je configuration), ...

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		<div>
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		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Steri 250 Bead Sterilizer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Inotech</td>
<td>IS-250</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Blunt-Ended Scissors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roboz</td>
<td>RS-5980</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Blunt-Ended Forceps (x2)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roboz</td>
<td>RS-5138</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Veterinary Anesthesia Vaporizer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Surgivet</td>
<td>Isotec 4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>T/Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gaymar</td>
<td>P/N11184-000</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Propylene Blue Monofilament Suture</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ethicon</td>
<td>8718</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Povodone Iodine, 10%</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Equate</td>
<td>N/A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Alcohol Swabs</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PDI</td>
<td>B339</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tergazyme</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Alconox</td>
<td>21837-118</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Wavidicde-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Medical Chemical Corporation</td>
<td>Wavicide-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>ECG Telemeter</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>DataSciences International</td>
<td>EA-F20</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

ambulatory ecg recording in mice

Télémétrique ECG d&#39;enregistrement chez la souris est essentielle pour comprendre les mécanismes derrière les arythmies, des troubles de conduction, et la mort cardiaque subite. Bien que l&#39;ECG de surface est utilisé à court terme des mesures d&#39;intervalles de forme d&#39;onde, il n&#39;est pas pratique pour les études à long terme de la variabilité du rythme cardiaque ou la capture d&#39;épisodes rares d&#39;arythmies. Implantables télémètres ECG offrent les avantages de l&#39;implantation chirurgicale simple, un enregistrement longue durée d&#39;électrogrammes chez la souris ambulatoires et d&#39;évolutivité avec des enregistrements simultanés de plusieurs animaux. Ici, nous présentons un guide étape par étape pour l&#39;implantation de télémètres pour ECG enregistrement ambulatoire chez la souris. Respect scrupuleux de la technique aseptique est nécessaire pour la survie des résultats favorables à la possibilité d&#39;implantation et l&#39;enregistrement de quelques semaines à quelques mois. Ainsi, la télémétrie ECG implantable est un outil précieux pour la détection des informations critiques sur l&#39;électrophysiologie cardiaque dans des modèles animaux ambulatoires tels que la souris.

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Ambulatory ECG Recording in Mice

Télémétrique ECG a émergé comme un outil essentiel dans l&#39;évaluation de modèles animaux pour des arythmies cardiaques et de mort cardiaque subite. Ici, nous présentons un guide pas à pas pour les enregistrements ECG télémétrique pour une application à long terme surveillance ECG ambulatoire chez la souris.

Ambulatoires enregistrement de l&#39;ECG chez des souris

Telemetric ECG recording in mice is essential to understanding the mechanisms behind arrhythmias, conduction disorders, and sudden cardiac death. Although ...

Research

JoVE Journal

Biology

23.5K vues.  Baylor College of Medicine (BCM). Télémétrique ECG a émergé comme un outil essentiel dans l'évaluation de modèles animaux pour des arythmies cardiaques et de mort cardiaque subite. Ici, nous présentons un guide pas à pas pour les enregistrements ECG télémétrique pour une application à long terme surveillance ECG ambulatoire chez la souris.

Vidéo: Ambulatory ECG Recording in Mice

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

Transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Recherche

Biologie

Patch Clamp Recording of Ion Channels Expressed in  Xenopus Oocytes

Since its development by Sakmann and Neher 1, 2, the patch clamp has become established as an extremely useful technique for electrophysiological measurement of single or multiple ion channels in cells. This technique can be applied to ion channels in both their native environment and expressed in heterologous cells, such as oocytes harvested from the African clawed frog, Xenopus laevis. Here, we describe the well-established technique of patch clamp recording from Xenopus oocytes. This technique is used to measure the properties of expressed ion channels either in populations (macropatch) or individually (single-channel recording). We focus on techniques to maximize the quality of oocyte preparation and seal generation. With all factors optimized, this technique gives a probability of successful seal generation over 90 percent. The process may be optimized differently by every researcher based on the factors he or she finds most important, and we present the approach that have lead to the greatest success in our hands.

This is intended as an introduction to patch clamp recording from Xenopus laevis oocytes. It covers vitelline membrane removal, formation of a gigaohm seal (gigaseal), and the optional conversion of the patch to the outside-out topology.

Enregistrement Patch Clamp des canaux ioniques exprimés dans les oocytes de Xenopus

Since its development by Sakmann and Neher 1, 2, the patch clamp has become established as an extremely useful technique for electrophysiological ...

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

Chronic recording of large populations of neurons is a valuable technique for studying the function of neuronal circuits in awake behaving rats. Lightweight recording devices carrying a high density array of tetrodes allow for the simultaneous monitoring of the activity of tens to hundreds of individual neurons. Here we describe a protocol for the fabrication of a micro-drive array with twenty one independently movable micro-drives. This device has been used successfully to record from hippocampal and cortical neurons in our lab. We show how to prepare a custom designed, 3-D printed plastic base that will hold the micro-drives. We demonstrate how to construct the individual micro-drives and how to assemble the complete micro-drive array. Further preparation of the drive array for surgical implantation, such as the fabrication of tetrodes, loading of tetrodes into the drive array and gold-plating, is covered in a subsequent video article.

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

In this protocol we demonstrate how to fabricate a micro-drive array for chronic electrophysiological recordings in rats.

Micro-drive tableau pour les maladies chroniques In vivo Enregistrement: Disque de fabrication

Chronic recording of large populations of neurons is a valuable technique for studying the function of neuronal circuits in awake behaving rats. ...

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential amplitude of action potential signatures over the channels of a tetrode allows for the isolation of single-unit activity from multi-unit signals.  The ability to precisely control the stereotaxic location and depth of the tetrode is critical for studying coordinated neural activity across brain regions.  In combination with a micro-drive array, it is possible to achieve precise placement and stable control of many tetrodes over the course of days to weeks.  In this protocol, we demonstrate how to fabricate and condition tetrodes using basic tools and materials, install the tetrodes into a multi-drive tetrode array for chronic in-vivo recording in the rat, make ground wire connections to the micro-drive array, and attach a protective cone onto the micro-drive array in order to protect the tetrodes from physical contact with the environment.



Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

In this protocol we demonstrate how to fabricate and condition tetrodes for use with a micro-drive array, which was designed for chronic electrophysiological recordings in rats. In addition, we illustrate the final stages of micro-drive array construction, which includes installing ground wires and a protective cone.

Micro-drive tableau pour les maladies chroniques In vivo Enregistrement: Assemblée Tétrode

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential ...

Measuring Blood Pressure in Mice using Volume Pressure Recording, a Tail-cuff Method

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume. A specially designed differential pressure transducer and an occlusion tail-cuff measure the total blood volume in the tail without the need to obtain the individual pulse signal. Special attention is afforded to the length of the occlusion cuff in order to derive the most accurate blood pressure readings. VPR can easily obtain readings on dark-skinned rodents, such as C57BL6 mice and is MRI compatible. The CODA system provides you with measurements of six (6) different blood pressure parameters; systolic and diastolic blood pressure, heart rate, mean blood pressure, tail blood flow, and tail blood volume. Measurements can be made on either awake or anesthetized mice or rats. The CODA system includes a controller, laptop computer, software, cuffs, animal holders, infrared warming pads, and an infrared thermometer. There are seven different holder sizes for mice as small as 8 grams to rats as large as 900 grams.

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. This tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume.

Mesurer la pression sanguine chez des souris en utilisant enregistrement de la pression du volume, une méthode Queue-coiffe

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

Enregistrement électrophysiologique dans le Drosophile Embryon

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Transverse Aortic Constriction in Mice

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model for pressure overload-induced cardiac hypertrophy and heart failure.1 TAC initially leads to compensated hypertrophy of the heart, which often is associated with a temporary enhancement of cardiac contractility. Over time, however, the response to the chronic hemodynamic overload becomes maladaptive, resulting in cardiac dilatation and heart failure.2 The murine TAC model was first validated by Rockman et al.1, and has since been extensively used as a valuable tool to mimic human cardiovascular diseases and elucidate fundamental signaling processes involved in the cardiac hypertrophic response and heart failure development. When compared to other experimental models of heart failure, such as complete occlusion of the left anterior descending (LAD) coronary artery, TAC provides a more reproducible model of cardiac hypertrophy and a more gradual time course in the development of heart failure. Here, we describe a step-by-step procedure to perform surgical TAC in mice. To determine the level of pressure overload produced by the aortic ligation, a high frequency Doppler probe is used to measure the ratio between blood flow velocities in the right and left carotid arteries.3, 4 With surgical survival rates of 80-90%, transverse aortic banding is an effective technique of inducing left ventricular hypertrophy and heart failure in mice.

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model to study mechanisms underlying cardiac hypertrophy and heart failure development. Here, we describe procedures to constrict the aorta to create a reproducible degree of cardiac hypertrophy in mice.

Constriction aortique transverse chez la souris

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model for pressure overload-induced cardiac hypertrophy and heart ...

Recording Multicellular Behavior in Myxococcus xanthus Biofilms using Time-lapse Microcinematography

A swarm of the &delta;-proteobacterium Myxococcus xanthus contains millions of cells that act as a collective, coordinating movement through a series of signals to create complex, dynamic patterns as a response to environmental cues. These patterns are self-organizing and emergent; they cannot be predicted by observing the behavior of the individual cells. Using a time-lapse microcinematography tracking assay, we identified a distinct emergent pattern in M. xanthus called chemotaxis, defined as the directed movement of a swarm up a nutrient gradient toward its source 1.
In order to efficiently characterize chemotaxis via time-lapse microcinematography, we developed a highly modifiable plate complex (Figure 1) and constructed a cluster of 8 microscopes (Figure 2), each capable of capturing time-lapse videos. The assay is rigorous enough to allow consistent replication of quantifiable data, and the resulting videos allow us to observe and track subtle changes in swarm behavior. Once captured, the videos are transferred to an analysis/storage computer with enough memory to process and store thousands of videos. The flexibility of this setup has proven useful to several members of the M. xanthus community.

Recording Multicellular Behavior in Myxococcus xanthus Biofilms using Time-lapse Microcinematography

To study Myxococcus xanthus swarm behavior, we have designed a time-lapse microcinematography protocol that can be modified for different assays. It employs standard growth conditions adapted for microscopy, and yields reproducible results by the use of inexpensive, reusable silicone gaskets. We have used this method to quantify multicellular chemotaxis.

Enregistrement Comportement multicellulaire en<em&gt; Myxococcus xanthus</em&gt; Les biofilms en utilisant Time-lapse microcinématographie

A swarm of the &delta;-proteobacterium Myxococcus xanthus contains millions of cells that act as a collective, coordinating movement through a series of ...

One-channel Cell-attached Patch-clamp Recording

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate depends on properties intrinsic to each channel protein as well as the mechanism by which it is generated and controlled and represents an important area of current research. Information about the operational dynamics of ion channel proteins can be obtained by observing long stretches of current produced by a single molecule. Described here is a protocol for obtaining one-channel cell-attached patch-clamp current recordings for a ligand gated ion channel, the NMDA receptor, expressed heterologously in HEK293 cells or natively in cortical neurons. Also provided are instructions on how to adapt the method to other ion channels of interest by presenting the example of the mechano-sensitive channel PIEZO1. This method can provide data regarding the channel&#8217;s conductance properties and the temporal sequence of open-closed conformations that make up the channel&#8217;s activation mechanism, thus helping to understand their functions in health and disease.

Described here is a procedure for obtaining long stretches of current recording from one ion channel with the cell-attached patch-clamp technique. This method allows for observing, in real time, the pattern of open-close channel conformations that underlie the biological signal. These data inform about channel properties in undisturbed biological membranes.

Un canal cellulaire attaché patch-clamp enregistrement

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate ...

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. Rodents are employed by many studies to research the physiology/pathology of erectile function. Erectile function in rodents can be evaluated by measuring the intracavernosal pressure (ICP). In practice, ICP can be monitored following electrical stimulation of the cavernous nerves (CNs). The arterial pressure of the carotid artery (the mean arterial pressure) is used as the reference for ICP. Using ICP recording protocols, many key parameters of erectile function can be measured from the ICP response curve. The ICP measurement provides more information than the apomorphine-induced penile erection test, and is cheaper than telemetric monitoring of the corpus spongiosum penis, making this method the most popular one to evaluate erectile function. However, compared to the easily-performed APO-induced erectile function test, successful ICP recordings require attention to detail, practice, and adherence to the operation method. In this work, an introduction to ICP recording in rats is provided to complement the procedure efficiently.

Intracavernosal pressure recording (ICP) is an important method to evaluate the erectile function of experimental animals. Here, a detailed protocol is demonstrated for the recording procedure of ICP by catheterizing the crura penis and then electrically stimulating the cavernous nerves in rats.

Enregistrement de la pression intracaverneuse afin d’évaluer la fonction érectile chez les rongeurs

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...